Summary
Este estudio describe un procedimiento quirúrgico simplificado y técnica para realizar la estimulación del nervio cavernoso con el aislamiento del nervio-electrodo complejo usando pegamento de silicona y medición de la presión intracavernosa.
Abstract
La estimulación del nervio cavernoso (CN) y la medición de la presión intracavernosa (PIC) se han utilizado extensivamente para probar y evaluar terapias para la disfunción eréctil. Sin embargo, los métodos utilizados varían entre los laboratorios, y todavía existen riesgos. El objetivo de este estudio era describir una técnica quirúrgica que proporcionaría un modelo confiable y reproducible. Exponiendo el músculo isquiocavernoso en su punto de inserción en la tuberosidad isquiática, las crus pene podrían ser canulados con mínima disección y lesiones a las estructuras implicadas en la función eréctil. Estimulación repetida de la CN, sin necesidad de levantar y secado, se logró mediante un 125 μm bipolares electrodo de plata y pegamento de silicona biocompatibles para aislar el complejo de electrodo-nervio. Este método evita neuropraxia reduciendo estiramiento y secado el nervio y proporciona aislamiento total del nervio, negación de fugas eléctricas y prevención de la estimulación de vías alternativas.
Introduction
In vivo estudio de la función eréctil en animales de experimentación se inició en 1863 con el trabajo experimental pionero de Eckhard1. Electroestimulación de los nervios pélvicos fue utilizada para inducir el ICP creciente en perros. A lo largo delsiglo 20, protocolos experimentales similares fueron utilizados en los animales más grandes como perros, monos, gatos y conejos. Evaluación de la función eréctil en una rata primero fue desarrollado por Quinlan et en 19892. El método ya ha sido modificado y actualizado por varios otros grupos34. Hoy, la rata es el más ampliamente utilizado de modelo animal para estudiar la patología de la disfunción eréctil y evaluar nuevas opciones de tratamiento. Los pasos principales del procedimiento incluyen, registrar la presión arterial sistémica usando una línea en la arteria carótida, la canulación de las crus del pene a medida ICP y la estimulación de la CN para inducir un aumento del ICP. Aunque varios investigadores han refinado el modelo, su reproductibilidad sigue siendo un problema y resultados variables han sido reportados por diferentes laboratorios. Persisten varias dificultades.
Anteriores artículos5,6,7,8,9,10 describe el uso de la exposición completa del pene con degloving del pene para la canulación del cuerpo cavernoso. No se trata de un enfoque óptimo como manipulación y disección perjudicial causa lesión a las estructuras, que son esenciales para la función eréctil. La disección de la CN ha sido bien descrito10,11, pero el estímulo del nervio no es óptimo debido a múltiples factores que podrían afectar los resultados experimentales. La técnica de estimulación CN incluye elevación del nervio del tejido circundante tirando el electrodo bipolar de gancho, que se coloca alrededor del nervio, y secando el nervio antes de cada estímulo. Esto puede llevar a diversos grados de daño del nervio y la fuga de corriente eléctrica, resultando en una respuesta disminuida o falso aumento del ICP mediante la estimulación de vías alternativas por ejemplo, los músculos del suelo pélvico, vejiga y del aparato digestivo zona12. Todos estos factores límite de reproducibilidad.
Durante nuestro estudio, observamos que la profundidad y el tipo de anestesia tienen un efecto profundo en el ICP. Los anestésicos utilizados son sodio pentobarbital, ketamina/xilacina o ketamina/midazolam inyección o inhalación isoflurano/oxígeno.
Aquí describimos un método quirúrgico simplificado y proporcionar datos de apoyo a la estandarización del protocolo experimental.
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Protocol
Los animales fueron alojados en el centro de cuidado Animal de Universidad de Dinamarca Meridional según las directrices. Todos los experimentos con animales se llevaron a cabo con arreglo a la guía de institutos nacionales de salud para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Se trata de un procedimiento de cirugía aguda, no supervivencia.
