Summary
Aquí, presentamos un protocolo para describir un modelo de recuperación simple puente cardiopulmonar sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de puente cardiopulmonar.
Abstract
Puente cardiopulmonar (CPB) es indispensable en cirugía cardiovascular. A pesar del refinamiento espectacular técnica CPB y dispositivos, complicaciones del multi-órgano CPB relacionados con prolongada aún comprometer el resultado de cirugías cardiovasculares y pueden empeorar la mortalidad y la morbilidad postoperatoria. Modelos animales Recapitulando el uso clínico de CPB permiten la clarificación de los procesos fisiopatológicos que ocurren durante la CEC y facilitan los estudios preclínicos para desarrollar estrategias de protección contra estas complicaciones. Modelos CPB de rata son ventajosos debido a su mayor rentabilidad, convenientes procesos experimentales, métodos de prueba abundante en la genética o los niveles de proteínas y consistencia genética. Pueden ser utilizados para investigar la activación del sistema inmunológico y síntesis de citoquinas proinflamatorias, la activación del complemento y producción de radicales libres de oxígeno. Los modelos de rata se han refinado y poco a poco han tomado el lugar de los modelos de animal de gran tamaño. Aquí, describimos un modelo simple de CPB sin transfusión y/o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo de recuperación permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de CPB.
Introduction
En 1953, el Dr. John H. Gibbon Jr. realizó con éxito la primera cirugía cardíaca con CEC1, y posteriormente se convirtió en una modalidad fundamental en cirugía cardiovascular. Mientras que los dispositivos y técnicas se han refinado notablemente, órganos de múltiples complicaciones relacionadas con el CPB aún comprometen el resultado de cirugías cardiovasculares y pueden afectar la morbilidad y la mortalidad postoperatoria2. Daño a los órganos relacionados con el CPB es causada por la activación del sistema inmunológico y síntesis de citoquinas proinflamatorias, la activación del complemento y producción de radicales libres de oxígeno2. Su Fisiopatología, sin embargo, ha no se ha aclarado completamente.
Modelos animales Recapitulando el uso clínico de CPB permiten la clarificación de los procesos fisiopatológicos durante y después de la CEC; Esto puede facilitar los estudios preclínicos en el desarrollo de estrategias para evitar estas complicaciones. Desde de Popovic et al. reportada por primera vez un modelo de rata CPB en 19673, rata CPB modelos se han refinado y poco a poco han tomado el lugar de los modelos de animal de gran tamaño debido a una mayor rentabilidad, procesos experimentales convenientes y una plétora de pruebas de métodos en genética y niveles de proteína. Además, las ratas consanguíneas pueden ser genéticamente idénticas, reducir posibles sesgos biológicos.
Fabre et al. estableció por primera vez un modelo de recuperación que permitió el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de CPB4. Las ventajas de este modelo de supervivencia simple son la flexibilidad (flujo CPB y duración), condición vital estable y reproducibilidad en la inflamación sistémica. Modelos CPB de rata se han convertido en cruciales para la investigación de estrategias terapéuticas que tienen como objetivo prevenir lesión multiorgánica durante CPB5, y recientemente se han desarrollado varios modelos para simular situaciones clínicas durante la CEC. De Lange et al. desarrollado un modelo de paro cardíaco, que puede utilizarse para caracterizar las respuestas enzimáticas, genéticas e histológicas relacionados con la lesión del miocardio7. Peters et al. arregló el infarto de miocardio y la reperfusión controlada usando un modelo miniatura de CPB para analizar la disfunción del corazón a través de la isquemia focal y lesiones de reperfusión8. Jungwirth et al. estableció por primera vez un modelo de la detención circulatoria hipotérmica profunda (DHCA), que puede aclarar la lesión de isquemia y reperfusión global DHCA y soportes potenciales neuroprotectores estrategias6. Estudios con DHCA investigan la influencia de la hipotermia, la reperfusión o hemólisis activa señalización de eventos9. Hipotermia profunda puede afectar la activación y la inactivación de varias enzimas y vías y los mecanismos siguen siendo desconocido10. Por otro lado, modelos de fallo cardiaco o corazón isquemia modelos deben utilizarse para investigar lesiones de isquemia y reperfusión corazón. Estos diversos modelos CPB de rata que recapitulan muy humano CPB pueden revelar procesos patológicos relacionados con la CPC y ayudar a mitigar las complicaciones relacionadas con el CPB.
