Summary
Denna studie beskriver en förenklad kirurgiskt ingrepp och teknik för att utföra cavernous nervstimulering med isolering av nerv-elektroden komplex med silikon lim och intrakavernös mätning.
Abstract
Stimulering av den cavernous nerven (CN) och mätning av intrakavernös trycket (ICP) har använts i stor utsträckning att testa och utvärdera behandlingar för erektil dysfunktion. Men de metoder som används varierar mellan laboratorier och fallgropar finns kvar. Målet med denna studie var att beskriva en operationsteknik som skulle ge en tillförlitliga och reproducerbara modell. Genom att utsätta den ischiocavernosus muskeln på dess peka isättning på ossis ischii, kunde de penis crus vara kanylerade med minimal dissektion och skadan för strukturerna som är involverade i erektil funktion. Upprepad stimulering av KN, utan att behöva lyfta och torkning, uppnåddes med hjälp av en 125 µm bipolär silverelektroden och biokompatibelt silikon lim för att isolera komplexet elektrod-nerv. Denna metod förhindrar neuropraxia genom att minska stretching och torkning nerven och ger fullständig isolering av nerv, förneka elektriska läckage och att förhindra stimulering av alternativa vägar.
Introduction
In vivo -studie av erektil funktion hos försöksdjur började 1863 med banbrytande experimentella arbetet av Eckhard1. Elektrostimulering av bäcken nerver användes för att inducera ökat ICP hos hundar. Hela det 20: e århundradet användes liknande experimentella protokoll i större djur som hundar, apor, katter och kaniner. Utvärdera erektil funktion i en råtta utvecklades först av Quinlan et al. 19892. Metoden har sedan modifierats och uppdaterats av flera andra grupper34. Råttan är idag mest använda djurmodell för att studera patologin av erektil dysfunktion och utvärdera nya behandlingsalternativ. De viktigaste stegen i förfarandet omfattar inspelning systemiska blodtrycket med en linje i halspulsådern, kanylering av de penis crus åtgärd ICP och stimulering i KN för att inducera en ökning av ICP. Även om flera forskare har förfinat modellen, dess reproducerbarhet är fortfarande ett problem, och variabel resultat har rapporterats av olika laboratorier. Det finns fortfarande flera fallgropar.
Tidigare artiklarna5,6,7,8,9,10 beskriver användning av full penis exponering med degloving av penis för ihålig kropp kanylering. Detta är inte en optimal strategi som manipulation och störande dissektion orsakar skador på strukturer som är nödvändiga för erektil funktion. Dissektion av KN har varit väl beskrivna10,11, men stimulering av nerven är inte optimalt på grund av flera faktorer som kan påverka experimentella resultat. Tekniken med CN stimulering omfattar lyft nerven från den omgivande vävnaden genom att dra den bipolära krok elektroden, som placeras runt nerven, och torkning nerven innan varje stimulering. Detta kan leda till olika grader av nervskador och elektrisk ström läckage, vilket resulterade i ett minskat svar eller falska ökning av ICP genom stimulering av alternativa vägar t.ex., bäckenbottenmuskulaturen, urinblåsan och mag tarmkanalen12. Alla dessa faktorer begränsar reproducerbarhet.
Under vår studie observerade vi att både djup och typ av anestesi har en djupgående effekt på ICP. De bedövningsmedel som används är natrium pentobarbital, ketamin/xylazin eller ketamin/midazolam injektion eller isofluran syrgas inandning.
Här beskriver vi en förenklad kirurgisk metod och ge uppgifter till stöd för standardisering av det experimentella protokollet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Djur har varit inhysta i de Syddansk Universitet djur vård anläggningen enligt institutionella riktlinjer. Alla djurförsök genomfördes i enlighet med National Institutes of Health handbok för skötsel och användning av försöksdjur. Detta är en akut, icke-överlevnad kirurgi förfarande.
1. beredning av slangar, elektrod och instrument för det kirurgiska ingreppet
- Använd följande mikrokirurgiska instrument: kirurgisk sax, vinklad micro sax, en vävnad pincett, ett par Dumont #7 och #5 böjda micro pincett, en micro nålförare och upprullningsdon.
