Summary
Questo studio descrive una procedura chirurgica semplificata e tecnica per l'effettuazione di stimolazione del nervo cavernoso con l'isolamento del nervo-elettrodo complesse utilizzando colla siliconica e misurazione della pressione intracavernosa.
Abstract
La stimolazione del nervo cavernoso (CN) e misurazione della pressione intracavernosa (ICP) sono stati ampiamente utilizzati per testare e valutare le terapie per la disfunzione erettile. Tuttavia, i metodi utilizzati variano tra laboratori e insidie esistono ancora. L'obiettivo di questo studio era di descrivere una tecnica chirurgica che fornirebbe un modello affidabile e riproducibile. Esponendo il muscolo ischiocavernosus al relativo punto di inserimento sulla tuberosità ischiatica, i crus del pene potrebbero essere cannulati con dissezione minima e la ferita alle strutture coinvolte nella funzione erettile. Stimolazione ripetuta della NC, senza la necessità per il sollevamento e l'essiccazione, è stata realizzata utilizzando un 125 µm bipolare elettrodo d'argento e colla al silicone biocompatibile per isolare il complesso elettrodo-nervo. Questo metodo impedisce neuropraxia riducendo stretching e asciugatura del nervo e fornisce un completo isolamento del nervo, negando la dispersione elettrica e prevenire la stimolazione di vie alternative.
Introduction
Studio in vivo della funzione erettile in animali da esperimento iniziato nel 1863 con il pionieristico lavoro sperimentale di Eckhard1. Elettrostimolazione dei nervi pelvici è stato usato per indurre l'ICP aumentato nei cani. Nel corso del 20° secolo, protocolli sperimentali simili sono stati usati in più grandi animali come cani, scimmie, gatti e conigli. Valutazione della funzione erettile in un ratto è stata sviluppata da Quinlan et nel 19892. Il metodo da allora è stato modificato e aggiornato da numerosi altri gruppi34. Oggi, il ratto è il più ampiamente usato modello animale per studiare la patologia della disfunzione erettile e valutare le possibilità di trattamento emergente. Le fasi principali della procedura sono, registrazione pressione arteriosa sistemica utilizzando una linea nell'arteria carotica, inserimento di una canula del crus del pene misura ICP e stimolazione della NC per indurre un aumento ICP. Anche se diversi ricercatori hanno raffinato il modello, sua riproducibilità rimane un problema, e risultati variabili sono stati segnalati da diversi laboratori. Persistono ancora parecchie insidie.
Precedenti articoli5,6,7,8,9,10 descrivono l'uso di esposizione completa del pene con degloving del pene per inserimento di una canula corpo cavernoso. Non si tratta di un approccio ottimale come manipolazione e dissezione dirompente provoca lesioni alle strutture, che sono essenziali per la funzione erettile. La dissezione della NC è stata descritta bene10,11, ma la stimolazione del nervo non è ottima a causa di molteplici fattori che potrebbero influenzare i risultati sperimentali. La tecnica di stimolazione CN include il nervo dal tessuto circostante di sollevamento tirando sull'elettrodo bipolare gancio, che viene posizionato intorno al nervo, e asciugatura del nervo prima di ogni stimolo. Questo può portare a vari gradi di danno del nervo e dispersione di corrente elettrica, risultante in una risposta diminuita o falso aumento ICP attraverso la stimolazione di vie alternative per es., muscoli del pavimento pelvico, vescica e gastrointestinali tratto12. Tutti questi fattori limitano la riproducibilità.
Durante il nostro studio, abbiamo osservato che la profondità e il tipo di anestesia avere un effetto profondo su ICP. Anestetici utilizzati sono sodio pentobarbital, chetamina/xilazina o ketamina/midazolam iniezione o inalazione isoflurane/ossigeno.
Qui descriviamo un metodo chirurgico semplificato e fornire dati a sostegno di standardizzazione del protocollo sperimentale.
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Protocol
Gli animali sono stati alloggiati nella University of Southern Denmark animale cura struttura secondo le linee guida istituzionali. Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati effettuati in conformità con la guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Si tratta di un intervento di chirurgia acuta, non-sopravvivenza.