Este protocolo muestra un modelo simple de CPB sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de CPB.
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Protocol
Antes del experimento, todas las ratas deberían darse una semana para aclimatarse. Todos los procedimientos quirúrgicos a los animales deben llevará a cabo conforme a la guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio (www.nap.edu/catalog/5140.html) u otras normas éticas apropiadas. Protocolos deben ser aprobados por el Comité de bienestar de los animales en la institución correspondiente antes de proceder. Todos los procedimientos posteriores deberán realizarse bajo condiciones asépticas.
1. preparando el circuito de CEC
Nota: Use equipo de protección personal como guantes, gafas y una capa limpia o vestido disponible.
- Configuración del circuito de CEC
- Conectar tubos de policloruro de vinilo con un reservorio venoso, prediseñado para el circuito de CEC y un oxigenador de membrana neonatal modificado como se muestra en la figura 1. Asegúrese de que todas las conexiones estén bien apretadas y no tener fugas de agua.
- Establecer un circuito de CEC en el dispositivo de la bomba de rodillo según los protocolos del fabricante.
- Mantener la bomba de rodillo sobre una mesa ajustable en altura y ajuste la altura de la mesa a 10 cm por debajo de la mesa experimental.
- Cebado del circuito de CEC
- Mix 12 mL de solución de almidón hidroxietilo con 0,1 mL de heparina y 0,5 mL de solución de bicarbonato de sodio 7% para cebar el circuito de CEC.
- Cebar el circuito con 11 mL de la solución de cebado, con el rodillo de la bomba girando suavemente. Poner una aguja de calibre 18 ventilación en el depósito de aire de ventilación.
- Golpear el oxigenador de membrana varias veces para deair, con inclinación del oxigenador. Aire debe ser ocultado completamente para evitar la embolia de aire y oxigenación insuficiente. Durante el cebado del circuito, calentar el circuito por una lámpara de calor eléctrico en el depósito.
2. procedimiento antes de CPB
Nota: El campo quirúrgico y dispositivos deben ser desinfectados por alcohol al 70% o un compuesto de amonio cuaternario antes de su uso.
- Anestesia y entorno animal
- Anestesiar una rata con la inhalación de aire mezclado de isoflurano de 3.0% en un vaporizador. La rata en un soporte de la obra e intubar una cánula del calibre 16 en la tráquea. Seguir sus pautas de cuidado de los animales locales con respecto a la dosis de analgesia y la frecuencia (p. ej.
buprenorfina 0,005 mg/kg s.c.)
Nota: Las ratas deben en anestesia profunda y pierde reflejos. La respiración debe ser rítmica pero no ser arrestada. - Transferencia de la rata a una mesa de operaciones equipada con una almohadilla de calefacción eléctrica. Iniciar la ventilación mecánica con 8 mL/kg de volumen de marea, una frecuencia respiratoria de 70 ciclos/min y el 30% de fracción de oxígeno inspirado por el sensor de oxígeno.
- Mantener la anestesia con isoflurano de 1.5-2.0% y con un adicional de la administración de ketamina/xilacina en iniciación de CPB.
- Monitorear la temperatura rectal mediante el uso de la sonda rectal. Mantienen temperatura corporal normotérmico de 37 º C al ajustar la temperatura de la almohadilla de calor y colocando el circuito sobre la lámpara de calor.
