Summary
El objetivo de este protocolo es proporcionar un modelo animal de implantación coclear, que puede utilizarse para tratar una multitud de preguntas de investigación. Las aplicaciones potenciales incluyen la evaluación de las intervenciones farmacéuticas o estimulación eléctrica para efectos beneficiosos sobre los umbrales de audición o impedancias de electrodos.
Abstract
Los implantes cocleares son dispositivos altamente eficientes que pueden restablecer la audición en sujetos con hipoacusia profunda. Debido a los resultados de percepción de habla mejor, criterios de candidatura se han ampliado en las últimas décadas. Esto incluye a pacientes con audición residual substancial que beneficiarse de la estimulación eléctrica y acústica del oído mismo, que hace a la preservación de la audiencia durante la implantación coclear una cuestión importante. Impedancia del electrodo y la cuestión conexa del consumo de energía es otro campo importante de investigación, como avances en esta área podrían allanar el camino para las prótesis auditivas totalmente implantables. Para abordar estas cuestiones de manera sistemática, adecuada los modelos animales son esenciales. Por lo tanto, el objetivo de este protocolo es proporcionar un modelo animal de implantación coclear, que se puede utilizar para abordar varias preguntas de investigación. Debido a su gran bulla timpánica, que permite un fácil acceso quirúrgico del oído interno, así como su rango de audición que es relativamente similar para el rango de audición de los seres humanos, el conejillo de Indias es una especie utilizada en la investigación auditiva. Implante coclear en el conejillo de Indias se realiza vía un acercamiento retroauricular. A través de la bullostomy un cochleostomy se perfora y se introduce el electrodo del implante coclear en tympani del scala. Este electrodo puede utilizarse entonces para estimulación eléctrica, determinación de impedancia de electrodo y la medición de potenciales de acción compuestos del nervio auditivo. Además de estas aplicaciones, electrodos del implante coclear pueden también utilizarse como dispositivos de entrega de drogas, si pretende una entrega tópica de agentes farmacéuticos a las células o fluidos del oído interno.
Introduction
Más de 500 millones de personas en todo el mundo sufren pérdida de audición. 1 alteración auditiva se ha relacionado con una mayor tasa de depresión, baja autoestima y menores sentimientos de autoestima, que conducen a la disminución de la calidad de vida. 2 mientras que los audífonos son una forma adecuada para restaurar la función sensorial en los casos de pérdida de oído moderada, la modalidad de tratamiento más eficaz para pacientes que sufren de pérdida auditiva profunda es el implante coclear (IC). Debido a los excelentes resultados con respecto a la percepción del habla, criterios de candidatura para la implantación coclear ahora también incluyen a pacientess residual sustancial de la audiencia en la región de baja frecuencia, pero no se benefician de ayudas auditivas. 3 ya que estos pacientes pueden uso combinado de estimulación eléctrica y acústica en el oído implantado, preservación de la audiencia se ha convertido en un grave problema para los cirujanos de CI. Durante la implantación coclear, una matriz de electrodos se inserta en la escala timpánica de la cóclea, donde estimula eléctricamente el nervio auditivo. 4 el trauma de la inserción de electrodo supone un riesgo para la audición residual e induce fibrosis, lo cual aumenta la impedancia de electrodo y consumo de la batería del implante. Así, los modelos para el estudio de intervenciones que pueden reducir la pérdida de la audición y la fibrosis causada por la inserción del electrodo son esenciales.
El conejillo de Indias es un modelo animal adecuado y conveniente para CIs, debido a la más fácil y más reproducible acceso quirúrgico del oído interno en comparación con los Jerbos, las ratas o ratones. 5 , 6 , 7 , 8 además, el rango de audición de esta especie es relativamente comparable al oído humano. 9 especies más grandes como los gatos o monos, que han sido utilizados para abordar preguntas de investigación específicas relacionados con CIs, no representan una opción razonable para la mayoría de los estudios CI debido a consideraciones éticas y financieras. 10 , 11
En Resumen, el conejillo de Indias es un modelo confiable y relativamente económica para evaluar los efectos de las intervenciones farmacológicas en el ajuste del implante coclear.
