Summary
Mäuse sind ein unschätzbares in Vivo -Modell, Infektionen und Krankheiten, die durch Magen-Darm-Mikroorganismen zu studieren. Hier beschreiben wir die Methoden zur Untersuchung der bakteriellen Besiedelung und histopathologische Veränderungen in Mausmodellen von Helicobacter Pylori-Krankheiten.
Abstract
Helicobacter Pylori ist ein Magen-Erreger, die in der Hälfte der Weltbevölkerung vorhanden ist und ist eine wesentliche Ursache für Morbidität und Mortalität beim Menschen. Mehrere Maus-Modellen der Magen Helicobacter -Infektion wurden entwickelt, um die molekularen und zellulären Mechanismen zu untersuchen, wobei die H. Pylori -Bakterien besiedeln den Magen des menschlichen Wirte und Krankheiten verursachen. Hier beschreiben wir Protokolle: 1) bereiten Sie bakterielle Aufhängungen für die in-Vivo -Infektion von Mäusen über eines-Magensonde; (2) bestimmen Sie bakterienbesiedlung in Maus Magen Gewebe, durch Polymerase-Kettenreaktion (PCR) und tragfähige zählen; und 3) krankhafte Veränderungen durch Histologie zu beurteilen. Um Helicobactäh Infektion bei Mäusen zu etablieren, bestimmten Pathogen-freies (SPF) Tiere sind zunächst mit Suspensionen (mit ≥105 koloniebildenden Einheiten KBE) der Maus besiedeln entweder Helicobacter Pylori -Stämme beimpft oder andere Magen Helicobacter spp. von Tieren, wie z. B. Helicobacter Felis. Zu den entsprechenden Zeitpunkten nach der Infektion sind Mägen ausgeschnitten und seziert sagittal in zwei gleich gewebefragmente, jeweils bestehend aus den Regionen Antrum und Körper. Eines dieser Fragmente wird verwendet für tragfähige zählen oder DNA-Extraktion, während die anderen histologischen Verarbeitung unterliegt. Bakterielle Besiedlung und histopathologische Veränderungen im Magen können routinemäßig im Magen Gewebeschnitte gebeizt mit Warthin-Starry, Giemsa oder Hämatoxylin und Eosin (H & E) Flecken, entsprechend bewertet werden. Zusätzliche immunologische Analysen darf auch von Immunohistochemistry oder Immunfluoreszenz auf Maus Magen Gewebeschnitte vorgenommen werden. Die nachfolgend beschriebenen Protokolle sind speziell für die Beurteilung bei Mäusen der gastrischen Krankheiten ähnlich denen in Mensch-im Zusammenhang mit H. Pylori ermöglichen Krankheiten, einschließlich Entzündung, Atrophie der Drüse und lymphoide Follikel Bildung. Das Inokulum Vorbereitung und eines-Magensonde Protokolle können auch an die Pathogenese der anderen magensaftresistenten humanpathogene Erreger zu studieren, die Mäuse, wie Salmonella Typhimurium oder Citrobacter Rodentiumbesiedeln angepasst werden.
Introduction
Helicobacter Pylori ist eine spiralförmige, Gramnegative, menschlichen Magen Erreger vorhanden in allen Bevölkerungsgruppen auf der ganzen Welt, mit Infektionsraten in den Entwicklungsländern, die voraussichtlich in der Größenordnung von 80 %1. Obwohl die meisten H. Pylori-infizierte Personen asymptomatisch sind, einige schwere Krankheiten, Magenkrebs2von Verdauungs-Geschwüre bis zu entwickeln. H. Pylori-assoziierten Krebsarten im großen und ganzen zeichnen sich durch bösartige Veränderungen in Epithelzellen (GECs) oder durch die Bildung von extra nodal lymphatischen Gewebe im Magen, wodurch Magen Adenokarzinom oder Schleimhaut-assoziierten lymphatischen Gewebe (MALT) Lymphom, beziehungsweise. H. Pylori ist sehr angepasst, um zu überleben in der rauen ökologische Nische des Magens durch die Anwesenheit von verschiedenen Virulenzfaktoren und Mechanismen, die Erleichterung der Einhaltung, Wachstum und Stoffwechsel in dieser Nische. Insbesondere besitzen virulente Stämme von H. Pylori 40 kb Cag Pathogenität Insel (CagPAI), die ungefähr 30 Gene für die Produktion einer Typ 4-Sekretion System (T4SS)3,4 erforderlichen kodiert . CAG PAI-positiven H. Pylori -Stämme sind verbunden mit der Induktion von höheren Ebenen der chronischen Entzündung in der Hostie, die als ein wesentlicher Vorläufer der Magen Adenokarzinom5verwickelt hat.
In Vivo Tiermodellen, insbesondere Mäuse wurden dadurch, dass Forscher untersuchen die relativen Beiträge der Host, bakterielle und umweltbedingten Faktoren auf H. Pylori -Infektion und Krankheit Ergebnis6sehr informativ. Studien haben bisher gezeigt, die verlängerte H. Pylori Infektion der Mäuse C57BL/6 genetischen Hintergrund Ergebnisse bei der Entwicklung von chronischer Gastritis und Drüse verkümmert, beide Kennzeichen von H. Pylori -Infektion-7. Infektion mit den verwandten Bakterienarten Katze/Hund, H. Felis, ist darüber hinaus nachweislich induzieren Malz Bildung bei Mäusen mit ähnlichen Pathologie und Fortschreiten der Krankheit wie im menschlichen MALT-Lymphom8,9zu sehen. Die am häufigsten verwendeten H. Pylori Isolat in Studien an Mäusen Kolonisation ist die "Sydney Sorte 1" (SS1) Belastung10, die CagPAI+ , sondern hat ein nicht-funktionale T4SS (T4SS−)11. Andere weit verbreiteten Sorten sind H. Pylori B128 7.13 (CagPAI+/T4SS+)12 und X47-2AL (CagPAI–/T4SS−)13. Für H. Felis Infektionen, die Belastung CS1 ("Cat Spirale 1", CagPAI–/T4SS−) ist in der Regel verwendete14.
Hier bieten wir ein Protokoll beschreibt die Vorbereitung der Helicobacter Impfkulturen für in-Vivo -Infektion, das Verfahren für die eines-Magensonde von Mäusen, sowie Methoden für die Verarbeitung von Gewebe für die Untersuchung von histopathologischen Veränderungen in den Magen. Insbesondere konzentriert sich dieser Artikel auf die histologischen Methoden zur bakteriellen Besiedelung zu visualisieren und histopathologische Veränderungen, einschließlich der Malz-Bildung in der Magenschleimhaut von infizierten Mäusen zu beurteilen. Einige der hier beschriebenen Methoden kann das Studium der andere Darm-Erreger wie S. angepasst werden. Typhimurium oder C. Rodentium.