- La rata en posición supina y las cuatro extremidades se extienden por la fijación con agujas. Monitorizar la frecuencia cardíaca situando la aguja electrodo de ECG al hombro bilateral y abdomen izquierdo. Coloque una gasa húmeda o aplicar pomada oftálmica en los ojos para evitar la sequedad.
- Anestesiar una rata con la inhalación de aire mezclado de isoflurano de 3.0% en un vaporizador. La rata en un soporte de la obra e intubar una cánula del calibre 16 en la tráquea. Seguir sus pautas de cuidado de los animales locales con respecto a la dosis de analgesia y la frecuencia (p. ej.
- Canulación de la
- Después de desinfectar la superficie de todo el cuerpo por sprayingby rociar etanol al 70% u otra solución antiséptica, cepille el cabello por una navaja de afeitar en la región inguinal bilateral y región cervical de la derecha. Los anestésicos locales (como la lidocaína) se recomienda antes de realizar la incisión en la piel. Nota: como alternativa, un lavado quirúrgico del sitio de incisión puede ser utilizado en lugar de todo el cuerpo del aerosol de etanol al 70% para evitar una caída en la temperatura corporal.
- Haga una incisión en la piel (aproximadamente 5 mm) en la región cervical de la derecha y regiones inguinales bilaterales por tijeras y sin rodeos, disecar los tejidos para exponer la arteria femoral principal derecho. Separe cuidadosamente la arteria de la vena y el nervio cercano. Ligar el final de la arteria femoral común por exposición y seda 4-0 por la tensión.
- Cortar la pared arterial (aproximadamente 1 mm) de la arteria femoral común derecha por micro tijeras en dirección perpendicular a la arteria y cuidadosamente canule un catéter intravenoso calibre 24 desde la incisión hasta una profundidad de 1 cm para el monitoreo arterial sistémica presión y análisis de gas presión parcial en sangre arterial.
- Administrar heparina sódica (500 UI/kg) del catéter.
- Siga los pasos 2.2.2 y 2.2.3 para canule un catéter intravenoso calibre 24 en la arteria femoral común izquierda como una línea de infusión arterial del circuito de CEC.
- Inserte un angiocatéter de calibre 17 múltiples orificio de la vena yugular interna derecha y avanzar hacia la aurícula derecha y vena cava inferior (IVC). No empuje el catéter más o menos como el vaso se rompa. Conectar el catéter al circuito de CEC para drenaje venoso.
- Cubrir cada región canulado con una gasa húmeda para evitar la contaminación.
3. procedimiento durante la CEC
- Gas de oxígeno 100% al oxigenador en 0,8 L/min durante la CEC y disminuir la frecuencia respiratoria a 30 ciclos/minuto. La presión parcial de oxígeno arterial se requiere de 200 a 400 mmHg.
- Al principio del CPB, aumentar la temperatura de la almohadilla de calor a la máxima, 42 ° C, para mitigar la caída inmediata de la temperatura del cuerpo después de la iniciación de la CPB. Ajustar la temperatura a 37 º C cuando la temperatura corporal a 36 ° C.
- Iniciar el flujo CPB y mantener un ojo en el volumen de la sangre en el reservorio. Un depósito vacío puede causar embolia de aire. Si disminuye el volumen de la sangre en el reservorio, bajar el caudal de la bomba por ajuste de la altura de la tabla, o cambiar la posición del catéter del drenaje. No vuelva a colocar el catéter de drenaje venoso, que puede causar la perforación de la aurícula derecha o arritmia.
- Aumentar y mantener el flujo de la bomba a 100 mL/kg/min, mientras que la presión arterial media se mantiene a 70 mmHg. Cuando se mantiene la presión adecuada de la sangre, un pequeño volumen de al menos 1 mL en el tanque es aceptable. Si hay menos de 1 mL de la sangre en el reservorio, puede causar una embolia de aire en órganos.
- Si la presión arterial es inestable, añadir 2-3 mL de la solución de cebado del circuito (puede causar anemia después de la CPB).