Protocol
Todos los experimentos en animales fueron aprobados por el Comité de bienestar de los animales locales y el Ministerio Federal austríaco para la ciencia, investigación y economía.
1. prepare el equipo y la instalación necesaria para la cirugía
- Coloque el microscopio quirúrgico, taladro, placa calefactora y Pulso Oxímetro para permitir la fácil y eficiente manipulación durante la cirugía. Comprobar el funcionamiento de los dispositivos basados en el manual del fabricante. Asegúrese que la placa está a 38 ° C con el fin de proteger al animal de hipotermia durante la cirugía.
- Poner en una capucha y una máscara.
- Realizar desinfección de la mano quirúrgica. Lávese las manos minuciosamente con jabón. Séquese las manos y después utilizar un desinfectante con alcohol para desinfectar las manos. Colóquese guantes después de que las manos estén secas.
- Preparar los instrumentos quirúrgicos esterilizados y los equipos necesarios para la implantación coclear. Vea la Tabla de materiales para los instrumentos quirúrgicos y equipos utilizados para la implantación de CI de conejillo de Indias en el presente Protocolo.
- Cuando se piensan las medidas del potencial de acción compuesto (PAC), prepare una pieza aproximadamente 3,5 cm de largo alambre oro aislado Teflon quitando cuidadosamente las piezas del aislamiento en ambos extremos con una pinza de micro (aproximadamente 3 mm de un extremo y 5 mm de el otro extremo). Preparar un segundo trozo de alambre de oro (aproximadamente 2,5 cm) con extremos de aislamiento de aproximadamente 5 mm. lugar los cables preparados en alcohol o desinfectante.
2. anestesia, medicamentos y preparación de animales
- Pesar el animal.
Nota: Los animales utilizados son mujeres Dunkin-Hartley albino conejillos de Indias. El peso de los animales utilizados, que son aproximadamente 4-6 semanas de edad, oscila entre 300 y 400 g. - Preparar los anestésicos y medicamentos necesarios para la cirugía basada en el peso del animal. Preparar 0,72 mL de la mezcla anestésica, que consiste en 0,06 mL ketamina (100 mg/mL), medetomidina (1 mg/mL), de 0,18 mL 0,12 mL de midazolam (5 mg/mL) y 0,36 mL de fentanyl (50 μg/mL) para la cirugía en un conejillo de Indias de 400 g. Vea la tabla 1 para dosis basada en el peso de los anestésicos.
- Inyectar la mezcla de ketamina y medetomidina, midazolam, fentanilo por vía subcutánea a la almohadilla de grasa en el cuello del animal utilizando una aguja de 27 G. Ver tabla 1 para el peso base de dosis de los anestésicos. Cubra la jaula y dejar el animal en un lugar tranquilo durante 10 minutos antes de proceder.
- Lubricar los ojos de los animales y mantenerlos lubricados durante todo el procedimiento. Afeitarse la cabeza del animal, centrándose en la región retroauricular para permitir un acceso quirúrgico suficiente a la bulla.
- Colocar el animal en la placa de calefacción en posición prona y asegúrese de que el animal no está en contacto directo con la placa calefactora para evitar quemaduras térmicas. Coloque la sonda del oxímetro de pulso a un pie del animal. Luego, abra cuidadosamente la boca del animal con un laringoscopio pequeño y limpiar que la cavidad oral completa de los alimentos se basa mediante el uso de una ventosa.
- Mantenga la boca del animal con el laringoscopio. Introduzca con cuidado un tubo de estómago en el esófago del animal y lentamente empuje en la dirección del estómago hasta que sienta una resistencia.