Obs: Eftersom detta är ett akut förfarande, behöver inte instrumenten steriliseras. Efter användning, rengör och torka tips med 70% etanol. - Blötlägg slangen i 70% etanol och sedan spola med steril 0,9% NaCl med 100 U/mL heparin före användning. Lämna slangen fylld för att undvika att införa luftbubblor in i systemet.
- Skär en 20-30 cm lång bit av polyetylen (PE)-50 slangar att göra en kateter för ICP mätning. Se till att slangen är så korta som möjligt för att minska dämpa trycket.
- Böj en steril 24G nål sida till sida tills nålen bryts i mitten. Anslut bit med den fasade kanten till den distala änden av PE slangen för införande i de penis crus. Infoga den andra hälften till navet för anslutning till tryckgivaren. Fyll systemet med hepariniserad saltlösning (100 U/mL).
- För att göra bipolär Teflon belagda elektroden, trådar skär två 125 µm silver lika långa. Använd en bit tejp att fästa trådarna till kanten av bordet och gänga dem tillsammans. Fäst därefter elektroden en svart plåt.
- Gör ett litet snitt i Teflon och använda #5 mikro pincett för att strippa en 4-5 mm längd av Teflon beläggning på tips av elektroderna. Avskurna tips med en skalpell att uppnå jämn längd och skapa krokar genom att böja topparna runt en skalpell blad trubbiga kanter.
- Tejpa elektroden med slutet sträcker sig något över kanten på den svarta plåten med krokarna pekar uppåt. Blanda silicon lim på en plastplatta för 10 s och wrap ett lim bubbla runt elektroden 1-2 mm från kroken.
- Låt det torka i ca 5 min innan användning (figur 1). Strip Teflon från ett längre avsnitt i andra änden, som möjliggör anslutning till stimulatorn.
Obs: Med åter gör hakarna på den distala änden, kan elektroden återanvändas många gånger.
2. beredning av djuret
- Efter anesthetizing djuret, raka nedre delen av buken, halsen, och perineum. Skrubba djuret med 70% alkohol följt av povidonjod tre gånger. Placera råtta på en uppvärmd kirurgiska pad i ryggläge. Applicera veterinär ögonsalva och byta anestesi till en Kona med 2,5% isofluran och 0.8 L/min syre som bärare.
Obs: Justera nivån av isofluran och syre att nå en acceptabel nivå av anestesi.
3. presurgical beredning
- Utföra hela ingreppet under en löpande Mikroskop: alltifrån 3,15 X 20 X förstoring är tillräcklig. Använd handskar och underhålla en ren miljö under hela operationen. Placera råtta på ett draperi.
4. Ischiocavernosus muskel dissektion för ICP mätning
- Använd en skalpell, rak sax och Dumont #7 böjda micro pincett för att göra en 1 cm vertikal huden snitt 5 mm sidled med mittlinjen börjar på nivån på basen av penis och utvidga nedåtgående (figur 2A). Använd en tops och försiktigt separera det fascia lateralt till pungen (figur 2B). Efter dissekera fascian, bifoga upprullningsdon och palpera med en bomull-tippas-swap att hitta ossis ischii (figur 2 c).
- Dissekera genom fettvävnad mediala i denna punkt tills den ischiocavernosus muskeln är visualiseras (figur 3A). Använda ett par Dumont #7 böjda micro pincett och longitudinellt separat muskeln. Tunica albuginea visas som en ljus vit struktur (figur 3B). Använda micro pincett och en micro sax, exponera tunica albuginea tillräckligt för att se dess kurs (figur 3 c).
- Efter kalibrering av Systeminställningar, sätter du slangen genom huden på mellangården, se till att det körs parallellt med de penis crus (figur 4). Lämnar linjen på plats och hålla snittet fuktig med saltlösning.