1. preparación de tubos, electrodos e instrumentos para el procedimiento quirúrgico
- Utilizar los siguientes instrumentos de microcirugía: tijeras quirúrgicas, tijeras micro angulares, un fórceps de tejido, un par de Dumont #7 y #5 curvas micro pinzas, un soporte de micro de la aguja y retractores.
Nota: Como se trata de un procedimiento agudo, los instrumentos no deben ser esterilizados. Después del uso, limpie y limpie las puntas con etanol al 70%. - Sumerja el tubo en etanol al 70% y luego lavarlo con estéril 0,9% NaCl con 100 heparina U/mL antes de su uso. Dejar el tubo de llenado para evitar la introducción de burbujas de aire en el sistema.
- Cortar un trozo de longitud de 20-30 cm de tubería de polietileno (PE)-50 para hacer un catéter para la medición de la PIC. Asegúrese que el tubo lo más corto posible reducir la presión de la humectación.
- Doblar un estéril 24G aguja de lado a lado hasta que la aguja se rompe en el medio. Conecte la pieza con el bisel en el extremo distal de la tubería de PE para su inserción en las crus del pene. Introducir la otra mitad al hub para conexión a transductor de presión. Llenar el sistema con solución salina heparinizada (100 U/mL).
- Para hacer el electrodo bipolar de recubrimiento de Teflon, corte dos 125 μm plata hilos de igual longitud. Utilice un trozo de cinta para conectar los cables al borde de la mesa y enlácelos. Posteriormente, coloque el electrodo en una placa negra.
- Hacer una pequeña incisión en el teflón y #5 micro pinzas para una longitud de 4-5 mm de revestimiento de teflón de las puntas de los electrodos de la tira. Cortar las puntas con un bisturí para lograr incluso longitud y crear ganchos doblando los extremos en el borde romo de una hoja de bisturí.
- El electrodo de cinta con el final que se extiende ligeramente sobre el borde de la placa negra con los ganchos hacia arriba. Mezcle el pegamento de silicona en una placa de plástico para 10 s y abrigo de una cola de burbujas alrededor del electrodo 1-2 mm del gancho.
- Deje que se seque durante aproximadamente 5 minutos antes de su uso (figura 1). Tira el teflón de una sección más larga en el otro extremo, para permitir la conexión con el estimulador.
Nota: Con volver a hacer los ganchos en el extremo distal, el electrodo puede ser reutilizado muchas veces.
2. preparación del Animal
- Después de anestesiar el animal, afeitarse la mitad inferior del abdomen, cuello y perineo. Frote el animal con alcohol al 70% seguido de povidona-yodo tres veces. Colocar la rata en una plataforma quirúrgica calentada en una posición supina. Aplicar el ungüento oftálmico de veterinario y pasar la anestesia a un cono de nariz con 2.5% isoflurano y 0,8 L/min de oxígeno como el portador.
Nota: Ajustar el nivel de isoflurano y oxígeno para alcanzar un nivel aceptable de la anestesia.
3. preparación prequirúrgica
- Realizar todo el procedimiento quirúrgico bajo un microscopio: basta con un aumento de 3.15 X hasta 20 X. Usar guantes y mantener un ambiente limpio a través de la cirugía. Colocar la rata en un paño.
4. disección del músculo isquiocavernoso para la medición de PIC
- Usar un bisturí, tijeras rectas, y curvas de Dumont #7 micro pinzas para hacer 1 cm vertical piel incisión 5 mm lateral a la línea media a partir del nivel de la base del pene y que se extiende hacia abajo (figura 2A). Use un q-Tip y separar con cuidado el lateral de la fascia del escroto (figura 2B). Después de disecar la fascia, Coloque retractores y palpe con un algodón-inclinado-swap para encontrar la tuberosidad isquiática (figura 2).