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Protocol
1. Wachstum und Vorbereitung der bakteriellen Impfkulturen
- Tauen Sie Glycerin Bestände von H. Pylori oder H. Felis15 von-80 ° C und Subkultur auf Pferd BLUTAGAR (HBA) Platten bestehend aus: BLUTAGAR Base Nr. 2 (siehe Tabelle der Materialien); eine modifizierte "Skirrows Antibiotika selektive Ergänzung" (bestehend aus Vancomycin, 10 μg/mL; Polymyxin B, 25 ng/mL; Trimethoprim, 5 µg/mL; Amphotericin B, 2,5 μg/mL); und 5 – 10 % (V/V) Pferd Blut15,16. Die Bakterien wachsen auch unter Microaerobic Bedingungen in 2,5 oder 3,5 L anaeroben Gläser mit den entsprechenden Gas Packs (siehe Tabelle der Materialien), bei 37 ° C.
Hinweis: H. Pylori Stämme unter diesen Bedingungen gewachsen müssen nach 1 bis 1,5 Tagen Inkubation, subkultiviert werden, während für H. Felis, mindestens 2 Tage Inkubationszeit ist in der Regel erforderlich. Geeignete Kultur und Lagerung Medien beschrieben worden im detail vorher15. -
Maus-Infektion vom frühen bis mittleren logarithmischen Phase Kulturen bakterielle Impfkulturen vorbereiten. Ernten Sie Bakterien sanft von Agarplatten durch Überflutung jede Platte mit 1 – 2 mL des Gehirns Herz Infusion (BHI) Brühe. Aspirieren Sie Suspensionen aus Platten mit Pasteur Pipetten.
- Alternativ bereiten Sie Inokula von Helicobacter -Bakterien, die in der BHI Suppe für 16 – 18 h15weitergegeben wurden. In diesem Fall sammeln Sie Bakterien durch niedrige Drehzahl Zentrifugation bei 2.200 X g für 10 min bei 4 ° C.
- Beurteilen Sie die Lebensfähigkeit und Beweglichkeit der Bakterien durch die Untersuchung nasspräparat Vorbereitungen unter Phasenkontrastmikroskopie (100 X Objektiv). Bereiten Sie nassen Reittiere durch resuspending eine IMPFÖSE Bakterien in ein 10 – 20 μL Tröpfchen der BHI Brühe auf einen Glas-Objektträger vor. Im Falle von H. Felis, die eine viel größere Bakterium als H. Pyloriist, verwenden Sie eine Zählkammern genau die Anzahl der lebensfähigen Bakterien zählen. Bestätigen Sie Kultur Reinheit durch eine Gram-Färbung ausführen.
Hinweis: Verwenden Sie H. Pylori Impfkulturen nur, wenn die Mehrheit der Bakterien eine bacillary oder spiralförmige Form (die Morphologie variieren abhängig von der Sorte). H. Felis Impfkulturen sollte in erster Linie helical-förmige Bakterien. enthalten. Verwenden Sie Impfkulturen nicht, wenn die meisten Bakterien eine kokkoiden Morphologie haben, diese Formen sind nicht lebensfähig und werden keine Infektion bei Mäusen. -
Schätzen Sie die Anzahl der Bakterien in das Inokulum zählen unter Phasenkontrastmikroskopie die ungefähre Anzahl der Bakterien pro Feld (100 X Objektiv) und mithilfe der folgenden Anleitung: 1 Bakterium pro Feld = ca. 106 koloniebildenden Einheiten () CFU) von Helicobacter/mL; 10 Bakterien pro Feld = ca. 107 KBE/mL; 100 Bakterien pro Feld = ca. 108 KBE/mL, etc.
- Bei der Verwendung von einem Zählkammern berechnen Sie KBE/mL mithilfe der folgenden Formel:
KBE/mL = (durchschnittliche Anzahl von Bakterien in einem 4 x 4-Feld) x (Verdünnungsfaktor) X (104).
- Bei der Verwendung von einem Zählkammern berechnen Sie KBE/mL mithilfe der folgenden Formel:
-
Nachstellen Sie die bakterielle Zelle Dichte des Inokulums bis ca. 107– 108 KBE/mL durch Verdünnung im BHI-Bouillon, ggf..
- Um maximale bakterielle Rentabilität zu gewährleisten, verwenden Sie Impfkulturen für eines-Magensonde so bald wie möglich nach der Zubereitung.
- Immer bestätigen Sie H. Pylori Zelldichte und Lebensfähigkeit durch tragfähige Zählung der Impfkulturen unmittelbar nach dem Eingriff Magensonde (siehe unten) durchführen. Dies ist nicht immer möglich für H. Felis, wie es in der Regel nicht isolierte Kolonien auf Nährmedien sind. Die Anzahl der lebensfähigen Helicobacter-s in Impfkulturen nicht durch Messung der optischen Dichte (ein600) allein bestimmt werden, da diese Methode nicht zwischen lebensfähig zu unterscheiden (d. h.bacillary/Spirale/spiralförmige) und nicht-lebensfähige ( d. h. kokkoiden) Bakterien.
- Verwenden Sie optische Dichtewerte als ein Mittel zur Schätzung der Anzahl der lebensfähigen H. Pylori Bakterien in Inokula, aber in diesem Fall ist es zunächst erforderlich, eine Wachstumskurve zu generieren. Hierzu sind A600 Werte von H. Pylori Kulturen im Laufe der Zeit überwacht und korreliert direkt gegen die Anzahl der lebensfähigen Bakterien, durch zählen der Platte bestimmt.
Hinweis: Eine bequeme Methode für die Durchführung von Abschlussvolumen Wachstum Kurve soll Kultur Bakterien im flüssigen Medium (Abschnitt 1.2), mit standard Flachboden Gewebe Kulturflaschen in einem 10 % CO2 Inkubator platziert. Die Nummern der KBE, ermittelt aus Aliquote der Kulturen erhalten alle 4 – 6 h über 2 – 3 Tage, sind dann im Vergleich zu den entsprechenden eine600 -Werte-17. Wichtig ist, müssen Wachstumskurven für jede Belastung H. Pylori generiert werden, da diese unterschiedlich schnell wachsen können und darüber hinaus nicht alle Stämme gut in 10 % CO2 wachsen.