5. CN dissektion för stimulering
- Gör en 2 cm lägre, mittlinjen buk snitt genom huden använder, först en skalpell, och sedan ett par raka saxar och micro pincett. Skapa ett matchande snitt genom fascian längs linea alba och den underliggande muskelvävnad för att exponera urinblåsan och prostatan.
- Använda upprullningsdon för att uppnå bra exponering. Använd bomull-tip kompresser för att separera prostata från fettvävnaden att erhålla tydlig visualisering av den stora bäcken ganglion (MPG) och CN, kör på den dorsolaterala aspekten av prostata (figur 5).
- Efter visualisering av MPG och KN, noggrant incisionsfilm fascian överliggande nerven 2-5 mm distalt MPG med vinklad micro sax (figur 6a). Med användning av #5 mikro pincett, sprida vävnaden på varje sida av nerv och undertill som gratis en 4 mm lång del (figur 6b) och skjut en 9-0 sutur under nerven (figur 6 c).
- Höja nerven något med hjälp av suturen (figur 7a) att underlätta placering av krokar av bipolär elektrod runt nerven (figur 7b). Låt en assistent mix tvåkomponents silikon lim med spetsen på en insulin nål för 5 s. torr nerven och applicera limmet till området runt krokar och nerv (figur 7 c, d). Hålla nerven förhöjda genom att dra något på elektroden för ca 1 min att låta limmet torka.
- Ta bort upprullningsdon, utom upprullningsdon på höger sida att undvika någon dra eller vridning av elektroden. Blöt de utsatta organ med saltlösning och Lägg kompress indränkt i saltlösning över snittet.
6. ihålig kropp kanylering för ICP mätning
- Återställa visualisering av tunica albuginea med upprullningsdon. Kontrollera inte att bifoga upprullningsdon till ischiocavernosus muskel som det kommer att snedvrida crus.
- Fäst nålen och spola slangen med hepariniserad koksaltlösning före att införa det i tunica albuginea. Hålla tunica albuginea sträcks, använder Dumont #7 böjda micro tång i ena handen (icke-dominanta), holding tunica albuginea och resten av den överliggande muskeln distalt anslutningar. Håll nålen rakt micro tången i andra dominerande handen och se till att införa det parallellt med kursen av ihålig kroppen (figur 8).
- Tryck nålen 5-8 mm in i cavernous kroppen. Spola slangen och tryck på crus att testa linjen (figur 9). Säkerställa att det inte finns några läckor. Fäst slangen till tabellen med tejp för att förhindra oavsiktlig att dra linjen. Ta bort upprullningsdon.
7. stimulering av KN
- Med inspelningsprogram (t.ex., Spike 2) körs kontinuerligt registrera både intrakavernös och genomsnittliga arteriella trycket.
- Ange följande parametrar på en stimulator (t.ex., SD9 gräs instrument, se Tabell för material) för CN stimulering: nuvarande på 1,5 mA, frekvens på 16 Hz och spänningen på 3 V pulsbredd på 5 ms. gäller 50 s av stimulering med minst 1 min av Vila mellan stimuli.
Obs: De första stimuli resultera brukar i minskat svar (figur 10).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Användning av detta protokoll med rekommenderade stimulering inställningar, under inandning anestesi med isofluran 2,0% syre 0.8 L/min, bör ge resultat som visas i figur 11 och figur12, där det finns flera rygg mot rygg stimuli mellan 75-80 mm Hg. figur 13 visar samma stabila svar över en 20-minuters stimulering med svaret stabil 73-77 mm Hg. testet linjen för ICP mätning genom spolning röret och knacka på crus (figur 9). Snabba svar tillbaka till baslinjen är kännetecknet för en välplacerad linje. Om integriteten av tunica albuginea är skadad, skulle testet resultera i lägre peak tryck och långsam respons tillbaka till utgångsvärdet efter spolning och knacka och ett minskat svar när stimulera (figur 14). Det skulle också vara läckage i hepariniserad NaCl vid spolning och blödning under stimuli.