1. preparazione della tubazione, elettrodo e strumenti per l'intervento chirurgico
- Utilizzare i seguenti strumenti di microchirurgia: forbici chirurgiche, micro-forbici angolate, un tessuto forcipe, una coppia di Dumont #7 e #5 micro pinzetta, un porta-aghi micro e divaricatori.
Nota: Come si tratta di una procedura di acuta, non è necessario che gli strumenti da sterilizzare. Dopo l'uso, pulire e asciugare le punte con etanolo al 70%. - Immergere il tubo in etanolo al 70% e poi lavare con sterile 0,9% NaCl con l'eparina 100 U/mL prima dell'uso. Lasciare il tubo riempito per evitare di introdurre bolle d'aria nel sistema.
- Tagliare un pezzo di lunghezza di 20-30 cm di tubi di polietilene (PE)-50 per rendere un catetere per la misurazione di ICP. Assicurarsi che la tubazione sia più breve possibile per ridurre la pressione di bagnatura.
- Piegare una sterile G 24 ago-laterale fino a quando l'ago si rompe in mezzo. Collegare il pezzo con lo smusso all'estremità distale del tubo PE per l'inserimento nel crus del pene. Inserire l'altra metà all'hub per il collegamento al trasduttore di pressione. Riempire il sistema con soluzione fisiologica eparinata (100 U/mL).
- Per rendere il bipolare elettrodo rivestito di Teflon, taglio due 125 µm argento fili di uguale lunghezza. Utilizzare un pezzo di nastro adesivo per fissare i fili al bordo del tavolo e avvitarli insieme. Successivamente, fissare l'elettrodo su una piastra nera.
- Praticare una piccola incisione in Teflon e utilizzare #5 micro pinze per una lunghezza di 4-5 mm di rivestimento in Teflon fuori le punte degli elettrodi della striscia. Tagliare le punte con un bisturi per raggiungere persino la lunghezza e creare ganci piegando le estremità intorno il bordo non tagliente di una lama di bisturi.
- Nastro l'elettrodo con il fine che si estende leggermente sopra il bordo della lastra del nero con i ganci rivolti verso l'alto. Mescolare la colla del silicio su una piastra di plastica per 10 s e avvolgere una colla bolla intorno all'elettrodo 1-2 mm dal gancio.
- Lasciare asciugare per circa 5 min prima dell'uso (Figura 1). Striscia il Teflon da una sezione più lunga su altra estremità, per consentire la connessione allo stimolatore.
Nota: Con ri-fare i ganci all'estremità distale, l'elettrodo può essere riutilizzato molte volte.
2. preparazione dell'animale
- Dopo anestetizzare l'animale, radersi la metà inferiore dell'addome, collo e perineo. Spazzolare l'animale con alcool al 70% seguita da povidone-iodio tre volte. Posto il ratto su un pad riscaldato chirurgico in posizione supina. Applicare unguento oculare IFP e passare l'anestesia ad un cono di naso con 2,5% isoflurane e 0,8 L/min di ossigeno come l'elemento portante.
Nota: Regolare il livello di isoflurano e ossigeno per raggiungere un livello accettabile di anestesia.
3. prechirurgica preparazione
- Eseguire l'intera procedura chirurgica sotto un microscopio operativo: un ingrandimento che vanno da 3.15 X a 20x è sufficiente. Utilizzare guanti e mantenere un ambiente pulito in tutto l'intervento chirurgico. Posto il ratto su un drappo.
4. Ischiocavernosus muscolo dissezione per la misurazione di ICP
- Utilizzare un bisturi, Forbici rette e Dumont #7 micro forcipe per rendere un 1 cm verticale curvo laterale di 5 mm di incisione della pelle al midline inizia a livello della base del pene e si estende verso il basso (Figura 2A). Utilizzare un cotton fioc e separare con cura la fascia laterale allo scroto (Figura 2B). Dopo la fascia di dissezione, allegare divaricatori e palpare con un cotone-punta-swap per trovare la tuberosita ' ischiatica (Figura 2).
- Sezionare attraverso il tessuto adiposo mediale di questo punto fino a quando viene visualizzato il muscolo ischiocavernosus (Figura 3A). Utilizzare una coppia Dumont #7 micro pinzetta e longitudinalmente separare il muscolo. La tunica albuginea apparirà come una struttura bianca luminosa (Figura 3B). Utilizzando micro pinze e forbici micro, esporre la tunica albuginea adeguatamente per vedere il suo corso (Figura 3).
