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Bioengineering

Perfusable rede Vascular com um modelo de tecido em um dispositivo Microfluidic

doi: 10.3791/57242 Published: April 4, 2018

Summary

O protocolo descreve como engenheiro uma rede vascular perfusable em um esferoide. Microambiente ao redor do spheroid é concebido para induzir a angiogênese e conectar o spheroid para os microcanais em um dispositivo microfluidic. O método permite a perfusão do spheroid, que é uma técnica muito aguardada em culturas tridimensionais.

Abstract

Um esferoide (um agregado multicelular) é considerado como um bom modelo de tecidos vivos no corpo humano. Apesar do avanço significativo nas culturas esferoide, uma rede vascular perfusable nos esferoides permanece um desafio crítico para a cultura a longo prazo, necessário para manter e desenvolver as suas funções, tais como expressões de proteína e morfogênese. O protocolo apresenta um novo método para integrar uma rede vascular perfusable dentro o spheroid em um dispositivo microfluidic. Para induzir uma rede vascular perfusable no spheroid, brotos de angiogênico ligados ao microcanais foram guiados para o spheroid utilizando angiogênico fatores de fibroblastos de pulmão humano cultivados no spheroid. Os brotos angiogênico alcançou o spheroid, fundiu-se com as células endoteliais co cultivadas no spheroid e formaram uma rede vascular contínua. A rede vascular poderia perfundir o interior o spheroid sem quaisquer fugas. A rede vascular construída pode ser mais usada como uma rota para o fornecimento de nutrientes e remoção de resíduos de produtos, imitando a circulação de sangue vivo em. O método fornece uma plataforma nova em cultura de esferoide em direção a melhor recapitulação dos tecidos vivos.

Introduction

Mudando de uma cultura de monocamada (bidimensional) para uma cultura tridimensional é motivada pela necessidade de trabalhar com modelos de cultura que imitam as funções celulares de vida tecidos1,2,3. Substratos de plástico lisos e duro comumente utilizados na cultura de pilha não se assemelham a maioria dos ambientes extracelulares no corpo humano. Na verdade, muitos estudos demonstram que arquitetura de tecido-específica de recriar de cultura tridimensional, pistas mecânicas e bioquímicas e comunicação célula-célula, que não tenham sido observados na cultura bidimensional convencional4, 5,6,7,8.

Um agregado multicelular ou esferoide, é uma das técnicas mais promissoras para perceber esta cultura tridimensional9,10. As células secretam a matriz extracelular (ECM) e podem interagir com os outros no spheroid. Embora alguns outra bioengenharia aproxima-se13,11,12,14, tais como célula de empilhamento, replicar com sucesso a complexidade espacial do corpo humano, essas abordagens têm apenas dois ou três tipos de células para a facilidade de análise e focada em apenas uma função de órgãos-alvo. Em contraste, as células em esferoides são expostas a ambientes de cultura diferente, dependendo de suas posições no spheroid devido à oferta heterogênea de nutrientes, oxigênio e parácrina e autócrina sinalização moléculas no spheroid. Esse recurso de esferoides imita parcialmente na vivo condição de cultura e ativar as células em esferoides para criar tecido muito mais complexo, organizado estruturam em vitro do que aquelas cultivadas em empilhamento tecido9, 15 , 16. note que se um esferoide é composto por um único tipo de células, a função das células o spheroid não é uniforme, devido ao ambiente heterogêneo no spheroid. Nos últimos anos, as culturas de esferoide permitido células-tronco pluripotentes células-tronco embrionárias (CES), induzidas (iPSCs) ou células-tronco tecido-residente para imitar na vivo do desenvolvimento sequências e recriar miniórgãos como o cérebro de17, fígado18e rim19,20.