(2) eines-Magensonde von Mäusen mit Helicobacter
Hinweis: Diese Methode der eines-Magensonde kann andere Bakterienarten zugewiesen werden, die den Darm z. B. S. kolonisieren TyphimuriumC. Rodentium, Listeria Monocytogenes.
- Verwenden Sie 6 – 8 Wochen alten, spezifische Erreger frei (SPF) und Helicobacter-männliche oder weibliche Mäusen zu befreien. Verwenden Sie Tiere mit einem C57BL/6 genetischen Hintergrund für Infektions-Experimente mit H. Pylori oder H. Felis. In der vorliegenden Studie wir Wildtyp (WT) und gentechnisch veränderte C57BL/6 Mäusen fehlt einen Schlüssel angeborene immun-Rezeptor (Knock-out- oder KO Tiere bezeichnet).
Hinweis: Mäuse auf andere genetische Hintergründe können auch für Helicobacter Infektionen verwendet werden, jedoch Kolonisation Ebenen und Schwere der Erkrankung können beeinflusst werden durch die Art der Gastgeber Hintergrund18,19. - Aspirieren Sie das bakterielle Inokulum (Schritt 1.5) in Einweg-1 mL Spritzen und ersetzen Sie die mitgelieferten Nadeln mit 23 Gauge Nadeln auf dem aufgeklebten Einweg-Polyethylen-Katheter (Länge, 6 – 8 cm; Innendurchmesser, 0,58 mm) sind. Katheter, die Nadeln durch die Anwendung der schmale Streifen aus Kunststoff zu befestigen (siehe Tabelle der Materialien). Alternativ, ersetzen Sie die Nadel/Katheter Assembly durch Verwendung von sterilen Plastik Fütterung Tubes (20 gauge 38 mm).
- Zurückhalten Sie physisch Mäuse mit einem festen Griff auf das Genick, Hals und Schwanz.
Hinweis: Dieses Verfahren kann ohne Narkose, oder alternativ mit dem Einsatz von inhalativen Narkosemittel, z. B. Methoxyflurane oder Isofluran15durchgeführt werden. - Katheter in der Mitte der offenen Kiefer und Führer in einer kaudalen Richtung Speiseröhre einfügen. Den Hals der Maus ermöglicht leichten Zugang zu den Magen durch die Speiseröhre (und Weg von der Luftröhre) zu verlängern, bis die meisten oder alle des Katheters ist nicht mehr sichtbar und ein Widerstand zu spüren ist, entspricht die Basis des Magens. Liefern Sie eine bestimmte Aliquote, in der Regel 100 μL pro Impfung (Abbildung 1).
Hinweis: Mäuse sollte gavaged mit ≥ 105 KBE um optimale Besiedlung und Krankheit Pathologie zu gewährleisten. - Hausmäuse in ein SPF Tierhaltung für die Dauer des Experiments.
Hinweis: Schwere Pathologie und Adenokarzinom in WT C57BL/6 Mäusen wird nur bei etwa 24 Monate nach der Infektion20beobachtet. Dieser Effekt kann jedoch bei einigen genetisch veränderten Tieren, oder bei Mäusen mit anderen genetischen Hintergründen beschleunigt werden. - Nach Abschluss des Verfahrens Magensonde, führen Sie eine Änderung der Meilen und Misra Technik bestimmen die Anzahl der lebensfähigen H. Pylori Bakterien an Mäusen verabreicht. Dafür, das Inokulum wird seriell verdünnt (ab 10−1 bis 10-5) im BHI mit der beschriebenen Methode im detail vorher15.
Hinweis: Um eine Isolierung der einzelnen Kolonien gewährleisten, HBA Platten sollten erwärmt und getrocknet werden in einem biologischen Sicherheit Schrank oder 37 ° C Inkubator für 10 – 15 Minuten vor dem Gebrauch.
3. Ernte Gewebe von Mäusen nach dem experiment
- Einschläfern Sie Mäuse durch Kohlendioxid Einatmen oder Zervikale Dislokation, laut der zuständigen Ethikkommission für Tierversuche.
- Öffnen der Bauchhöhle und Verbrauchssteuern den Magen mit feinen, gebogenen Schere.
Hinweis: Sera können auch durch Herzpunktion, Hilfe bei der Untersuchung der systemischen Reaktionen auf Helicobacter -Infektion gesammelt werden. Darüber hinaus die Sammlung von Milz und Lymphknoten Paragastric eignen sich adaptive Immunantworten zu studieren. - Schneiden Sie den Magen entlang größerer Krümmung und entfernen Sie restliche Nahrung durch sanfte Waschen in sterilen Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) in einem 50 mL-Tuben.
- Den Magen wieder in sterilen PBS waschen und dann das Nassgewicht tarierten 6 cm Kunststoff Petrischalen mit aufzeichnen.
- Glätten des Magens und sezieren sagittal in zwei gleich gewebefragmente, jedes bestehend aus: Antrum, Körper und nicht glanduläre Vormagen Regionen (Abbildung 2). Entfernen die nicht glanduläre Region und wiegen eine Hälfte eines jeden Magen bevor Sie hinzufügen entweder 1 mL sterile BHI (für tragfähige zählen) oder snap Einfrieren in flüssigem Stickstoff (für DNA/RNA-Extraktion).
Hinweis: Röhrchen mit Gewebe in BHI müssen auf Eis gespeichert werden, bis sie verarbeitet werden können. Snap gefrorenen Magen Gewebe können auch verwendet werden, RNA oder Proteine für qPCR (quantitative PCR) oder western Blot Analysen, bzw. zu extrahieren. - Fügen Sie andere Magen die Hälfte auf eine 15 mL Röhrchen mit 10 % Formalin. Tauchen Sie Gewebe in 10 % Formalin für 10 s und dann flach auf der Oberseite der Rohre. Gewebe zu beheben, bevor wieder Eintauchen in 10 % Formalin-Lösung für ein Minimum von 24 h zu ermöglichen.
Hinweis: Gewebe können viele Wochen vor der Verarbeitung für Histologie in 10 % Formalin verbleiben. Längerer Lagerung des Gewebes beeinträchtigen jedoch seine Architektur und/oder Antigenität was zu suboptimalen Ergebnissen in nachgeschalteten Analysen.
4. Bestätigung der bakteriellen Besiedelung in den Magen nach der Infektion
-
Tragfähige zählen von H. Pylori im Magen
- Ergänzung sterile HBA-Platten mit zusätzlichen Antibiotika (200 μg/mL Bacitracin und 10 μg/mL Naladixic Säure) vor der Durchführung Kolonie zählt von infizierten Maus Mägen16.