4. el procedimiento después de CPB
- Sujete el tubo de drenaje venoso y retirarlo del circuito. Infundir la sangre restante en el circuito poco a poco a la arteria para mantener la presión arterial.
- Aumentar la frecuencia respiratoria a 70 ciclos/minuto.
- Retirar el catéter de drenaje venoso y el catéter arterial izquierdo y ligar el vaso en el sitio proximal y distal.
- Quite la línea arterial de la arteria femoral derecha 60 min después del final del CPB.
- Limpiar la herida con solución salina y cerrar la herida con suturas.
- Acabar con la anestesia y extubar el tubo endotraqueal después de comprobar la respiración espontánea del animal.
- Administrar líquidos isotónicas estériles calentadas y use una lámpara de calor eléctrico y estera de calor para mantener los animales calientes. Compruebe las condiciones de los animales con frecuencia hasta la recuperación de la anestesia. Proporcionar asistencia respiratoria cuando sea necesario. Nota: Una vez que el animal comienza a moverse, la fuente de calor debe eliminarse de la parte de la jaula para permitir que el animal elija el lado cálido o fresco.
- Que el animal aparte de la compañía de otros animales hasta que la respiración se recupera completamente. No devolver el animal a la compañía hasta la recuperación completa.
- Controlar la ingesta de alimentos y agua después de la recuperación de la anestesia y proporcionar un apoyo nutricional apropiado. Administrar analgésicos y verificar si hay signos de incomodidad o dolor.
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Representative Results
La figura 1 muestra el circuito completo de CPB. Las variables fisiológicas en este modelo se muestran en la figura 2e incluyen temperatura rectal, significan la presión arterial y frecuencia cardiaca. La figura 3 muestra el análisis del gas de sangre arterial durante la CEC, incluyendo la presión parcial de oxígeno arterial, presión parcial de dióxido de carbono arterial, hematocrito, exceso de base, expresión del suero del potasio y el potencial de hidrógeno. Durante todo el procedimiento, la frecuencia cardíaca y presión arterial media eran estables. La temperatura rectal y hematocrito disminuido al principio del CPB por hemodilución causada por el volumen de cebado. La presión parcial de oxígeno arterial aumentó significativamente durante el CPB debido a la oxigenación de la membrana. Representante de hematoxilina y eosina tinción imágenes de pulmones se muestran en la figura 4, que incluye las imágenes del grupo CPC (figura 4B, D) y el grupo de operación simulada (figura 4A, C) y los cocientes de la PaO2 / FiO2 después de la CPB en comparación con la línea de base (figura 4E). De edema intersticial, infiltración de células inflamatorias y hemorragia, se observó una diferencia significativa en el grupo CPB. Figura 5 muestra la concentración sérica del factor de necrosis tumoral-α (TNF-α), interleucina 6 (IL-6) y alta movilidad Grupo 1 caja (HMGB1) niveles después de CPB.