- Supervisar O2-saturación del animal para asegurarse de que el tubo de estómago no está en la tráquea. Retire el tubo del estómago si hay una disminución en la saturación de O2 y vuelva a intentarlo después de que el animal está completamente oxigenado.
- Inyectar una mezcla de suero fisiológico, glucosa 5% y enrofloxacina en la almohadilla de grasa en el cuello del animal utilizando una aguja de 23 G.
- Use desinfectante para manos alcohol para desinfectar las manos otra vez. Colóquese guantes limpios de nuevo.
- Preparar el campo quirúrgico con alternando peelings de povidona yodo y el 70% de etanol y cubrir el animal. Abrazaderas de cortinas adhesivas uso o toalla para asegurarse de que sólo en el campo quirúrgico se queda al descubierto durante el procedimiento.
- Por vía subcutánea inyectar 0,1 mL de solución de lidocaína 2% en el área de la incisión prevista para la suficiente anestesia local y posicionar al animal hacia un lado.
- Volver a la dosis el animal con 1/4 de la dosis inicial de la mezcla anestésica cada 30 minutos después de la primera inyección para mantener la anestesia suficiente.
3. implantación coclear
- Realizar una incisión de la piel aproximadamente del 2-3 cm 3-5 mm posterior a la oreja con un bisturí. Utilizar el cauterio bipolar cuando sea necesario para minimizar el sangrado.
Nota: La profundidad anestésica se debe confirmar por la falta de pedal retirada antes de la primera incisión. Esta prueba debe repetirse cada 15-20 minutos para controlar la profundidad anestésica durante el procedimiento. - Corte cuidadosamente los músculos en el área retroauricular después palpando la bulla auditiva utilizando un bisturí 15 o tijeras quirúrgicas.
Nota: Palpe la bulla auditiva como una prominencia debajo de los músculos. - Diseccionar los músculos de la ampolla, empujando suavemente a un lado usando un Raspatories o un bastoncillo de algodón. Usar un retractor para exponer toda la longitud de la incisión y han acceso sin trabas a la bulla.
- Utilice la punta de un bisturí 15 para perforar un agujero en la bulla. Gire con cuidado el bisturí hasta el hueso está perforado para permitir la inspección de las estructuras del oído medio.
- Ampliar la bullostomy según sea necesario para asegurarse de la vuelta basal de la cóclea y puede visualizarse adecuadamente el nicho de la ventana redonda. Coloque la cabeza del animal en una posición derivada para poder acceder a estas estructuras. Cubra el área de la bullostomy con un pequeño trozo de una compresa para evitar que sangre y líquido extracelular que el oído medio.
Nota: La posición derivada de la cabeza puede obstruir las vías respiratorias del animal. Por lo tanto, la saturación de oxígeno del animal debe revisarse con frecuencia. - Coloque el animal en la posición propensa. Exponga el vértice del animal, realizar una incisión rectangular y quitando la piel. Diseca el periostio y limpiar los huesos de cualquier otro tipo de tejido o sangre usando un bisturí.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, acabado de la preparación del alambre oro 3,5 cm teflon aislado formando un pequeño gancho con una micro pinzas en el extremo del alambre, que ha sido símbolo de 3 mm.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, guía al final del hilo de oro, ha sido símbolo de 5 mm, por vía subcutánea a la cima a través de un catéter venoso periférico 18 G, utilizando una pinza de micro. Use otro micro fórceps con la otra mano para guiar el extremo curvo del hilo con cuidado en el oído medio.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, descender la cabeza del animal para visualizar el área del nicho de la ventana redonda a través de la bullostomy. Use la otra mano para enganchar el alambre de oro para la prominencia ósea del nicho de la ventana redonda usando una micro pinzas.