- Homogenisieren Magen Abschnitte entweder manuell, mit autoklavierbar Polypropylen Micropestles, oder mit einem mechanischen Dissoziation-Instrument (siehe Tabelle der Materialien).
- Bereiten Sie doppelte Verdünnungsreihen (10−1 bis 10−2) von der daraus resultierenden Magen Homogenates in sterilen BHI.
Hinweis: Verdünnungen sollte entschieden werden anhand der typischen bakteriellen Lasten bezogen auf einen bestimmten H. Pylori Infektion sowie die Dauer der Infektion verwendete Stamm. Unverdünnte Proben können auch verwendet werden. - Unterteilen Sie vorgetrocknete HBA-Platten (siehe Hinweis oben) in drei oder vier Segmente. Eine Anpassung der Meilen und Misra-Technik verwenden, fügen Sie 10 – 100 mL jeder Verdünnung auf ein Segment der Agar-Platte und verbreiten mit steriler Kunststoff Schleifen15.
- Lassen Sie die Platten zu trocknen und dann legen Sie sie hängend (Deckel nach unten) in Anaerobe Gas Gläsern. Um Feuchtigkeit in die Gläser zu erhalten, gehören Sie eine Petrischale mit Wasser.
- Inkubieren Sie Gläser bei 37 ° C, bis Kolonien bilden (in der Regel 4 – 7 Tage).
- Zählen Sie Segmente, die zwischen 10 und 100 isolierte Kolonien auf.
Hinweis: H. Pylori Kolonien und H. Felis Wachstum auf Platten können von denen der anderen Mitglieder der murinen Magen Mikrobiota mit Urease, Katalase und Oxidase Standardtests unterschieden werden. H. Pylori und H. Felis sind für alle drei Tests positiv. - Berechnen Sie die bakterielle Belastungen als (KBE/g Gewebe), mithilfe der folgenden Formel:
[(Durchschnittliche Anzahl der Kolonien gezählt) × (Verdünnungsfaktor) x (Volumen vernickelt)] / (Magen-Gewicht).
-
Erkennung von H. Felis -Infektion im Magen Gewebe durch Polymerase-Kettenreaktion (PCR)
- Extrahieren Sie DNA von Maus Mägen mit Standardprotokollen DNA-Isolierung oder einem im Handel erhältlichen Kit.
- Die DNA-Konzentration der Proben mit einer fluorometrisch Quantifizierung Technik zu bestimmen (siehe Tabelle der Materialien).
- PCR-Reaktionen auf ein 325-Basenpaaren (bp)-Fragment von H. Felis Urease B-Gen (UreB)21eingerichtet. Jede Reaktion sollte enthalten: 100 ng genomic DNA; 1 mM nach vorne (5'-AAA ATC CAC GAA GAC TGG GG-3') und rückwärts (5'-CTT TTA TCC AAG TGG TGG CAC ACC-3') Primer; 200 mM dNTPs; 0,5 Einheiten Taq Polymerase und die entsprechenden Mengen an Puffer und Nuklease-freies Wasser.
Hinweis: Dieses Oligonukleotid-Paar wurde entwickelt, um erkennen und binden Sie an homologe Sequenzen in H. Pylori und H. Felis UreB Gene, aber wenn die PCR-Zustände unter, nicht im anwesenden UreB ausgesetzt Gene des enterohepatischen Helicobacter spp. - PCR-Amplifikation mit der folgenden Wärmeprofil durchführen: Heizung bei 94 ° C für 5 min, gefolgt von 35 Zyklen von 94 ° C für 30 s, 61 ° C für 30 s und 72 ° C für 1 min, bevor halten bei 20 ° C.
- Laufen Sie PCR-Produkte auf einem 2 % Agarose-Gel für 30 min bei 100 V.
(5) histologische Analysen von Helicobacter -infizierten Maus Magen Abschnitte
- Verarbeitung von Magen Gewebe
- Entfernen Sie Magen Gewebe aus Formalin und in sauberen Petrischalen.
- Schneiden Sie Magen-Gewebe mit einem Skalpell in mehrere gleichgroße längs-Streifen (je 2 – 3 mm dick) und in gekennzeichneten einbetten Kassetten mit Schaumstoffpolsterung.
- Magen Gewebe zu beheben, indem man einbetten Kassetten in ein Glas, gefüllt mit 80 % Ethanol.
Hinweis: Mägen sofort verarbeitet oder gespeichert werden können bis zu 1 – 2 Tage vor dem Fortfahren mit dem nächsten Schritt fort. - Prozess-Mägen auf einem automatisierten Gewebe-Prozessor programmiert mit den folgenden Einstellungen:
Dehydratation: 70 % igem Ethanol - 1 Zyklus, 20 min; 90 % Ethanol - 1 Zyklus, 20 min; 100 % Ethanol - 2 Zyklen, 20 min. + 1 Zyklus, 40 min + 1 Zyklus 1 h.
Clearing: Xylol – 2 Zyklen, 30 min + 1 Zyklus, 45 min.
Imprägnierung: Paraffinwachs bei 60 ° C - 1 Zyklus, 1,25 h 45 min + 1 Zyklus, 1 h + 1 Zyklus. - Die Proben aus der Maschine nehmen und bei Raumtemperatur für die Einbettung von Paraffin lagern.
- Paraffin Einbetten der Magen Gewebe verarbeitet
- Platzieren Sie Edelstahl Basis Formen auf der Bühne des Referats einbetten, die Grundlagen der Schimmelpilze warm.
Hinweis: Einbettung Maschine sollte bei 60 ° C für effiziente Paraffin eingebettete festgelegt werden. - Ort gewachst Kassetten mit den Proben in einen Warmwachs Bad/heiße Platte Bereich des Referats einbetten, bis Wachs vollständig auflöst.
Hinweis: Es wird empfohlen, dass die Probe eingebettet werden, kurz nachdem Wachs löst sich. Dies sorgt dafür, dass die Verhärtung des Gewebes nicht auftritt. - Füllen Sie die Hälfte der Edelstahl-Formen mit Paraffinwachs. Mit warmen Zange Magen Gewebe Streifen von Kassetten und sanft schieben Sie der Magen durch das Paraffin auf der Basis der Schimmelpilze Streifen entfernen. Gewebe Streifen im rechten Winkel an der Basis der Formen sorgfältig zu orientieren, so dass ihre geschnittenen enden nach oben gerichtet sind.