- Diseca a través del tejido adiposo medial de este punto hasta que se visualiza el músculo isquiocavernoso (Figura 3A). Utilice un par de pinzas de micro curva Dumont #7 y separar longitudinalmente el músculo. La túnica albugínea aparece como una estructura blanco brillante (figura 3B). Utilizando micro pinza y una tijera micro, exponer la túnica albugínea adecuadamente para ver su recorrido (figura 3).
- Después de la calibración de la configuración del sistema, inserte el tubo a través de la piel en el perineo, asegurándose de que corre paralela a las crus del pene (figura 4). Deje la línea en su lugar y mantener la incisión húmeda con solución salina.
5. CN la disección para la estimulación
- Hacer 2 cm inferior, incisión abdominal de línea media a través de la piel utilizando, en primer lugar, un bisturí y luego un par de tijeras rectas y micro pinzas. Crear una incisión correspondiente a través de la fascia a lo largo de la línea alba y el tejido muscular subyacente para exponer a la vejiga y la próstata.
- Utilizar separadores para lograr buena exposición. Usar hisopos de punta de algodón para separar la próstata desde el tejido adiposo para obtener clara visualización del ganglio pélvico mayor (MPG) y CN, en el aspecto dorsolateral de la próstata (figura 5).
- Después de la visualización del MPG y el CN, cuidadosamente incidir la fascia que cubre el nervio 2-5 mm distal al MPG con tijeras micro angulares (Figura 6a). Con el uso de pinzas micro #5, extensión del tejido a cada lado del nervio y por debajo de ella para liberar una porción larga de 4 mm (figura 6b) y deslice una sutura 9-0 en el nervio (figura 6 c).
- Elevar el nervio un poco con la ayuda de la sutura (Figura 7a) para facilitar la colocación de los ganchos del electrodo bipolar alrededor del nervio (figura 7b). Que una mezcla de asistente el pegamento de silicona de dos componentes con la punta de una insulina de aguja seco s. 5 el nervio y aplique el pegamento en el área alrededor de los ganchos y el nervio (figura 7 c, d). Mantenga el nervio elevado tirando ligeramente el electrodo durante aproximadamente 1 minuto permitir que el pegamento se seque.
- Retire los retractores, a excepción de los retractores del lado derecho para evitar cualquier tracción o torsión del electrodo. Moje los órganos expuestos con solución salina y de la endecha una gasa empapada en solución salina sobre la incisión.
6. cavernoso cuerpo canulación para la medición de PIC
- Restaurar la visualización de la túnica albugínea con retractores. Asegúrese de no colocar los retractores al músculo isquiocavernoso como distorsionará el muslo.
- Conecte la aguja y lave el tubo con solución salina heparinizada antes de introducirlo en la túnica albugínea. Mantenga estirado, con Dumont #7 curvas micro pinzas en una mano el albuginea de tunica (no dominante), sostiene la túnica albugínea y el resto del músculo sobrepuesto distal al punto de inserción. Sujete la aguja con el fórceps recto micro en otro lado dominante y asegúrese de introducirla paralelo al curso del cuerpo cavernoso (figura 8).
- Empuje la aguja 5-8 mm en el cuerpo cavernoso. Lave el tubo y presiona en las crus para probar la línea (figura 9). Asegúrese de que no hay ninguna fuga. Fije el tubo a la mesa con cinta para evitar tracción accidental de la línea. Retire los retractores.
7. estimulación de la CN
- Con el programa de grabación (p. ej., punto 2) continuamente en ejecución, registrar la presión arterial intracavernosa y media.
- Definir los siguientes parámetros en un estimulador (por ejemplo, instrumentos de hierba SD9, véase Tabla de materiales) para la estimulación de la CN: corriente 1.5 mA, frecuencia de 16 Hz, tensión de 3 V y ancho de pulso 5 Sra. aplicar 50 s de la estimulación con un mínimo de 1 minuto de descanso entre estímulos.
Nota: Los primeros estímulos generalmente producir respuesta disminuida (figura 10).