Figura 1 : Circuito de la CEC. Todo el circuito de CEC consiste en un depósito (8 mL), un oxigenador de membrana con un volumen de cebado de 3,3 mL y una bomba de rodillo. Todas las piezas están conectadas por tubos de cloruro de polivinilo, incluyendo una línea de drenaje venoso (diámetro externo (OD), 3,3 mm, diámetro interno (ID), 2 mm, aproximadamente 1,4 mL), una línea arterial (OD, 2 mm; ID, de 1,2 mm; aproximadamente 1,2 mL) y un tubo de fijación del rodillo de la bomba (OD, 6,6 mm; ID, de 4,5 mm; aproximadamente 2,8 mL). Volumen de cebado total es 11 mL incluyendo aproximadamente 3 mL en el tanque. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Las variables fisiológicas. Las variables fisiológicas durante y después de CPB, incluyendo temperatura rectal (A), (B) la presión arterial media y la frecuencia cardíaca (C) (n = 6). Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. CPB, derivación cardiopulmonar; Pre, antes de CPC; CPB X, X min después del inicio del CPC; X el post, X min después del final del CPB. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Análisis de gas de sangre arterial. Análisis de gas de sangre arterial durante y después de CPB. (A) presión parcial de oxígeno arterial, (B) la presión parcial de dióxido de carbono arterial (C) hematocrito, exceso de base (D), (E) expresión de suero de potasio y (F) potencial de hidrógeno (n = 6). Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. CPB, derivación cardiopulmonar; Pre, antes de CPC; CPB X, X min después del inicio del CPC; X el post, X min después del final del CPB. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Análisis histológico de los pulmones. Representante de hematoxilina y eosina tinción imágenes para el grupo de operación simulada (A, C) y el bypass cardiopulmonar realizan grupo (B, D). 4 h después de CPB. La severidad de la dificultad respiratoria se correlacionó con el grado de resultados patológicos en edema y hemorragia. Barras de escala; 50 μm (a, B), 1 mm (C, D). (E) la relación entre PaO2/FiO2 después del CPB en comparación con la basal en el grupo sham y grupo control (n = 6 en cada grupo). Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. p < 0.01 vs grupo Sham. CPB, derivación cardiopulmonar; PaO2, presión parcial de oxígeno arterial; FiO2, fracción de oxígeno inspirado; X el post, X min después del final del CPB. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 : Evaluación de las respuestas inflamatorias en el suero. Concentración del suero de (A) factor de necrosis tumoral-α (TNF-α), (B) interleukin-6 (IL-6) y (C) alta movilidad Grupo 1 caja (HMGB1) después de CPB. n = 5 para cada grupo: farsa grupo y CPB de ratas sometidos a CEC. Los puntos y las barras de error se presentan como media y desviación estándar. p < 0.05, †p < 0.001 vs grupo Sham. CPB, derivación cardiopulmonar; X el post, X min después del final del CPB. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
En este modelo CPB de rata, el suero y pulmón niveles de expresión de citoquinas inflamatorias y HMGB-1, un factor de transcripción clave regular las respuestas inflamatorias, aumentaron después de CPB. Anteriores estudios clínicos demostraron que la secreción de suero de nivel HMGB-1 está elevada en pacientes sometidos a cirugía cardiovascular11, y el nivel máximo del suero HMGB-1 durante la CEC se asoció con síndrome de respuesta inflamatoria sistémica más grave y el deterioro de la oxigenación pulmonar después de CPB12. Además, el HMGB-1 nivel del suero es un marcador independiente para predecir la mortalidad de la unidad de cuidados intensivos en pacientes con neumonía grave y síndrome de dificultad respiratoria agudo (ARDS)13. SDRA severo relacionadas con CPB asociados con citoquinas inflamatorias y activación HMGB-1 se simula con éxito por este modelo CPB de rata.
Se han realizado numerosos estudios sobre la inflamación sistémica relacionadas con el CPB en modelos de rata debido a su utilidad para la investigación de las respuestas inflamatorias sistémicas, incluyendo proinflammatory del cytokine expresión14, kappa nuclear B activación15, neutrófila activación de moléculas de adhesión16y matriz metaloproteinasa-9 actividades17. Estrés oxidativo como la activación de la proteína de la HO-1 durante la CEC se ha investigado también mediante el uso de rata CPB modelos18.
El modelo de CPC de rata se ha desarrollado recientemente en varios procedimientos para simular situaciones clínicas de las complicaciones de la CPB. Los efectos enzimáticos, genéticos e histologic de miocardio pueden ser investigados por un paro cardiaco modelo7. Por otra parte, un modelo DHCA se divulga para revelar los mecanismos asociados a resultados adversos cerebral después de cirugía de la aorta torácica y para investigar el potencial neuroprotector estrategias6. Estos modelos, basados en el modelo de CPC rata convencional, son valiosos para evaluar los efectos diversos de la CPB, mímico de cerca situaciones clínicas en las cirugías cardiovasculares.