Hinweis: Die folgenden Schritte sollten zur Vermeidung von Härten und Trennung der Schichten Paraffin eingebettete Blöcke so schnell wie möglich durchgeführt werden. Die korrekte Ausrichtung der Magen Gewebe ist entscheidend für nachgelagerte Analysen. - Legen Sie Formen auf die kalte Platte des Referats einbetten zu fixieren die Proben und Gewebe neu zu orientieren, wenn nötig.
Hinweis: Wenn das Gewebe verdrängt werden und das Paraffin beginnt auszuhärten, platzieren Sie Formen wieder auf die Heizplatte, das Wachs zu schmelzen und erneut einbetten Gewebe in Formen. - Legen Sie die Hälfte der gekennzeichneten einbetten Kassetten (die für die Verarbeitung von Gewebe verwendet wurden) an der Spitze der Formen und füllen Sie sanft mit Warmwachs. Lassen Sie sich nicht von Paraffin zum Überlaufen.
- Sanft Formen auf einen kalten Teller legen und abkühlen lassen.
- Sobald das Paraffin vollständig untergegangen ist, trennen Sie die eingebetteten Blöcke von Formen. Sauber überschüssiges Paraffin Wachs auf Kassette Kanten mit einer heißen Platte (über 80 ° C eingestellt) oder einem Schaber. Blöcke können bei Raumtemperatur gelagert werden, bis Schnitt durchgeführt wird.
- Platzieren Sie Edelstahl Basis Formen auf der Bühne des Referats einbetten, die Grundlagen der Schimmelpilze warm.
- Schneiden von Gewebe
- Paraffin-eingebetteten Gewebe Blöcke auf dem Eis kühlen und erwärmen ein Wasserbad mit Reinstwasser auf 40 – 45 ° c gefüllt
- Sichern Sie die Klinge des Inhabers Mikrotom und festlegen Sie der Freiwinkel zwischen 1 – 5° Kontakt zwischen dem Block Gesicht und Messer Facette, vor dem Einsetzen der Paraffin-Blöcke zu verhindern.
Hinweis: Sicherstellen Sie, dass Blöcke überschüssiges Paraffin einbetten, gewonnenen klar sind, wie dies die Passform des Blocks behindern kann. - Das Blatt für einen geraden Schnitt über den Block zu orientieren. Schneiden Sie sanft 2 – 3 Dünnschliffe zur korrekten Positionierung des Blocks zu gewährleisten.
- Schneiden Sie Blöcke durch eine Dicke von ca. 10 – 30 mm. Diese Schritt wird sichergestellt, dass eine maximale Fläche von jedem Gewebe Streifen geschnitten werden.
- Schneiden Sie 10 µm Abschnitte und verwerfen alle, die Löcher, die verursacht durch Trimmen enthalten.
- Sorgfältig holen Sie Abschnitte mit einer Pinzette ab und schweben sie im Wasserbad zum abflachen. Benutzen Sie eine Pinzette, um jeden Abschnitt zu trennen.
- Sammeln Sie Abschnitte aus dem Wasserbad und stellen auf geladene Objektträger (siehe Tabelle der Materialien).
- Speichern Sie Folien in einem Dia-Rack aufrecht zu und legen Sie in einem Inkubator bei 37 ° C. Trockene Abschnitte über Nacht.
- Abschnitten bei Raumtemperatur auf unbestimmte Zeit für spätere Analysen zu speichern.
- Hämatoxylin und Eosin (H & E) Färbung der Magen Gewebe
- Wachsentfernung Folien mit 3 Wäschen von Xylol für jeweils 5 min, gefolgt von 3 Wäschen in 100 % Ethanol, 3 Minuten lang. Stellen Sie sicher, dass frische Lösungen in jeder Phase eingesetzt werden.
- Spülen Sie Folien in Leitungswasser für 30 – 60 s.
- Entfernen Sie überschüssiges Wasser durch leichtes Klopfen unten der Folien auf einem Papiertuch. Färben Sie mit gefilterten Hämatoxylin für mind. 3 Stellen Sie sicher, dass Abschnitte mit der Lösung ausreichend abgesichert sind.
- Spülen Sie Folien unter fließendem Leitungswasser bis Wasser klar ist.
- Tauchen Sie Folien in Scotts Leitungswasser für 8 – 10 s. Setzen Sie nicht zu der Lösung, die mehr als 10 Folien s als dies wird dunkler und intensiver Flecken führen. Färbung der Abschnitte kann unter einem Mikroskop betrachtet werden. Effiziente Färbung in dieser Phase führt zu einer "baby blue" Farbe.
Hinweis: Bereiten Sie Scotts Leitungswasser durch 2 g Natrium-Hydrogencarbonat (Nahco33) und 20 g Magnesiumsulfat (MgSO4) in 1 L destilliertem Wasser auflösen. - Spülen Sie Folien in Leitungswasser für 30 – 60 s.
- Überschüssiges Wasser zu entfernen, wie in Schritt 3 beschrieben, und dann Flecken mit gefilterten 1 % wässrige Eosin 3 Minuten lang.
- Spülen Sie Folien unter fließendem Leitungswasser bis Wasser klar ist.
Hinweis: Färbung kann bewertet werden mit einem Lichtmikroskop. Wenn Färbung zu dunkel ist, können Folien in 100 % igem Ethanol für länger als die angegebene Zeit pausiert. Wenn dunkler Färbung erforderlich ist, können Folien für 1 – 2 min. länger, bevor Sie mit weiteren Schritten fortfahren mit Eosin befleckt werden. - Entwässern Sie Folien mit 3 Wäschen von 100 % Ethanol für 30 s, gefolgt von 3 Wäschen von Xylol 2 min. lang. Stellen Sie sicher, dass frische Lösungen in jeder Phase eingesetzt werden.
- Montieren Sie Folien mit Eindeckmedium. Geben Sie einen Tropfen Eindeckmittel in der Mitte von einem sauberen deckgläschen vor sanftes Auflegen der Folie an der Spitze mit Abschnitten nach unten.
Hinweis: Trocknen Sie Folien vor dem Deckel rutscht nicht. - Folien auf eine flache Unterlage legen und an der Luft trocknen. Dias können auch in einer Dampfhaube Trocknungszeit beschleunigt getrocknet werden.
- Giemsa Färbung der Magen Gewebe
- Wachsentfernung Folien mit 2 Wäschen von Histolene für jeweils 5 min, gefolgt von 2 Waschungen von 100 % Ethanol für 3 min und dann eine endgültige Wäsche in 70 % igem Ethanol für 3 min. sorgen frische Lösungen für jede Wäsche verwendet werden.