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Representative Results
El uso de este protocolo con los parámetros de estimulación recomendado, bajo anestesia inhalatoria con isoflurano 2.0% oxígeno 0,8 L/min, debe producir resultados como se muestra en la figura 11 y figura12, donde hay varios hacia atrás estímulos entre 75-80 mm Hg. figura 13 muestra la misma respuesta estable sobre un estímulo de 20 min con la respuesta estable a 73-77 mm Hg. prueba de la línea para medición de PIC por lavado del tubo y golpeando sobre el muslo (figura 9). La rápida respuesta a línea de fondo es el sello de una línea bien colocado. Si se daña la integridad de la túnica albugínea, la prueba daría lugar a la menor presión pico y lentitud en la respuesta hacia la línea de base después de lavado y golpeando ligeramente y una respuesta disminuida al estimular (figura 14). También habría fuga del NaCl heparinizada al enrojecimiento y sangrado durante estímulos.
Los tipos y niveles de anestesia, así como el uso de oxígeno tenía un impacto importante en el ICP. Figura 15 se muestra el efecto de los diferentes niveles de isoflurano en ICP, con una respuesta disminuida y menos meseta estable. Con isoflurano al 2%, hubo una respuesta estable en la medida de ICP con múltiples estímulos en 78 mm Hg. aumento de la concentración de isoflurano al 3,5%, sin embargo, dio lugar a una rápida disminución de 50% a 34 mm Hg en múltiples estímulos posteriores. El mismo efecto se observó cuando cambio el isoflurano de 2.0% a 3.0%, donde un 19% disminución de la respuesta fue observada, y del 2,5% al 5%, donde una más rápida disminución de la respuesta del 70% fue visto. La presión arterial se mantuvo estable a lo largo de todos los estímulos. En la rata anestesiada usando la anestesia isoflurano y oxígeno durante la cirugía y estímulos iniciales, que luego recibieron el 25% de la dosis recomendada de fentanil/midazolam (mientras que el isoflurano fue descontinuado), hubo una respuesta igualmente estable pero aumentó 25% durante la anestesia de fentanil/midazolam comparada con isoflurano (figura 16).
Administración de oxígeno a través de un cono de la nariz aumenta la saturación de oxígeno en la sangre del 61-75% a 99-100% en cerca de 20 s. Cuando la oxigenación se detuvo, la disminución de la misma fue vista por aproximadamente 1 min presión arterial fue estable a lo largo de los estímulos, pero la administración de oxígeno a través de un cono de nariz (0,8 L/min) tenía un efecto grande en la máxima medida de ICP, reduciendo por 35-45% en estímulos consecutivos (figura 17).
Figura 1 . El electrodo bipolar Teflon cubierto plata. Pegamento (A) de la burbuja en la zona de transición entre el electrodo revestido y sin recubrimiento. (B) Distal 2 cm del electrodo firmemente braded. (C) ganchos sin recubrimiento paralelos separado 1 mm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 . La disección del cuerpo cavernoso – lugares de interés. Incisión en la piel (A) 1 cm vertical, hacia abajo lateral de 2 mm a partir de la base del pene. (B) lateral de la Fascia del escroto separado mediante aplicadores con punta de algodón. (C) vista del campo operatorio después de la colocación de retractores (pm: pyramidalis músculos, él: punto de inserción del muslo a la tuberosidad isquiática). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 . Exposición de la túnica albugínea. (A) el músculo isquiocavernoso (flecha). (B) túnica albugínea (flecha). (C) aumento de energía baja que muestra el curso del cuerpo cavernoso. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 . Línea para la grabación de presión cavernosa. Aguja se introduce a través de la piel en el perineo paralela con cuerpo cavernoso (flecha). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 . Exposición del MPG marcada por la flecha y CN funcionamiento vertical sobre el aspecto dorsolateral de la próstata. Ganglio pélvico mayor (MPG) marcado por la flecha, nervio cavernoso (CN). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 6 . Disección del nervio cavernoso. (A) corte la fascia que cubre el nervio cavernoso con micro tijeras. (B) separar el nervio del tejido subyacente con micro pinzas. (C) colocación de una ligadura de 9-0 por debajo del nervio. Ganglio pélvico mayor (MPG) marcado por la flecha, nervio cavernoso (CN). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 7 . Enganche del nervio. (A) elevando el nervio tirando suavemente de la sutura. Nervio (B) en los ganchos del electrodo. (C) nervio y electrodo complejo aislado con el pegamento de silicona biocompatibles. (D) burbujas de pegamento adicional agregado a aislar completamente el complejo nervio-electrodo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 8 . Canulación de la túnica albugínea. Una aguja de 23 G conectado a la tubería de PE-50 en la túnica albugínea. Punto de inserción marcada por la flecha. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 9 . Prueba la línea intracavernous. Las respuestas consideradas una colocación correcta de la línea. Nota la descarga de la línea y la respuesta a los golpecitos en el muslo. También, tenga en cuenta la caída de presión rápido a línea de fondo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 10 . Inicial de las respuestas al estímulo del nervio cavernoso. Primera respuesta disminuida. Primera estimulación de 50 mm Hg y una meseta fluctuante. Segundo y tercer estímulo de 66 mm Hg. Se registraron las siguientes mediciones en el nivel normal de 73 mm Hg. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 11 . Repite la estimulación del nervio cavernoso y grabación de la presión intracavernosa. Muestra la estabilidad de los resultados usando este protocolo. Diez estímulos consecutivos entre 75-78 mm Hg. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 12 . Grabación de presión y el estímulo del nervio cavernoso. Aproximadamente 30 estímulos consecutivos con < 6 mm variabilidad de Hg en la presión. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 13 . Estimulación continua que dura 20 minutos Mayor fluctuación en el final, pero los estímulos subsiguientes, después de un descanso de 1 minuto, produjo una respuesta estable. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 14 . Fugas albugínea. Respuesta prolongada a línea de base después de lavado y aprovechar. Respuesta disminuida después de la estimulación. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 15 . El efecto de la dosis de anestesia en la presión intracavernosa. Disminuido y respuesta más fluctuante en el aumento de isoflurano en comparación con la respuesta estable en 2% en los primeros dos y los tres últimos estímulos. La huella azul en la parte superior que muestra la constante presión arterial media. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 16 . El efecto del tipo de anestesia en la presión intracavernosa. Los estímulos iniciales realizan bajo el programa de anestesia isoflurano un aumento de la presión de 80 mm Hg, una vez que se administró fentanilo/midazolam hubo un aumento en respuesta a 110 mm Hg. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 17 . El efecto de la administración de oxígeno a través del cono de nariz. Interrupción de la administración de oxígeno a través del cono de nariz resultó en una reducción significativa en el aumento de la presión cavernosa con estimulación del nervio cavernoso. No observó ningún efecto sobre la presión arterial media (azul arriba del rastro). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 18 . El efecto de tensión en respuesta al estímulo de presión. La tensión entre 1.5-6 V produce una respuesta idéntica presión. La respuesta disminuida por debajo de 1.5 V. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
El objetivo principal de este estudio era describir una técnica quirúrgica simplificada de la canulación de la crus del pene para la grabación de la ICP y el aislamiento del CN para la electroestimulación. Hemos introducido modificaciones a la disección del cuerpo cavernoso para simplificar la cirugía y proporcionar grabaciones reproducibles del aumento del ICP con el estímulo de la CN. Con una incisión vertical de piel de 1 cm, lateral a la base del pene, con la tuberosidad isquiática palpable como guía, hemos logrado buena exposición de la isquiocavernoso músculo y túnica albugínea. Este procedimiento es más rápido (menos de 15 min) que las descritas en la literatura y causas tejido mínima interrupción2,3,4.