La tasa de supervivencia de este modelo depende de la mejora técnica del investigador. Los factores más importantes relacionados con la morbilidad están sangrando durante la separación de los vasos, ruptura cardiaca y retroperitoneo hematoma, que generalmente ocurre por fallo técnico. Buena exposición, tensión adecuada a los vasos y canulación suave son requisitos quirúrgicos para el éxito. Mantener la presión arterial media de al menos 60 mmHg controlando la sangre reservada y la solución adicional es importante para evitar la extrema anemia y deficiencia de la extremidad inferior. Embolia de aire en el intestino y otros órganos abdominales también es fundamental para evitar; una vez que esto ocurre, el procedimiento no puede completarse.
En la práctica temprana de estos procedimiento, realización de CPB es aproximadamente un 20% debido a la dificultad en la canulación y hasta el 10% de supervivencia 4 h después de CPB. Después de la experiencia con los 20 modelos, la tasa de supervivencia mejoró dramáticamente a casi 80% debido a la hemodinámica estable durante la preparación del modelo.
Al principio de establecer este modelo, volumen total del circuito del CPB era 3 mL que es mayor que la del presente. Por lo tanto, el excesivo volumen coloidal induce anemia crítica durante la CEC (significa hematocrito: 14,7%)19. Al disminuir el volumen de circuito CPB y el sangrado quirúrgico, el hematocrito durante la CEC aumentado a 21.3%, lo que permitió mantener hemodinamia estable.
El calibre 17 múltiples orificios es muy conveniente para la canulación de la vena yugular interna a la vena cava inferior a través de la aurícula derecha, debido a su longitud adecuada y la suavidad, que evita el desgaste de la pared venosa. Además, el diámetro interior de múltiples orificio y suficiente permite retorno venoso suficiente y una alta tasa de éxito. Introducir el catéter en vena cava inferior es técnico difícil debido a su forma oculta y se perfora fácilmente la pared venosa o auricular.
Canulación arterial de la arteria femoral de la rata tiende a causar isquemia de extremidad en comparación con la arteria de la cola o de la arteria carótida20. En nuestra experiencia, inestabilidad hemodinámica (BP media inferior a 60 mmHg), ligadura de la arteria femoral profunda y anemia crítica puede causar daño severo de la pierna. Mantener la presión arterial, canular una región más alta de la arteria femoral común y manteniendo un hematocrito superior están todas las soluciones para evitar la isquemia del miembro causada por el innato perfusión colateral rica de ratas.
Evitación de la catecolamina y la transfusión de sangre es necesario para investigar con precisión las respuestas hemodinámicas, bioquímicas y fisiológicas de las pruebas materiales e intervenciones. No hay necesidad de vasopresor y transfusión en absoluto durante el procedimiento en nuestro modelo. Anestesia profunda aumenta la liberación de citoquinas inflamatorias y posteriormente deteriora órgano función21. Profundidad de la anestesia apropiada, suave y la canulación de la tráquea de animales para la intubación y la canulación de la arteria femoral para control de presión arterial sin sangrado son importantes antes de la iniciación de CPB. Si hay inestabilidad hemodinámica antes de la iniciación de la CPB, tasa de éxito se reduce notablemente. Durante la CEC, se debe mantener el caudal de CPB ajustando el volumen en el depósito. En el minuto 60 después de la iniciación de la CPB, la adición cuidadosa de volumen (solución salina de 1-3 mL) se requiere debido a la inestabilidad hemodinámica por procesos inflamatorios. Sin embargo, la adición de volumen coloidal excesiva causa anemia que puede conducir a condiciones inestables. Después de CPB, la sangre en el circuito de CEC debe devolverse a la rata en 30 min la inestabilidad después de CPB significa que hay morbosidad potencial como isquemia en extremidades o en el intestino.