- Mantener la suave tensión en el alambre de oro y fijarlo al borde craneal de la bullostomy con 10-15 μl de pegamento de tejido utilizando una jeringa de 1 mL con una aguja de 27 G. Evitar el desplazamiento de pegamento en el oído medio. Vea la figura 1 para una imagen intraoperatoria de la zona de la ventana redonda con el alambre de oro in situ.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, conecte el extremo sin aislamiento del alambre de oro para el equipo utilizado para medir potenciales auditivos y realizar mediciones de CAP iniciales. Ver Honeder et al., 2016, para una descripción detallada de las medidas de tapa realizado rutinariamente en nuestro laboratorio. 12
- Coloque el animal en posición prona. 2 perforaciones 1 mm anterior a la sutura lambda utilizando una fresa de 1 mm sin causar daño a la duramadre. Implante de 2 tornillos de acero inoxidable de 2mm en el cráneo.
Nota: Los tornillos sirven como puntos de fijación para el conector del electrodo. Adaptar la distancia entre los tornillos con respecto al tamaño del conector. - Utilizar un catéter venoso periférico 18 G para guiar el electrodo desde el conector a la bulla en una capa de tejido cerca de la calavera como sea posible.
- Mezclar el polvo de cemento dental con el líquido para cemento dental en polvo con una espátula de acuerdo con el manual del fabricante.
- Lugar 0,5 - 0,7 mL de semifluid cemento dental entre los tornillos utilizando una espátula. Coloque el conector del electrodo entre los tornillos.
- Mantenga el conector en posición hasta que el cemento dental es endurecido. Asegúrese de que los tornillos están revestidos por el cemento para permitir la fijación estable de la conexión.
- Posición del animal hacia los lados. Taladre con cuidado cochleostomy 1 mm desde el nicho de la ventana redonda con una fresa de diamante de 0.5 mm a una tasa de rotación de 5000 disparos por minuto.
- Introduzca con cuidado el electrodo en el tympani de scala a una profundidad de 4 mm. Retirar el electrodo y repetir la inserción. Vea la figura 2 para el electrodo utilizado para la implantación coclear de conejillo de Indias.
- Utilizando una aguja recta, sellar la zona de cochleostomy con un trozo pequeño de músculo. Fijar el electrodo al borde craneal de la bullostomy con 10 μl de pegamento de tejido mediante el uso de una jeringa de 1 mL con una aguja de 27 G.
- Preparar el cemento dental como se menciona en 3.14. Cierre con cuidado la bullostomy con aproximadamente 0,3 mL de cemento dental mediante el uso de una espátula. Cierre la incisión retroauricular usando Sutura absorbible 5-0.
- Gire el animal a la posición propensa.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, coge el borde posterior de la incisión rectangular en la cima del animal utilizando un fórceps de tejido. Utilice una tijera con la otra mano para hacer un túnel subcutáneo de aproximadamente 2 cm de longitud en el cuello del animal.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, el alambre de oro 2.5 cm por vía subcutánea en el cuello del animal usando un fórceps del implante. Soldar el extremo sin aislamiento corto al pin del conector en el vértice del animal designado.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, la soldadura del electrodo de nicho de ventana redonda (cable de oro) con el conector adecuado del conector en el vértice del animal.
- Aplicar una cantidad adicional de cemento dental en la parte superior el conector para cubrir completamente las patas del aislantes y el electrodo.
- Cuando se piensan las medidas de la tapa, mida la postoperatoria según el protocolo de investigación.
4. posoperatorio cuidado
- Aplicar atipamezole y flumazenil por vía subcutánea después de la cirugía y las medidas con el fin de antagonizar la anestesia.
- Aplique solución salina fisiológica como sustitución líquido para apoyar la recuperación del animal de la cirugía.
- Coloque el animal bajo una lámpara de calefacción hasta que se ha recuperado de la anestesia y comienza a moverse dentro de la jaula.
- Evitar la hipertermia o quemar mediante la colocación de la lámpara de calentamiento aproximadamente de 50 cm para el animal. Asegúrese de que la temperatura del cuerpo del animal siempre es entre 37.5 ° C y 39 ° C.