- Dopo la calibrazione delle impostazioni di sistema, inserire il tubo attraverso la pelle sul perineo, assicurandosi che si corre parallela ai crus del pene (Figura 4). Lasciare la riga nel posto e mantenere umido con soluzione fisiologica l'incisione.
5. CN dissezione per stimolazione
- Fare un 2 cm inferiore, incisione addominale del midline attraverso la pelle utilizzando, in primo luogo, un bisturi e poi un paio di Forbici rette e micro forcipe. Creare una corrispondenza incisione attraverso la fascia lungo la linea alba e il tessuto muscolare sottostante per esporre la vescica e la prostata.
- Utilizzare retrattori per ottenere buona esposizione. Utilizzare tamponi di cotone-suggerimento per separare la prostata dal tessuto adiposo per ottenere la visualizzazione libera del ganglio pelvico principale (MPG) e CN, in esecuzione sull'aspetto dorsolateral della prostata (Figura 5).
- Dopo la visualizzazione del MPG e CN, accuratamente incise la fascia che ricopre il nervo distale a MPG 2-5mm con micro-forbici angolate (Figura 6a). Con l'uso di forcipe micro #5, diffondere il tessuto su ogni lato del nervo e di sotto di esso per liberare una parte lunga 4 mm (Figura 6b) e far scorrere una sutura di 9-0 sotto il nervo (Figura 6C).
- Elevare il nervo leggermente con l'aiuto della sutura (Figura 7a) per facilitare il posizionamento dei ganci dell'elettrodo bipolare intorno al nervo (Figura 7b). Lasciate che un mix di assistente della colla al silicone bicomponente con la punta di un'insulina ago per 5 s. a secco il nervo e applicare la colla sulla zona intorno i ganci ed il nervo (Figura 7C, sviluppo). Mantenere elevato il nervo, tirando leggermente l'elettrodo per circa 1 min consentire la colla si asciughi.
- Rimuovere i divaricatori, fatta eccezione per i divaricatori sul lato destro per evitare qualsiasi trazione o torsione dell'elettrodo. Bagnare gli organi esposti con salina e laica garza imbevuta di soluzione fisiologica sopra l'incisione.
6. inserimento di una canula corpo cavernoso per la misurazione di ICP
- Ripristinare la visualizzazione della tunica albuginea utilizzando retrattori. Assicurarsi di non attaccare i retrattori al muscolo ischiocavernosus come falserà la crus.
- Fissare l'ago e irrigare il tubo con soluzione fisiologica eparinizzata prima introduzione nella tunica albuginea. Mantenere la tunica albuginea allungata, utilizzando Dumont #7 micro pinzetta in una mano (non dominante), che tiene la tunica albuginea e il resto del muscolo sovrastante distale al punto di inserimento. Tenendo l'ago con il forcipe dritto micro in altra mano dominante e assicurarsi di introdurlo parallelo con il corso del corpo cavernoso (Figura 8).
- Spingere l'ago 5-8 mm nel corpo cavernoso. Sciacquare il tubo e premere sulla crus per testare la linea (Figura 9). Assicurarsi che non vi siano perdite. Fissare il tubo al tavolo con nastro adesivo per evitare accidentali tirando sulla linea. Rimuovere i divaricatori.
7. stimolazione della NC
- Con il programma di registrazione (ad es., Spike 2) continuamente in esecuzione, registrare la pressione arteriosa sia intracavernous e media.
- Impostare i parametri seguenti su uno stimolatore (ad es., SD9 erba strumenti, Vedi Tabella materiali) per stimolazione CN: corrente a 1,5 mA, frequenza 16 Hz, tensione a 3 V e larghezza di impulso a 5 ms. applicare 50 s di stimolazione con un minimo di 1 min di riposo tra stimolazioni.
Nota: Le stimolazioni prime generalmente frutto in risposta diminuita (Figura 10).