Vilka typer och nivåer av anestesi samt användning av syre hade stor inverkan på ICP. Figur 15 visar effekten av olika nivåer av isofluran på ICP, med både ett minskat svar och en mindre stabil platå. Med isofluran på 2%, det var en stabil respons i ICP mätningen med flera stimuli på 78 mm Hg. öka koncentrationen av isofluran till 3,5%, dock resulterade i en snabb minskning med 50% till 34 mm Hg i flera efterföljande stimuli. Samma effekt observerades när växling av isofluran från 2,0% till 3,0%, där en 19-procentig minskning svar observerades och från 2,5% till 5%, där den ännu mer snabbt minskning av svar på 70% sågs. Blodtryck var stabil under hela alla stimuli. Hos råttor sövda med isofluran syrgas narkos under operationen och inledande stimuli, som sedan fick 25% av den rekommenderade dosen av fentanyl/midazolam (medan isofluran avbröts), fanns det en likaså stabil respons men det ökade med 25% under de fentanyl/midazolam anestesi jämfört med isofluran (figur 16).
Administrering av syrgas genom en Kona ökade syremättnad i blodet från 61-75% till 99-100% i ca 20 s. När syresättningen stoppades, sågs den samma minskningen över ca 1 min. blodtrycket var stabil under hela stimuli, men syre administration via en Kona (0,8 L/min) haft en stor effekt på maximal ICP mätning, minska den genom 35-45% i back-to-back stimuli (figur 17).
Figur 1 . Bipolär Teflon belagda silverelektroden. (A) lim bubbla i övergångszonen mellan belagda och obelagda elektrod. (B) Distal 2 cm av elektroden tätt braded. (C) parallella obestruket krokar 1 mm från varandra. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2 . Dissektion av ihålig kroppen – sevärdheter. (A), 1 cm vertikal huden snitt, nedåtriktad start 2 mm i sidled från basen av penis. (B) Fascia lateralt till pungen separerade med bomull spets kompresser. (C) syn på fältet Rörelseresultat efter placering av upprullningsdon (pm: pyramidalis muskel, det: insättningspunkten av crus till ossis ischii). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3 . Utsätta tunica albuginea. (A) den ischiocavernosus muskeln (pil). (B) Tunica albuginea (pil). (C) låg förstoring visar kursen av ihålig kroppen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 4 . Linje för cavernous trycket inspelning. Nålen införs genom huden på mellangården löper parallellt med ihålig kropp (pil). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5 . Exponering MPG präglas av pilen och CN kör vertikala på dorsolaterala aspekten av prostatan. Stora bäcken ganglion (MPG) markerad med pil, cavernous nerv (CN). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 6 . Dissektion av cavernous nerv. (A) skär fascian överliggande cavernous nerven med micro sax. (B) separera nerven från den underliggande vävnaden med hjälp av micro pincett. (C) placera en 9-0 ligatur under nerven. Stora bäcken ganglion (MPG) markerad med pil, cavernous nerv (CN). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 7 . Haka av nerv. (A) upphöja nerven genom att försiktigt dra på suturen. (B) nerv vilar i krokarna av elektroden. (C) nerv och elektroden komplexa isolerade med biokompatibelt silikon lim. (D) extra lim bubbla tillsätts helt isolera komplexet nerv-elektrod. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 8 . Kanylering av tunica albuginea. En 23-G nål ansluten till PE-50 slangar infogas i tunica albuginea. Punkt i införande markerad med pil. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 9 . Testning raden intrakavernös. Svaren sett med rätt linje placering. Observera genomspolning av fodra och svar på att trycka på crus. Observera också snabb tryckfallet tillbaka till utgångsläget. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 10 . Inledande Svaren till cavernous nervstimulering. Minskad första svar. Första stimulering av 50 mm Hg och en fluktuerande platå. Andra och tredje stimulering av 66 mm Hg. Följande mätningar registrerades på normal nivå på 73 mm Hg. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 11 . Upprepade cavernous nervstimulering och intrakavernös trycket inspelning. Visar stabiliteten i de resultat som använder detta protokoll. Tio back-to-back stimuli mellan 75-78 mm Hg. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 12 . Cavernous nervstimulering och trycket inspelning. Cirka 30 back-to-back stimuli med < 6 mm Hg variabilitet i trycket. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 13 . Kontinuerlig stimulering varar 20 min. Ökad variation i slutet, men de efterföljande stimuli, efter 1 min vila, produceras en stabil respons. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 14 . Läckande tunica albuginea. Långvarig svar tillbaka till utgångsvärdet efter spolning och trycka på. Minskat svar efter stimulering. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 15 . Effekten av anestesi dos på intrakavernös trycket. Minskade och mer varierande svar på ökad isofluran jämfört med stabil svaret på 2% i först två, och de tre sista stimuli. Det blå spåret på toppen visar konstant menar artärtryck. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 16 . Effekten av anestesi typ på intrakavernös trycket. De inledande stimuli utförs under isofluran anestesi Visa en tryckökning på 80 mm Hg, när fentanyl/midazolam administrerades var ökningen svar på 110 mm Hg. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 17 . Effekten av syre administration via näsan konen. Avbruten syre administration via näsan konen resulterade i en betydande minskning av cavernous tryckökning med cavernous nervstimulering. Ingen effekt på det genomsnittliga arteriella trycket noterades (blå spår ovan). Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 18 . Effekten av spänning på trycket svar på stimulering. Spänningen mellan 1,5-6 V produceras ett identiskt tryck svar. Svaret minskade under 1,5 V. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det främsta målet för denna studie var att beskriva en förenklad kirurgisk teknik av penis crus kanylering för ICP inspelning och isolering i KN för elektrostimulering. Vi infört ändringar dissektion av ihålig kroppen att förenkla operationen och ger reproducerbara inspelningar av ökningen av ICP med CN stimulering. Med en 1 cm vertikal huden snitt, laterala till basen av penis, med påtaglig ossis ischii som vägledning, vi uppnått bra exponering av ischiocavernosus muskel och tunica albuginea. Detta förfarande är snabbare (under 15 min) än de som beskrivs i litteratur och orsakar minimal vävnad avbrott2,3,4.
För närvarande används tekniken med CN stimulering omfattar hooking, lyft, och torkning av KN före varje elektrostimulering är tillämpad10. Denna teknik garanterar inte att villkoren är desamma för varje stimulering. Även lyfta av nerv kräver användning av en micromanipulator och upprepas stretching och släppa av nerven, vilket kan leda till neuropraxia. Jämfört med den nuvarande CN stimulering tekniken, minskar användning av ett biokompatibelt silikon lim att isolera nerv-elektrod anläggningen frekvensen av den nerv som sträcker sig till två instanser; en gång att placera bipolär elektrod runt nerven, och en gång för att isolera nerven och elektroden med lim. Därefter kunde flera neurostimulations utföras utan behov av nerv manipulationer.
Införande av nålen in i cavernous kroppen för trycket inspelning utgör ett avgörande steg. Nya användare av denna teknik bör öva denna del innan du startar experiment. När du distribuerar nålen till crus, är det viktigt att crus sträcks och nålen distribueras parallellt med sin kurs. Den andra kritiska steget är nerven hantering under dess dissektion från de omgivande vävnad och placering av elektrod under. Dissektion själv är inte en svår uppgift, kan någon stretch eller krossa av nerven resultera i skador. Vår ändring av detta steg gör behovet av en micromanipulator onödig och förenklar nerv hantering. Användningen av biokompatibelt silikon lim att isolera nerven och ger stabil och pålitlig kontakt mellan elektroden och nerven minskar nödvändiga manipulation. Silikon lim kunde också användas i andra djurmodeller där i vivo neurostimulering tillämpas.