- Compruebe el animal para los síntomas de lesión vestibular como nistagmo, que circunda o voltearse. 13 , 14
- Buprenorfina para la analgesia se aplican dos veces al día por dos más días después de la cirugía.
Nota: Antes de la primera aplicación de buprenorfina después de la cirugía Asegúrese de que el animal ha recuperado totalmente y tiene respiración estable. Aplicación de este medicamento mientras el animal está todavía bajo anestesia puede ocasionar depresión respiratoria. - Peso del animal durante los primeros 3 días después de la cirugía para detectar la pérdida de peso posible como un marcador sustituto de angustia durante este tiempo.
Nota: Pérdida de peso de aproximadamente 10% durante los primeros 3 días después de la cirugía puede esperar y debe ser considerada común. Esta pérdida de peso es temporal y se recuperará en pocos días.
Representative Results
Generalmente las heridas quirúrgicas sanan rápidamente y sin complicaciones en el modelo de conejillo de Indias y los contactos para la medición electrofisiológica postoperatoria siendo fácilmente accesibles en la cima del animal (figura 3). La figura 4 muestra la medición de pre- y postoperatorio click-CAP de un animal representativo. Inserción de electrodo resultó en un cambio del umbral de 16 decibelios (dB) (figuras 4A y 4B). Figura 4 C muestra los umbrales de tapa frecuencia específicos previos y postoperatorio del mismo animal. Los umbrales de la tapa son casi sin cambios en las frecuencias bajas, mientras que un cambio de umbral de aproximadamente 25 a 30 dB se logra en la zona de alta frecuencia, a partir de 8 kHz.
Inserción de electrodo puede causar traumatismo en el oído interno. Además del trauma operatorio agudo, la reacción de cuerpo extraño al electrodo afecta negativamente el rendimiento del implante coclear. Figura 5 muestra las cócleas de conejillos de Indias después de la inserción de CI y diversos procedimientos histológicos. En la figura 5al electrodo, que se posiciona correctamente en la rampa timpánica, quedó en situ, mientras que en la figura 5B el electrodo fue quitado antes de workup histológico. En la figura 5A casi ninguna reacción de cuerpo extraño es visible, mientras que en la figura 5B un área del tympani del scala se llena con tejido fibrótico. Figura 5 C representa la fractura de la lámina espiral ósea debido a la inserción del electrodo de CI, que también causó una pérdida de las células del ganglio espiral en este animal. Más alto que el umbral esperado cambios en algunos animales pueden explicar tales fracturas.
Figura 1 : Zona de la ventana con el alambre de oro in situ. Un asterisco señala la ventana redonda, una x gire la basal de la cóclea. El alambre de oro está marcado por una flecha. La escala de la barra 2 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Cobaya implante coclear electrodos. Se inserta el electrodo con dos contactos de 4 mm. El diámetro del electrodo es cónico de 0,3 mm en la punta de 0,5 mm. líneas indican 0,5 mm. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Conejillo de Indias de aproximadamente dos semanas después de la implantación coclear. El electrodo de CI está en situ y los contactos para las mediciones electrofisiológicas son fácilmente accesibles en la cima del animal. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Umbrales de tapa representativo (A) Umbral de tapa clic preoperatoria de un animal representativo. (B) postoperatorias Haz clic en el umbral de la tapa del mismo animal, exhibiendo un cambio del umbral de 16 dB. Las líneas indican 10 dB. (C) pre y postoperatorio frecuencia específica CAP umbrales. Mientras que las frecuencias bajas son casi sin cambios, puede observarse un cambio de umbral de 25-30 dB en el rango de frecuencia de 8 a 32 kHz. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 : Posibles consecuencias locales CI de inserción del electrodo. (A) micrografía de vuelta basal de una cóclea cobaya con el electrodo de CI in situ (#) y reacción de cuerpo extraño mínima sólo. El análisis histológico se realizó utilizando una molienda y pulido de técnica después de la incrustación de resina y la coloración de Giemsa. 15 Scalebar 100 μm (B) micrografía del conducto timpánico de la basal superior gire de la cóclea con respuesta de tejido visible dejando un canal después de la eliminación del electrodo CI (#). Scalebar 100 μm (C) giro basal inferior de cóclea con lámina espiral ósea fractura (flecha negrita) y de tejidos adyacentes: (i) pérdida de las células del ganglio espiral (flecha) canal (ii) fibrosis de Rosenthal y osteoneogenesis en conducto vestibular (●) y () III) pérdida del órgano de Corti (*). Orificio de perforación para la inserción de CI (○) con osteoneogenesis adyacentes. Scalebar 500 μm. figuras 5B y 5C se tiñeron con (azul) de la hematoxilina y eosina (rojo). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Discussion
El protocolo presentado describe cómo realizar la implantación coclear en el modelo de conejillo de Indias. Este protocolo permite evaluar diferentes intervenciones por sus efectos sobre la audición residual y reacción de cuerpo extraño al electrodo de CI. Deben tomarse varias precauciones para lograr una alta reproducibilidad y exactitud de los experimentos.