La técnica actualmente utilizada de estimulación CN incluye enganche, elevación, y secado de la NC antes de cada electroestimulación es aplicada10. Esta técnica no garantiza que las condiciones siguen siendo las mismas para cada estímulo. También, elevación del nervio requiere el uso de un micromanipulador y repetido estiramiento y liberación del nervio, que podría conducir a neuropraxia. En comparación con la técnica de estimulación actual de CN, el uso de un pegamento de silicona biocompatible para aislar el complejo nervio electrodos reduce la frecuencia del nervio que se extiende hasta dos instancias; una vez para colocar el electrodo bipolar alrededor del nervio y una vez para aislar el nervio y el electrodo usando pegamento. Posteriormente, múltiples neurostimulations pudo realizarse sin necesidad de manipulaciones del nervio.
Inserción de la aguja en el cuerpo cavernoso para la grabación de la presión constituye un paso fundamental. Nuevos usuarios de esta técnica deben practicar esta parte antes de comenzar los experimentos. Al desplegar la aguja en el muslo, es fundamental que el muslo se estira y la aguja se despliega paralela a su curso. El otro paso crítico es el nervio durante la disección de los tejidos y la colocación del electrodo por debajo. Mientras que la disección de sí mismo no es una tarea difícil, cualquier tramo o aplastamiento del nervio podría resultar en daños. La modificación de este paso hace la necesidad de un instrumental quirúrgico innecesario y simplifica la manipulación del nervio. El uso del pegamento de silicona biocompatibles para aislar el nervio y proporcionan un contacto estable y confiable entre el electrodo y el nervio reduce la manipulación necesaria. Pegamento de silicona podría utilizarse también en otros modelos animales donde se aplica en vivo neuroestimulación.
Los parámetros de estimulación enumerados numerosos estudios varían de 14-20 Hz y 1.5-12 V11,13,14. Esta técnica demostró que el estímulo con un 1.5 pulso 3 V y 5 ms mA, 16 Hz, produce una respuesta completa. Con el aumento de parámetros de estimulación, el ICP no aumenta (figura 18). Esto sugiere que la estimulación mediante parámetros, que están por encima del umbral para la activación de arterial (arteria cavernosa), relajación del músculo liso arteriolar y sinusoidal, es suficiente para desencadenar el reflejo y resultaría en un full fisiológico respuesta. El consiguiente aumento de la frecuencia, amplitud o anchura de pulso no conduce a una respuesta fisiológica más fuerte y podría agotar neurotransmisores o incluso causar lesión del nervio. Con los parámetros anteriormente descritos, hemos sido capaces de lograr una respuesta reproducible con un período de descanso tan corto como 30 s más de 40 veces en una fila.
La profundidad de la anestesia afecta claramente a la respuesta fisiológica. Con anestesia inhalatoria, podría ser bien controlado, sin embargo la respuesta máxima es aproximadamente un 25% menor, comparado con anestesia de fentanil/midazolam administrada por inyección. Se observó que la dosis de isoflurano podría mantenerse en el nivel determinado por la concentración de isoflurano mínimo necesaria para eliminar la respuesta de pellizco del dedo del pie. Mayoría de los investigadores, utilice anestesia inyección con pentobarbital sódico, fentanil/midazolam, ketamina/xilacina o ketamina/midazolam15.
Ninguno de los artículos publicados mencionan el uso de oxigenación controlada. Los resultados de este estudio muestran que esto tuvo un impacto importante en ICP. Por lo tanto, es importante que, independientemente del tipo de anestesia utilizada, el animal recibe oxígeno a través del cono de nariz.
El uso de ratas es ventajoso debido a su tamaño y resistencia. Tanto en estudios previamente publicados y confirmados en esta investigación, ratas Sprague Dawley ha demostrado que tienen una respuesta intacta a la estimulación de la CN en el rango de 6-12 semanas de edad y ratones de uso 200-550 g. de peso es más difícil, pero beneficioso debido a la disponibilidad de tecnología transgénicos12.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores no tienen ninguna agradecimientos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
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