- Spülen Sie Folien in Leitungswasser für 30 – 60 s.
- Bereiten Sie Giemsa-Lösung 20 % Giemsa Fleck mit 80 % destilliertem Wasser vermischen. Färben Sie Folien mit Giemsa-Lösung für 1 h.
- Legen Sie die Folien in 100 mL destilliertem Wasser mit 3 – 4 Tropfen Essigsäure für 2 – 3 s.
Hinweis: Lösung muss auch vor der Verwendung gemischt werden. In diesem Stadium sollten Folien in Farbe hellblau angezeigt werden. - Waschen Sie Folien in 96 % igem Ethanol für 30 s.
- Waschen Sie Folien in 3 Bädern von Isopropanol für jeweils 2 min, gefolgt von 3 Bäder von Histolene für 2 min. Verwenden Sie frische Isopropanol und Histolene für jede Wäsche.
- Deckglas gleitet mit Montage Medium, wie oben beschrieben.
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Representative Results
Dieses Protokoll beschreibt eine orale Magensonde Technik um eines-Infektion mit H. Pylori oder H. Felis in murinen Mausmodellen (Abbildung 1) zu erreichen. Nach Euthanasie Mägen sind entfernt, gewogen und geteilt in 2 gleiche Hälften bestehend aus Antrum, Körper und nicht-Drüsen Regionen der Magen Gewebe (Abbildung 2). Nicht glanduläre Region wird entfernt, bevor Sie irgendwelche Analysen durchführen.
Erfolgreiche Besiedlung der Tiere wird in der Regel durch Durchführung von lebensfähigen zählen auf H. Pyloribestätigt-Magen Homogenates infiziert und anschließend aufzählen einzelne Kolonien auf HBA Platten (Abbildung 3). Alternativ wird PCR eingesetzt, um die Infektion mit H. Felis mit spezifischen, validierten Primer gerichtet an einer 325 bp-Region von H. Felis und H. Pylori UreB Gene (Abbildung 4) zu überprüfen.
Magen-Gewebe sind eingebettete und geschnittenen für nachgeschaltete histologische Anwendungen verarbeitet. Der H & E Färbung Technik dient zur Bewertung der Histopathologie in Helicobacter-infizierten Mäusen. Im aktuellen Beispiel anzeigen WT C57BL/6 Mäusen moderate Zeichen der Entzündung, einschließlich Hyperplasie (erweiterten Schleimhaut) und Atrophie der Drüse auf 6 Monate nach der Infektion mit H. Felis. Das Vorhandensein von zellulären Infiltraten kann auch in der Sub-Schleimhaut beobachtet werden. Interessanterweise wird jedoch mehr schwere Entzündungen in KO-Mäusen zum gleichen Zeitpunkt, mit der zusätzlichen Anwesenheit des lymphoide Follikel befindet sich in unmittelbarer Nähe zum zellulären Infiltrate (Abbildung 5) beobachtet. Zu guter Letzt werden H. Felis Bakterien in Giemsa gefärbten Teile des infizierten Maus Mägen (Abbildung 6) beobachtet.
Abbildung 1: Bild demonstriert die orale Magensonde Technik. Ein Einweg-1 mL Spritze und biegsamen Katheter werden verwendet, um eine Maus über die eines-Route ≥105 KBE bakterielle Impfkulturen anzubieten. Die Maus wurde betäubt, mit Methoxyflurane und in einen festen Griff am Hals, Zugriff des Katheters in den Magen durch die Speiseröhre statt.
Abbildung 2: Ernte der Maus Milz und Magen nach der Infektion. Maus-Mägen waren geernteten Post-Euthanasie und deren Inhalte, die durch kratzen mit einem Skalpell und in sterilen PBS waschen entfernt. Das Gewebe wurden dann gewogen und auf einer Baumwolldecke zu offenbaren, die 2 Hälften gleich jeweils aus den Magen Antrum, Körper und nicht glanduläre Regionen abgeflacht; Maßstabsleiste = 10 mm.
Abbildung 3: Tragfähige setzt auf H. Pylori -infizierten Maus Mägen. Auf dem Hintergrund der C57BL/6 Mäusen wurden geimpft mit 107 KBE von H. Pylori SS1 und Links für 8 Wochen. (A) Verdünnungen von jeder Magen-Homogenat sind auf einen halben (oder Dritten) ein HBA-Platte und bakterielle Belastungen durch Auflisten der einzelnen Kolonien 10-100 bewertet beschichtet. Die linke Hälfte der Platte zeigt eine Reinkultur von H. Pylori -Bakterien. (B) das Vorhandensein von kontaminierenden Bakterien von der Maus Magen Mikrobiota (links) oder große Anzahl von H. Pylori Kolonien (rechts) die Aufzählung der H. Pylori KBE erschweren können. (C) Beispiele von kontaminierenden Bakterien im Magen homogenisierte Proben. Maßstabsleiste = 1,7 cm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4: PCR-Nachweis von H. Felis -Infektion im Magen Biopsien mit Oligonukleotiden targeting UreB gen. Ein paar spezifische Oligonukleotid wurde entwickelt, um erkennen und binden Sie an homologe Sequenzen in H. Felis und H. Pylori UreB Genen. Diese Primer wurden validiert mit genomischer DNA von H. Pylori SS1 (Bahn 2) oder H. Felis (Spur 3). Deionisiertes Wasser wurde als ein negativ-Kontrolle (Spur 1) aufgenommen.
Abbildung 5: Repräsentative Bilder von H & E-gefärbten Bauch Abschnitte von WT und KO Mäusen auf 6 Monate nach der Infektion mit H. Felis. Paraffin-eingebetteten Gewebeschnitten waren voller Flecken mit H & E. WT Mäuse erhalten BHI-Bouillon allein (Kontrolle) hatten einen normalen Magen Epithel und keine signifikante Entzündung. Im Gegensatz dazu WT-Tiere mit chronischen H. Felis Infektion angezeigt moderatem Niveau der Entzündung und Schleimhaut verdickt die weitere wurde verschärft in H. Felis-KO Tiere infiziert. Gewebeschnitte von H. Felis-infizierten KO-Mäusen zeigte die Anwesenheit von Schleimhaut lymphoide Follikel (*), zelluläre Infiltrate (→), Atrophie der Drüse (▶) und Hyperplasie. Maßstabsleiste = 100 μm. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 6: Repräsentative Bilder Giemsa gefärbten Magen Abschnitte von WT C57BL/6 Mäusen auf 3 Monate nach der Infektion mit H. Felis. Paraffin-eingebetteten Gewebeschnitten waren mit Giemsa gefärbt. Pfeile zeigen die Anwesenheit von H. Felis in den gastrischen Drüsen. Maßstabsleiste = 200 μm.