Umbrales de audiencia de la base de todos los cerdos de guinea deben medirse preoperatively usando por ejemplo auditivas del médula oblonga respuestas. Algunos de los cuyes disponibles comercialmente presentan una pérdida auditiva relevante y por lo tanto no se incluirán en la cohorte experimental. Dependiendo de la duración de la cirugía y el protocolo de que esta evaluación se puede realizar ya sea inmediatamente antes de cirugía o unos días antes de la implantación coclear, dando el animal, el tiempo suficiente para recuperarse de la anestesia.
Al realizar la cirugía bajo anestesia general en un espontáneamente respiración animal, la velocidad es importante. Por lo tanto, la preparación meticulosa antes de la cirugía es esencial, como es la elección del protocolo anestésico. El uso de ketamina, medetomidina, midazolam y fentanilo en combinación con los resultados de la anestesia local en un suficiente anestesia y analgesia, mientras que al mismo tiempo el animal sigue a respirar espontáneamente. En comparación con el uso de ketamina y xilacina describe a menudo, este régimen produce mejor analgesia y perioperatoria menor morbilidad y mortalidad. Es importante que todos los instrumentos y medicamentos (incluyendo un refuerzo de los anestésicos) disponibles antes de poner el animal a dormir.
Debido a los cambios de posición de los animales durante la cirugía (cambiar de prono a posición lateral y parte posterior), es un riesgo de aspiración del estómago contenido en los pulmones. Por esta razón, el protocolo incluye también la aplicación de una sonda gástrica, que es una manera rápida y fácil para proteger al animal de aspiración y reducir la mortalidad perioperatoria.
Para mantener la esterilidad durante la reubicación, las zonas donde el animal es tocado necesidad a ser cubierta por cortinas estériles, guantes deben cambiarse después de eso o reposicionamiento debe hacerse por otra persona que no es estéril.
O2-control de saturación es también de suma importancia durante la cirugía. El posicionamiento de la cabeza necesaria para la visualización del promontorio y nicho de la ventana redonda puede causar una obstrucción de las vías respiratorias, que pueden manejarse fácilmente cuando identifica bastante temprano.
Generalmente los animales pierden gran cantidad de líquidos corporales (por ejemplo, sangre, líquido extracelular, orina) durante la cirugía. Por lo tanto, el protocolo de sustitución de líquido introducido en este manuscrito representa un método bien tolerado para estabilizar la hemodinamia de los animales y apoya la recuperación rápida de la anestesia.
Para evitar errores al realizar mediciones audiometrical, se recomienda conectar el mismo pin del conector a un electrodo específico durante cada cirugía.