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Representative Results
L'uso di questo protocollo con le impostazioni raccomandate per l'elettrostimolazione, nell'ambito dell'anestesia per inalazione con isoflurano 2,0% ossigeno 0,8 L/min, dovrebbe produrre risultati come mostrato in Figura 11 e Figura12, dove c'è più, schiena contro schiena stimolazioni tra 75-80 mm Hg. Figura 13 Mostra la stessa risposta stabile sopra una stimolazione di 20 min con la risposta stabile a 73-77 mm Hg. prova la linea per la misura di ICP vampate di calore del tubo e toccando sulla crus (Figura 9). La risposta rapida al basale è il segno distintivo di una linea ben piazzato. Se l'integrità della tunica albuginea è danneggiato, il test sarebbe causare pressione di picco più bassa e lenta risposta al basale dopo lo svuotamento e la spillatura e una diminuita risposta quando stimolando (Figura 14). Ci sarebbe anche perdita del NaCl eparinizzato quando vampate di calore e sanguinamento durante stimolazioni.
I tipi e livelli di anestesia, nonché l'uso di ossigeno ha avuto un grande impatto su ICP. Figura 15 viene illustrato l'effetto dei diversi livelli di isoflurane su ICP, con sia una risposta in diminuzione e meno stabile altopiano. Con isoflurano al 2%, ci era una risposta stabile nella misura ICP con stimolazioni multiple su 78 mm Hg. aumentando la concentrazione di isoflurane al 3,5%, tuttavia, ha provocato una rapida diminuzione di 50% a 34 mm Hg in multiple, successive stimolazioni. Lo stesso effetto è stato osservato quando passa l'isoflurano dal 2,0% al 3,0%, dove un 19% diminuire in risposta è stata osservata, e dal 2,5% al 5%, dove un ancora più veloce diminuzione della risposta del 70% è stato visto. Pressione sanguigna è rimanere stabile durante tutte le stimolazioni. In ratti anestetizzati usando l'anestesia di isoflurano/ossigeno durante la chirurgia e stimolazioni iniziale, che poi hanno ricevuto 25% della dose raccomandata di fentanil/midazolam (mentre l'isoflurano è stato interrotto), c'era, ma una risposta allo stesso modo stabile aumentato del 25% durante l'anestesia di fentanil/midazolam rispetto al isoflurano (Figura 16).
Somministrazione di ossigeno attraverso un cono di naso ha aumentato la saturazione di ossigeno nel sangue da 61-75% al 99-100% in circa 20 s. Quando è stata fermata l'ossigenazione, la stessa diminuzione è stato visto oltre circa 1 min. pressione sanguigna era stabile durante le stimolazioni, ma la somministrazione di ossigeno attraverso un cono di naso (0,8 L/min) ha avuto un grande effetto sulla misura massima ICP, riducendolo da 35-45% in back to back stimolazioni (Figura 17).
Figura 1 . L'elettrodo d'argento rivestito Teflon bipolare. (A) colla bolla nella zona di transizione tra l'elettrodo patinato e non patinato. (B) distale 2 cm dell'elettrodo strettamente braded. (C) non patinate ganci parallele distanziate di 1 mm. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2 . Dissezione del corpo cavernoso – punti di riferimento. Incisione cutanea di (A) 1 cm verticale, laterale iniziale verso il basso di 2 mm dalla base del pene. (B) laterale di Fascia allo scroto separati utilizzando tamponi con punta di cotone. (C) vista del campo operatorio dopo il posizionamento dei divaricatori (pm: muscolo pyramidalis, esso: punto di inserimento dei cru alla tuberosità ischiatica). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 . Esponendo la tunica albuginea. (A) il muscolo ischiocavernosus (freccia). (B) albuginea di Tunica (freccia). Ingrandimento di bassa potenza (C) Mostra il corso del corpo cavernoso. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 4 . Linea per la registrazione di pressione cavernoso. Ago introdotto attraverso la pelle sul perineo che corre parallela con corpo cavernoso (freccia). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 5 . Esposizione del MPG contrassegnato dalla freccia e CN in esecuzione verticale sull'aspetto dorsolateral della prostata. Ganglio pelvico principale (MPG) contrassegnato da una freccia, nervo cavernoso (CN). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 6 . Dissezione del nervo cavernoso. (A) la fascia che ricopre il nervo cavernoso con micro-forbici di taglio. (B) che separa il nervo dal tessuto di fondo utilizzando micro forcipe. (C) ponendo una legatura di 9-0 sotto il nervo. Ganglio pelvico principale (MPG) contrassegnato da una freccia, nervo cavernoso (CN). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 7 . Aggancio del nervo. (A) elevando il nervo tirando delicatamente la sutura. (B) nervo che riposa nei ganci dell'elettrodo. (C) nervo ed elettrodo complesso isolato con la colla di silicone biocompatibile. (D) bolla colla supplementare aggiunta isolare completamente il complesso del nervo-elettrodo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 8 . Inserimento di una canula della tunica albuginea. Un ago di 23 G collegato al tubo di PE-50 inserito la tunica albuginea. Punto di inserimento contrassegnato dalla freccia. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 9 . Prova la linea intracavernous. Le risposte vista con un posizionamento della linea corretta. Si noti il flussaggio della linea e della risposta alla maschiatura sulla crus. Si noti inoltre la caduta di pressione rapida torna alla linea di base. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 10 . Iniziale di risposte a stimolo del nervo cavernoso. Diminuita risposta prima. Primo stimolo di 50 mm Hg e un altopiano fluttuante. Seconda e terza stimolazione di 66 mm Hg. Le seguenti misurazioni sono state registrate a livello normale a 73 mm Hg. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 11 . Ripetuto lo stimolo del nervo cavernoso e registrazione di pressione intracavernosa. Mostrando la stabilità dei risultati utilizzando questo protocollo. Dieci stimolazioni consecutive tra 75-78 mm Hg. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 12 . Registrazione di pressione e la stimolazione del nervo cavernoso. Circa 30 stimolazioni back to back con < 6 mm variabilità Hg della pressione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 13 . Stimolazione continua durata 20 min. Una maggiore fluttuazione alla fine, ma le successive stimolazioni, dopo un periodo di riposo di 1 min, ha prodotto una risposta stabile. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 14 . Colatura albuminoso. Risposta prolungata torna alla linea di base dopo lo svuotamento e toccando. Risposta in diminuzione dopo stimolazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 15 . L'effetto della dose di anestesia su pressione intracavernosa. È diminuito e risposta più fluttuante sull'aumento isoflurano rispetto alla risposta stabile il 2% nei primi due e le ultime tre stimolazioni. La traccia blu sulla parte superiore mostrando costante pressione arteriosa media. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 16 . L'effetto dell'anestesia sulla pressione intracavernosa. Le stimolazioni iniziale eseguita sotto Visualizza anestesia isoflurano un aumento di pressione di 80 millimetri Hg, una volta fentanil/midazolam è stato somministrato c'era un aumento in risposta a 110 mm Hg. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 17 . L'effetto della somministrazione di ossigeno attraverso il cono di naso. Interrompere la somministrazione di ossigeno attraverso il cono di naso ha provocato una riduzione significativa nell'aumento della pressione cavernoso con stimolazione del nervo cavernoso. È stato notato alcun effetto sulla pressione arteriosa media (blu traccia precedente). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 18 . L'effetto della tensione sulla pressione risposta alla stimolazione. La tensione tra 1,5-6 V ha prodotto una risposta identica pressione. La risposta diminuita sotto di 1,5 V. per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
L'obiettivo principale di questo studio era di descrivere una tecnica chirurgica semplificata di inserimento di una canula crus del pene per la registrazione di ICP e isolamento del CN per l'elettrostimolazione. Abbiamo introdotto modifiche alla dissezione del corpo cavernoso di semplificare la chirurgia e fornire registrazioni riproducibile dell'aumento dell'ICP con stimolazione di CN. Con un'incisione verticale pelle di 1 cm, laterale alla base del pene, utilizzando la tuberosità ischiatica palpabile come guida, abbiamo raggiunto buona esposizione della ischiocavernosus muscolare e tunica albuginea. Questa procedura è più veloce (meno di 15 min) rispetto a quelli descritti in letteratura e cause tissutale minima perturbazione2,3,4.