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Discussion
Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung von einem in-Vivo -Mausmodell für Helicobacter -Infektion. Die entscheidenden Schritte des Verfahrens sind die: 1) Vorbereitung der Helicobacter Inokula, lebensfähige und bewegliche Bakterien; (2) Lieferung der entsprechenden Zahl von Bakterien an die Maus über eines-Magensonde; (3) Nachweis von bakteriellen Infektionen durch koloniezahlbestimmung und/oder PCR; und 4) Verarbeitung von Magen Gewebe ermöglichen die Beurteilung der Histopathologie in infizierten Mägen. Weitere Vorschläge für Änderungen, Fehlerbeseitigung und technische Überlegungen werden nachfolgend erläutert.
Die Methode der wachsenden Helicobacter spp. mit BLUTAGAR Base Nr. 2 ergänzt mit Pferd Blut wurde in unserem Labor etabliert. Jedoch stützt Alternative Agar wie Brucella Agar und Columbia-BLUTAGAR auch gebrauchte22sein können. Es ist wichtig, um sicherzustellen, dass nur sterile Gläser, die frei von Waschmittel verwendet wird, um das Wachstumsmedium vorzubereiten. Darüber hinaus sollten um ein optimales Wachstum zu erzielen, H. Pylori -Bakterien routinemäßig auf Agarplatten subkultiviert werden, die Restfeuchte und sind nicht trocken. Beim Helicobacter Spp Infektion. Impfkulturen vorbereiten, ist es wichtig, Subkultur H. Pylori und H. Felis Stämme jeden 1 – 1,5 oder 2 Tage, um bakterielle Rentabilität zu gewährleisten. Auf jede Subkultur sollten Bakterien für ihre Lebensfähigkeit und Beweglichkeit durch Phasenkontrastmikroskopie bewertet werden. Ein Urease-Assay kann auch routinemäßig eingesetzt werden, um zwischen Magen Helicobacter spp. und andere Bakterien23zu unterscheiden, es ist jedoch wichtig zu erkennen, dass dieser Assay lebensfähige und nicht lebensfähige Helicobacter Bakterien erkennt. Nach Impfung von Tieren müssen die Anzahl der lebensfähigen Bakterien zur Infektion quantitate tragfähige setzt auf Helicobacter Suspensionen erfolgen. Wie H. Felis isolierte Kolonien auf Agar mittlere15nicht reproduzierbar sind, wird die Schätzung der bakteriellen Zahlen mit Phasenkontrastmikroskopie durchgeführt. Quantifizierung von bakteriellen Zahlen durch Messung der optischen Dichte (ein600) allein ist ungenau, da diese Methode nicht zwischen lebensfähig und nicht lebensfähige Bakterien zu unterscheiden. Diese Methode sollte nicht in der Helicobacter Forschung ohne rigorose Optimierung verwendet werden, wie oben (Abschnitt 1.5) beschrieben.
Wenn Sie Helicobacter Infektion Studien durchführen, ist es entscheidend, die optimale Maus sowie Helicobacter Sorte und die Länge der Infektion, entsprechend den Zweck des Versuchs zu betrachten. Es ist auch wichtig, regelmäßig zu bestätigen, dass die Versuchstiere für Experimente in der Tat Helicobacter sind-frei mit gattungsspezifische PCR Primer24. Das Vorhandensein anderer enterale Helicobacter -Arten, wie Helicobacter Bilis, Helicobacter Hepaticus oder Helicobacter Muridarum, kann verändern die Krankheitsanfälligkeit von Mäusen und Störfaktoren in einführen in Vivo Studien25,26. Es ist auch ratsam, eine mock Behandlung-Kontrollgruppe von Tieren (d. h.nur gefüttert Brühe) in ersten Screening-Experimente zu untersuchen, die Beeinflussung der normalen Mikrobiota Helicobacter -Besiedlung und Pathogenese aufzunehmen.
Post-Euthanasie, H. Pylori Besiedlung in murinen Mägen durch tragfähige zählen ist messbar. HBA-Platten zur Kolonie zählt sollte ergänzt werden, mit Bacitracin und Naladixic Säure neben den modifizierten Skirrow selektive Ergänzung, das Wachstum der Bakterien-Spezies aus der normalen Magen Mikrobiota einschränken und daher Kontamination zu verhindern 27. H. Felis bilden Kolonien nicht immer, aber stattdessen tendenziell schwärmen Wachstum auf Agar-Platten15,28zu bilden. Daher sind PCR und qPCR normalerweise eingesetzt, um das Vorhandensein und die Ebenen von H. Felis, bzw.29,30bestimmen. In Abschnitt 4.2 haben wir eine einfache und schnelle PCR-Methode bestätigen Besiedlung durch H. Felis im murinen Magen mit einem Paar Zündkapseln, die auf eine 325 bp-Region von H. Felis und H. Pylori validiert wurden eingeführt UreB Gene. Mit den oben beschriebenen PCR-Bedingungen, es ist möglich, zwischen einer Infektion mit diesen Magen Helicobacter spp. und Urease-produzierenden enterohepatischen unterscheiden Helicobacters. Andere Gene, die für PCR-Nachweis von Magen Helicobacter -Infektion validiert wurden gehören die 16 s rRNA und Flagellin B (FlaB) Gene15,29,30.
Zu guter Letzt haben wir die Verwendung von zwei mächtigen befleckenden Techniken beschrieben: H & E Färbung, zur Beurteilung der histopathologischen Veränderungen in den Magen nach der Infektion; und Giemsa-Färbung, um H. Felis -Infektion zu erkennen. Um optimale Färbung zu erhalten, ist es wichtig sicherzustellen, dass die Gewebe wurden erhalten, verarbeitet und eingebettet in die richtige Ausrichtung. Darüber hinaus müssen nur frisch Lösungen zubereitet und gefiltert Flecken während dieses Vorgangs verwendet werden. Gewebeschnitte werden auf unbestimmte Zeit gespeichert und für die genauere Analyse der Magen Pathologie über Immunfluoreszenz oder Immunhistochemie genutzt. Einige weitere gemeinsame Maßnahmen der gastrischen Entzündungen und Krankheiten gehören: Immunzelle Rekrutierung (Anti-CD45 Färbung); Schleimhaut Verdickung/Zerstörung (Perjodsäure Schiff/Alcian Blau Färbung); epithelialen Zell-Proliferation (wuchernden Cell nuclear Antigen, PCNA/Bromodeoxyuridine, BrDU Färbung); oder zellulären Apoptose (TUNEL Färbung). Die lymphoide Follikel in der H & E-gefärbten Gewebe von H. Felis -infizierten Mäusen beobachtet von Immunohistochemistry, mit Antikörpern gegen B bestätigt werden können (B220+) und T-Zellen (CD3+) Antigene31.