La profundidad de la anestesia adecuada es uno de los consejos en este modelo para disminuir la mortalidad y la morbilidad. Los anestésicos inhalantes proporcionan un control adecuado de la profundidad y la duración de la anestesia. Cuando nos intubar una cánula en la tráquea, ratas deben estar en anestesia profunda lo suficiente para perder reflejos. La respiración debe ser rítmica pero no ser arrestada. Paro respiratorio indica anestesia muy profunda, hipotensión o muerte inminente, que causa inflamación sistémica. Por el contrario, anestesia insuficiente causa más estrés al animal. Durante la CEC, movimiento del cuerpo del animal es fundamental para reducir debido a la posible extirpación accidental de las cánulas. El vaporizador de isoflurano que controla mediante el control de frecuencia cardíaca, presión arterial y movimiento de la pared de pecho es necesario durante el procedimiento. En el inicio de la CEC, puede disminuir la concentración en sangre de isoflurano de dilatación por volumen preparado. Pentobarbital intraperitoneal adicional puede permitir una profundidad estable de la anestesia.
Infecciones postoperatorias en ratas provocará numerosos cambios en parámetros fisiológicos22. Un modelo de supervivencia larga requiere estricto mantenimiento de condiciones estériles durante el procedimiento. Una habitación separada y una zona de trabajo de procedimientos asépticos son deseables. El campo quirúrgico y dispositivos deben ser desinfectados por alcohol al 70% o un compuesto de amonio cuaternario antes de su uso. Cada material que afecta probablemente a contaminación, tales como cánulas, soluciones y materiales de sutura, debe ser en un paquete estéril. Durante la CEC, cubriendo el campo quirúrgico con una gasa pequeña húmeda evita que los sitios de fuentes potenciales de contaminación. Antes de cerrar las heridas, quitar sangre de la herida y enjuague con agua estéril son necesarios para evitar la infección de la herida. En nuestra experiencia, no hay infección de la herida ha producido 24 horas después de la operación.
Hay limitaciones de este modelo de CPC en lo que es totalmente no puede imitar situaciones clínicas. En primer lugar, este corazón latiendo modelo exhibe flujo pulsátil que es diferente de clínica cirugía cardiaca con el corazón detenido. En segundo lugar, este modelo puede llevarse a cabo sin toracotomía, y esto no reproduciría completamente clínico CPB con toracotomía mediana, que conduce a hemorragia masiva durante el procedimiento quirúrgico.
En conclusión, este modelo CPB de recuperación permite estudios de principios - y a largo plazo daños en múltiples órganos asociados a CPB. Principales ventajas de este modelo incluyen la reducción de posibles sesgos por transfusiones de sangre, vasopresores o agentes inotrópicos. Este modelo es adecuado para investigar estrategias terapéuticas dirigidas a prevenir lesión multiorgánica durante la CEC.
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Disclosures
Todos los autores no tienen nada que revelar con respecto a soporte comercial.
Acknowledgments
Apreciación se extiende al Dr. T. Taki y Dr. M. Funamoto por su apoyo técnico.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Rodent Ventilator 7025 | Ugo Basile | 7025 | Ventilator |
| OxiQuant B | ENVITEC | 46-00-0023 | Oxygen Sensor |
| CMA 450 Temperature Controller | CMA | 8003759 | Temperature Controller |
| CMA 450 Heating Pad | CMA | 8003763 | |
| CMA 450 Rectal Probe | CMA | 8003761 | |
| DIN(8) to Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLAC06 | |
| Disposable BP Transducer | ADInstruments | MLT0670 | |
| IX-214 Data Recorder | iWorx Systems | IWX-214 | amplifier |
| LabScribe software | iWorx Systems | software | |
| Roller pump | Furue Science | Model RP-VT | pump |
| Happy Cath | Medikit | EB 19G 4HCLs PP | 17-gauge multiorifice angiocatheter |
| SURFLO ETFE I.V. Catheter | Terumo | SR-OX2419CA | 24-gauge angiocatheter |
| Oxygenator | Mera | HPO-002 | |
| CPB circuit | Mera | custom-made | |
| Hespander fluid solution | Fresenius Kabi | 3319547A4035 | Hydroxyethyl starch |
References
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