La tecnica attualmente usata di stimolazione CN include aggancio, sollevamento, e asciugatura della NC prima ogni elettrostimolazione applicata10. Questa tecnica non garantisce che le condizioni rimangono le stesse per ogni stimolazione. Inoltre, sollevamento del nervo richiede l'uso di un micromanipolatore e ripetuto stretching e rilasciando del nervo, che potrebbe portare a neuropraxia. Rispetto alla tecnica di stimolazione CN attuale, l'uso di una colla di silicone biocompatibile per isolare il complesso del nervo-elettrodo riduce la frequenza del nervo che si estende a due istanze; una volta per posizionare l'elettrodo bipolare intorno al nervo e una volta per isolare il nervo e l'elettrodo con colla. Successivamente, neurostimulations multiple potrebbe essere eseguita senza la necessità per le manipolazioni del nervo.
Inserimento dell'ago nel corpo cavernoso per la registrazione di pressione costituisce un passo fondamentale. Nuovi utenti di questa tecnica dovrebbero praticare questa parte prima di iniziare gli esperimenti. Quando si distribuisce l'ago nella crus, è fondamentale che i crus è allungato e viene distribuito l'ago parallelo al relativo corso. L'altro passo critico è il nervo manipolazione durante la dissezione dal tessuto circostante e posizionamento dell'elettrodo sotto. Mentre dissezione stessa non è un compito difficile, qualsiasi tratto o schiacciamento del nervo potrebbe causare danni. La nostra modifica di questo passaggio rende superflua la necessità di un micromanipolatore e semplifica la gestione del nervo. L'uso della colla silicone biocompatibile per isolare il nervo e fornire un contatto stabile e affidabile tra l'elettrodo e il nervo riduce la manipolazione necessaria. Colla al silicone potrebbe essere utilizzato anche in altri modelli animali dove viene applicata in vivo neurostimolazione.
I parametri di stimolazione elencati nei numerosi studi variano da 14-20 Hz e 1.5-12 V11,13,14. Questa tecnica ha dimostrato che la stimolazione utilizzando un 1.5 pulse 3 V e 5 ms mA, 16 Hz, ha prodotto una risposta completa. Con l'aumento di parametri di stimolazione, l'ICP non aumenta (Figura 18). Questo suggerisce che la stimolazione utilizzando tutti i parametri, che sono sopra la soglia per l'innesco di arterioso (arteria cavernosa), rilassamento della muscolatura liscia arteriolare e sinusoidale, è sufficiente per far scattare il riflesso e si tradurrebbe in un pieno fisiologico risposta. Il conseguente aumento della frequenza, ampiezza, o larghezza di impulso non conduce ad una più forte risposta fisiologica e potrebbe esaurire neurotrasmettitori o addirittura causare la ferita del nervo. Con i parametri sopra descritti, siamo stati in grado di raggiungere una risposta riproducibile con un periodo di riposo più breve 30 s più di 40 volte in una fila.
La profondità dell'anestesia chiaramente interessa la risposta fisiologica. Con l'anestesia per inalazione, esso potrebbe essere ben controllato, tuttavia la risposta di punta è inferiore, di circa il 25% rispetto all'anestesia di fentanil/midazolam somministrato per iniezione. Abbiamo osservato che la dose di isoflurane potrebbe essere mantenuta al livello determinato dalla concentrazione minima isoflurano necessaria eliminare punta pizzico risposta. Maggior parte dei ricercatori, utilizzare l'anestesia iniezione con sodio pentobarbital, fentanil/midazolam, chetamina/xilazina o ketamina/midazolam15.
Nessuno degli articoli pubblicati menzionato l'uso dell'ossigenazione controllata. I risultati di questo studio mostrano che questo ha avuto un grande impatto su ICP. Pertanto, è importante che, indipendentemente dal tipo di anestesia utilizzato, l'animale riceve ossigeno attraverso il cono di naso.
L'uso dei ratti è vantaggioso grazie alle loro dimensioni e la resilienza. Sia negli studi pubblicati in precedenza e confermato in questa ricerca, topi Sprague Dawley sono stati indicati per avere una risposta alla stimolazione CN intatta nella gamma di 6-12 settimane vecchie e topi di 200-550 g. utilizzo di pesatura è più impegnativo, ma utile a causa della disponibilità di tecnologia transgenica12.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori non hanno nessun ringraziamenti.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
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