Zusammenfassend bieten Tiermodellen der Bakterienkrankheit wertvolle Werkzeuge auf dem Gebiet der Infektionsbiologie. Die Protokolle der eines-Magensonde und Verarbeitung der Magen Gewebe zur Verfügung gestellt hier an Mausmodellen Infektion mit anderen enterischen Krankheitserregern angepasst werden kann.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts preisgeben.
Acknowledgments
Die Autoren möchten Frau A. De Paoli und Frau Georgie Wray-McCann für technische Unterstützung danken. Die Autoren erkennen Nutzung der Einrichtungen und technische Unterstützung von Monash Histologie Plattform, Institut für Anatomie und Entwicklungsbiologie, Monash University. Das Labor wird unterstützt durch Mittel aus der National Health and Medical Research Council (NHMRC) für RLF (APP1079930, APP1107930). RLF wird von einem Senior Research Fellowship von NHMRC (APP1079904) unterstützt. KD und MC sind beide von Monash Graduate Stipendien unterstützt. KD wird unterstützt vom Zentrum für angeborene Immunität und infektiöse Erkrankungen, Hudson Institute der medizinischen Forschung, während MC ein International Postgraduate Stipendium von der Fakultät für Medizin, Pflege und Gesundheitswissenschaften, Monash University hat. Forschung am Hudson Institute of Medical Research wird von der Staatsregierung betriebliche Infrastruktur Support-Programm unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Bacteriological reagents | |||
| Oxoid Blood Agar Base No.2 | Thermo Fischer Scientific | CM0271B | Dissolve in deinonized water prior to sterilization |
| Premium Defibrinated Horse blood | Australian Ethical Biologicals | PDHB100 | |
| Bacto Brain Heart Infusion Broth | BD Bioscience | 237500 | Dissolve in deinonized water prior to sterilization |
| CampyGen gas packs | Thermo Fischer Scientific | CN0035A/CN0025A | |
| Histological reagents | |||
| Formalin, neutral buffered, 10% | Sigma Aldrich | HT501128 | |
| Absolute alcohol, 100% Denatured | ChemSupply | AL048-20L-P | |
| Isopropanol (2-propanol) | Merck | 100995 | |
| Xylene (sulphur free) | ChemSupply | XT003-20L | |
| Mayer's Haematoxylin | Amber Scientific | MH-1L | Filter before use |
| Eosin, Aqueous Stain | Amber Scientific | EOCA-1L | Filter before use |
| Wright-Giemsa Stain, modified | Sigma Aldrich | WG80-2.5L | Dilute before use (20% Giemsa, 80% deionized water) |
| Histolene | Grale Scientific | 11031/5 | |
| DPX mounting medium | VWR | 1.00579.0500 | |
| Molecular biology reagents | |||
| Qubit dsDNA BR Assay Kit | Thermo Fischer Scientific | Q32850 | |
| Oligonucleotides | Sigma Aldrich | The annealing temperature of ureB primers used in this study is 61 °C | |
| GoTaq Flexi DNA Polymerase | Promega | M8291 | Kit includes 10x PCR buffer and Magnesium Chloride |
| dNTPs | Bioline | BIO-39028 | Dilute to 10 mM in sterile nuclease free water before use |
| Molecular Grade Agarose | Bioline | BIO-41025 | |
| Sodium Hydrogen Carbonate | Univar (Ajax Fine Chemicals) | A475-500G | |
| Magnesium Sulphate Heptahydrate | Chem-Supply | MA048-500G | |
| Antibiotics | |||
| Vancomycin | Sigma Aldrich | V2002-1G | Dissolve in deionized water |
| Polymyxin B | Sigma Aldrich | P4932-5MU | Dissolve in deionized water |
| Trimethoprim (≥98% HPLC) | Sigma Aldrich | T7883 | Dissolve in 100% (absolute) Ethanol |
| Amphotericin | Amresco (Astral Scientific) | E437-100MG | Dissolve in deionized water |
| Bacitracin from Bacillus licheniformis | Sigma Aldrich | B0125 | Dissolve in deionized water |
| Naladixic acid | Sigma Aldrich | N8878 | Dissolve in deionized water |
| Other reagents | |||
| Methoxyflurane (Pentrhox) | Medical Developments International | Not applicable | |
| Paraffin Wax | Paraplast Plus, Leica Biosystems | 39601006 | |
| Equipment and plasticware | |||
| Oxoid Anaerobic Jars | Thermo Fischer Scientific | HP0011/HP0031 | |
| COPAN Pasteur Pipettes | Interpath Services | 200CS01 | |
| Eppendorf 5810R centrifuge | Collect bacterial pellets by centrifugation at 2,200 rpm for 10 mins at 4 °C | ||
| 23 g precision glide needle | BD Bioscience | 301805 | |
| Parafilm M | Bemis, VWR | PM996 | |
| Portex fine bore polythene tubing | Smiths Medical | 800/100/200 | |
| Plastic feeding catheters | Instech Laboratories | FTP20-30 | |
| 1 mL tuberculin luer slip disposable syringes | BD Bioscience | 302100 | |
| Eppendorf micropestle for 1.2 - 2 mL tubes | Sigma Aldrich | Z317314 | Autoclavable polypropylene pestles used for stomach homogenization |
| GentleMACs Dissociator | Miltenyi Biotec | 130-093-235 | Use a pre-set gentleMACS Programs for mouse stomach tissue |
| M Tubes (orange cap) | Miltenyi Biotec | 30-093-236 | |
| Qubit Fluorometer | Thermo Fischer Scientific | Q33216 | |
| Sterile plastic loop | LabServ | LBSLP7202 | |
| Cold Plate, Leica EG1160 Embedding System | Leica Biosystems | Not applicable | |
| Tissue-Tek Base Mould System, Base Mold 38 x 25 x 6 | Sakura, Alphen aan den Rijn | 4124 | |
| Tissue-Tek III Uni-Casette System | Sakura, Alphen aan den Rijn | 4170 | |
| Microtome, Leica RM2235 | Leica Biosystems | ||
| Charged SuperFrost Plus glass slides | Menzel Glaser, Thermo Fischer Scientific | 4951PLUS4 |
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