Nedanstående parametrar stimulering i ett flertal studier varierar från 14-20 Hz och 1,5-12 V11,13,14. Denna teknik visade att stimulering med hjälp av en 1,5 mA, 16 Hz, 3 V, och 5 ms puls produceras ett fullständigt svar. Med ökande stimulering parametrar, ökar inte ICP (figur 18). Detta tyder på att stimulering med hjälp av några parametrar, som är över tröskeln för att utlösa arteriell (cavernous artär), arteriolär och sinusformad glatt muskulatur, är tillräcklig för att utlösa reflexen och skulle resultera i en full fysiologiska svar. Den efterföljande ökningen i frekvens, amplitud eller pulsbredd leder inte till en starkare fysiologisk reaktion och den kunde bryter ned neurotransmittorer eller även orsaka nervskada. Med ovan beskrivna parametrar, vi kunde uppnå en reproducerbar respons med en viloperiod som är så korta som 30 s mer än 40 gånger i rad.
Djupet av anestesi påverkar tydligt det fysiologiska svaret. Med inandning anestesi, kunde det vara väl kontrollerad, men den maximala belastningen är cirka 25% lägre, jämfört med fentanyl/midazolam anestesi ges genom injektion. Vi observerade att dosen av isofluran kunde upprätthållas på den nivå som bestäms av den minsta isofluran koncentrationen krävs för att undanröja tå nypa svar. De flesta utredare, använda injektion anestesi med natrium pentobarbital, fentanyl/midazolam, ketamin/xylazin eller ketamin/midazolam15.
Ingen av de publicerade artiklarna nämns användning av kontrollerade syresättning. Resultaten från denna studie visar att detta hade stor inverkan på ICP. Det är därför viktigt att djuret oavsett typ av anestesi används, får syre genom näsan konen.
Användning av råttor är fördelaktigt på grund av sin storlek och motståndskraft. Både i tidigare publicerade studier och bekräftas i denna forskning, Sprague Dawley-råttor har visat sig ha en intakt svar på CN stimulering i intervallet 6-12 veckor gammal och väger 200-550 g. använda möss är mer utmanande, men fördelaktigt tack vare den tillgänglighet av transgena teknik12.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Författarna har inga bekräftelser.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adson forceps | Fine Science Tool | 11006-12 | |
| Dumont #7 forceps | Fine Science Tool | 11271-30 | |
| Dumont #5 forceps | Fine Science Tool | 11273-20 | |
| ToughCut Mayo scissor | Fine Science Tool | 14110-15 | |
| Miniature Vannas Spring scissor | Fine Science Tool | 15006-09 | |
| Ultra Fine Hemostat | Fine Science Tool | 13020-12 | |
| Crile Hemostat | Fine Science Tool | 13004-14 | |
| Kwik-Sil Adhesive | World Precision Instruments | KWIK-SIL | |
| Teflon coated silver wire 0.125 mm | World Precision Instruments | AGT0510 | |
| Elastic wire retractors | Custom made | ||
| Scalpel blade | Fine Science Tool | 10023-00 | |
| PE-50 tubing | Warner Instruments | 64-0753 | |
| 23 G Needle | Kruuse | 121272 | |
| SD-9 Square Pulse Stimulator | Somatco | 1077/183 | |
| Blood pressure transducer and cable | World Precision Instruments | BLPR2 | |
| Raucotupf Cotton-tipped Applicators | Lohmann-Raucher | 11966 | |
| Pro-ophta Ocular Sticks | Lohmann-Raucher | 16515 | |
| NaCl 0,9 % 100 mL | Local pharmacy | ||
| Heparin | Local pharmacy | ||
| 25 mL Syringe | Odense University Hospital | ||
| Vet eye ointment - Viscotears | Local pharmacy | ||
| silver wires | Science Products GmbH, Heidelberg, Germany | ||
| Silicon Glue | Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA |
References
- Eckhard, C. Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).
- Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).
- Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model. J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).
- Martinez-Pineiro, L., et al. Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters. Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).
- Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).
- Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).
- Yamashita, S., et al. Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model. Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).
- Burnett, A. L., et al. GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction. J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).
- Lin, H., et al. Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury. J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).
- Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. Animal models of erectile dysfunction. J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).
- Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research. J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).
- Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article. J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).
- Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models. J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).
- Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).
- Albersen, M., et al. Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury. J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).