Una limitación de este método es la relativamente alta variabilidad en los cambios de umbral audición postoperatoria, que a menudo no se correlacionan bien con la opinión del cirujano. A pesar de esta variabilidad en los resultados se asemeja a la situación en humanos destinatarios de CI con la audición residual, lo no se entiende completamente lo que son las causas de los resultados variable. 16 , 17 , 18 en general, la variabilidad disminuye con el tiempo y la experiencia del cirujano. Es importante evitar fuerzas excesivas cuando se inserta el electrodo, que puede conseguirse una velocidad de inserción lenta. Porque la inserción cuidadosa de un electrodo de CI puede producir solamente muy limitado de la hipoacusia, el protocolo presentado describe una inserción repetida del electrodo, que causa una mayor y más predecible pérdida de la audición. Esta pérdida auditiva es más pronunciada en la zona de alta frecuencia, entre 16 y 32 kHz. Como el trauma de intracochlear depende de la profundidad de inserción, la morfología de la cóclea y el enfoque (cochleostomy versus inserción de ventana redonda) deben tomarse en cuenta. Inserción del electrodo de CI a través de la membrana de ventana redonda, que generalmente se realiza en implantación coclear de la preservación de audición humana, también se ha utilizado en el modelo de conejillo de Indias. 19 porque la membrana de ventana redonda se esconde en el conejillo de Indias y la inserción de electrodo a través de los resultados de la membrana de ventana redonda en un ángulo desfavorable inserción, perforar un cochleostomy conduce a los cambios de umbral de audición más predecibles. Este protocolo propone el uso de un bisturí en lugar de un taladro para la apertura de la bulla timpánica, porque esto se traduce en una exposición de reducir el ruido del oído a implantar. La evaluación histológica de los oídos interno a la reacción de cuerpo extraño al electrodo, la cantidad de células ciliadas y las células del ganglio espiral así como trauma a las estructuras como la lámina espiral ósea y las tasas de desplazamiento del electrodo se deben realizar en todos los implantan orejas, ya estos resultados facilitan la mejor comprensión de los resultados funcionales medidos. 12 , 20
Disclosures
Christoph Arnoldner y Honeder de Clemens son los titulares de una beca de investigación de Austria de MED-EL. Los electrodos utilizados en esta publicación fueron proporcionados por Austria de MED-EL. Los restantes autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores queremos agradecer a Sandra Peiritsch para el cuidado de los animales y Noelani Peet para redacción médica. Se agradece el apoyo financiero por el fondo de ciencia austríaco (FWF grant P 24260-B19) y el Austria de MED-EL.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Scale | |||
| Oxygen insufflator | |||
| Shaver | |||
| Sucker | |||
| Povidone Iodine Solution | |||
| Alcohol | |||
| Laryngoscope | |||
| Stomach tube | Fr 06, Lg 80 cm | ||
| Surgical binocular microscope | |||
| Drill | |||
| 0.5 mm diamond burr | |||
| 1 mm diamond burr | |||
| Heating plate | |||
| Pulse oximeter | |||
| Tissue glue | |||
| Dental cement powder | |||
| Fluid for dental cement powder | |||
| Bipolar cautery | |||
| Gauze compress | |||
| Cotton bud | |||
| Cement mixing bowl | |||
| Teflon insulated gold wire | 99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen) | ||
| Scalpel with blade No. 10 | |||
| Scalpel with blade No. 15 | |||
| Scissors | |||
| Mosquito forceps | |||
| Dressing forceps | |||
| Tissue forceps | |||
| Delicate dressing forceps 2X | |||
| Micro forceps | |||
| Screw driver | |||
| Stainless steel screws | diameter: 1 mm | ||
| Retractor | |||
| Needle probe | |||
| Spatula | |||
| Needle holder | |||
| 5-0 absorbable sutures | |||
| Needle 23G | |||
| Needle 27G | |||
| Medetomidine 1 mg/mL | 0.36 mg/kg | ||
| Midazolam g mg/mL | 1.2 mg/kg | ||
| Fentanyl 50 µg/mL | 0.036 mg/kg | ||
| Ketamine 100 mg/mL | 12 mg/kg | ||
| Lidocaine (local anesthesia) | 4 mg/kg | ||
| Atipamezole 5 mg/mL | 1 mg/kg | ||
| Flumazenil 0.1 mg/mL | 0.1 mg/kg | ||
| Enrofloxacin 100 mg/mL | 7 mg/kg | ||
| Buprenorphin 0.3 mg/mL | 0.05 mg/kg | ||
| Physiological Saline (at body temperature) | 12.5 mL/Kg (pre-surgery) | ||
| Glucose 5 % (preoperative, at body temperature) | 12.5 mL/Kg | ||
| Physiological Saline (at body temperature) | 25 mL/kg (post-surgery) |
References
- Stevens, G., et al. Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries. Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).
- Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults. Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).
- Arnoldner, C., et al. Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience. Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).
- Kral, A., O'Donoghue, G. M. Profound deafness in childhood. N Engl J Med. 363 (15), 1438-1450 (2010).
- DeMason, C., et al. Electrophysiological properties of cochlear implantation in the gerbil using a flexible array. Ear Hear. 33 (4), 534-542 (2012).
- Eshraghi, A. A., et al. Pattern of hearing loss in a rat model of cochlear implantation trauma. Otol Neurotol. 26 (3), discussion 447 442-447 (2005).
- Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion. Hear Res. 312, 81-90 (2014).
- Wysocki, J. Topographical anatomy of the guinea pig temporal bone. Hear Res. 199 (1-2), 103-110 (2005).
- Heffner, H. E., Heffner, R. S. Hearing ranges of laboratory animals. J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (1), 20-22 (2007).
- Van Beek-King, J. M., Bhatti, P. T., Blake, D., Crawford, J., McKinnon, B. J. Silicone-coated thin film array cochlear implantation in a feline model. Otol Neurotol. 35 (1), 45-49 (2014).
- Marx, M., et al. Cochlear implantation feasibility in rhesus macaque monkey: anatomic and radiologic results. Otol Neurotol. 34 (7), 76-81 (2013).
- Honeder, C., et al. Effects of sustained release dexamethasone hydrogels in hearing preservation cochlear implantation. Hear Res. , (2016).
- Ris, L., Capron, B., de Waele, C., Vidal, P. P., Godaux, E. Dissociations between behavioural recovery and restoration of vestibular activity in the unilabyrinthectomized guinea-pig. J Physiol. 500, (Pt 2) 509-522 (1997).
- Jin, Z., Mannstrom, P., Skjonsberg, A., Jarlebark, L., Ulfendahl, M. Auditory function and cochlear morphology in the German waltzing guinea pig. Hear Res. 219 (1-2), 74-84 (2006).
- Honeder, C., et al. Effects of intraoperatively applied glucocorticoid hydrogels on residual hearing and foreign body reaction in a guinea pig model of cochlear implantation. Acta Otolaryngol. 135 (4), 313-319 (2015).
- Moteki, H., et al. Long-term results of hearing preservation cochlear implant surgery in patients with residual low frequency hearing. Acta Otolaryngol. 137 (5), 516-521 (2017).
- Eshraghi, A. A., et al. Clinical, surgical, and electrical factors impacting residual hearing in cochlear implant surgery. Acta Otolaryngol. 137 (4), 384-388 (2017).
- Reiss, L. A., et al. Morphological correlates of hearing loss after cochlear implantation and electro-acoustic stimulation in a hearing-impaired Guinea pig model. Hear Res. 327, 163-174 (2015).
- Chang, M. Y., et al. The Effect of Systemic Steroid on Hearing Preservation After Cochlear Implantation via Round Window Approach: A Guinea Pig Model. Otol Neurotol. 38 (7), 962-969 (2017).
- Eshraghi, A. A., Yang, N. W., Balkany, T. J. Comparative study of cochlear damage with three perimodiolar electrode designs. Laryngoscope. 113 (3), 415-419 (2003).