Apesar dos progressos significativos nas técnicas de cultura de esferoide, cultivo esferoides grandes por muito tempo ainda é problemático. Em um tecido tridimensional, células precisam ser localizado dentro de 150-200 µm de um vaso sanguíneo devido a quantidade limitada de oxigênio e nutrientes21. Redes vasculares dentro o spheroid são necessárias para recapitular a troca de substâncias entre o sangue e os tecidos em vivo. Para conseguir isso, outros grupos têm co culto células endoteliais com alvo células22,23,24 ou induziu a diferenciação de células pluripotentes em células de CD31 positivo20. No entanto, as estruturas de embarcação-como relatadas não têm as extremidades abertas da lumina para fornecer oxigênio e nutrientes para o centro do spheroid. Para simular a função vascular para nutrir as células na cultura tridimensional, em aberto e perfusable rede vascular deve ser desenvolvida no spheroid.

Durante os últimos anos, alguns grupos de pesquisa no campo microengineering relataram métodos para construir uma rede vascular perfusable, formada espontaneamente em um dispositivo microfluidic utilizando factores angiogênico das células de fibroblastos cocultured25 ,26. Estas redes vasculares têm uma morfologia semelhante às suas contrapartes na vivo e podem ser remodelados por fatores ambientais, tornando-os adequados para imitar funções vasculares em uma cultura de esferoide. O propósito do presente protocolo é construir uma rede vascular perfusable em um esferoide usando uma plataforma de microfluidic27. O dispositivo microfluidic é modificado o dispositivo anteriormente relatados25 para que um esferoide pode ser incorporado. Direcionando a secreção angiogênico das células de fibroblastos em um esferoide de células endoteliais em microcanais, angiogênico brotos dos microcanais anastomosadas com o spheroid e formou uma rede vascular perfusable. Este método permite uma entrega direta de uma vasta gama de substâncias, tais como moléculas fluorescentes e grânulos de micrômetro-escala para o interior de um esferoide, que fornece o quadro para uma cultura de tecidos de longo prazo com redes vasculares.

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Protocol

1. a fabricação do molde Microfluidic dispositivo

  1. Desenha o padrão do dispositivo microfluidic usando software disponível comercialmente (Clewin5 ou AutoCAD 2016, etc.). Para a função do Clewin5, consulte o manual do usuário (http://manualzz.com/doc/7159150/clewin-user-s-manual).
    Nota: O arquivo de projeto está disponível no arquivo complementar 1.
  2. Transferir o arquivo de projeto para um gerador de padrão micro e carregar a ferramenta com uma máscara de cromo revestida com o fotorresiste positivo.
  3. Expor o fotorresiste positiva na área padrão usando um gerador de padrão micro.
  4. Desenvolver o fotorresiste positiva usando o desenvolvedor (Tabela de materiais) e enxaguar a máscara com água desionizada (DI).
  5. Usando o ácido de cromo (Tabela de materiais), condicione o cromo na área exposta onde o fotorresiste positivo foi removido. Enxague a máscara com água.
  6. Remova o restante o fotorresiste a máscara usando acetona.
    Nota: A máscara de transparência pode ser uma alternativa para a máscara de Cr.
  7. Preparar uma bolacha de silicone limpa (4 polegadas, P(100)) e rotação casaco hexamethyldisilazane (HMDS) a 3.000 rpm por 30 s.
  8. Softbake HMDS por 5 min a 120 ° C e esfriar a bolacha por 5 min à temperatura ambiente.
  9. Spincoat o fotorresiste negativo (tabela de materiais) a 500 rpm para 10 s e 1.200 rpm por 30 s.
    Nota: A condição de revestimento de rotação deve produzir as camadas fotorresiste com uma espessura de aproximadamente 100 µm sobre as bolachas, depois fotolitografia.
  10. Prebake o negativo fotorresiste por 45 min a 95 ° C e esfriar a bolacha para 60 min à temperatura ambiente.
  11. Verifique a intensidade da luz UV em cada experimento e calcular o tempo de exposição para uma dose de energia de exposição total de 250 mW/cm2. Coloque a Fotomáscara (etapa 1.1-1.6) sobre a bolacha e expô-los à luz UV.
  12. Postbake o negativo fotorresiste por 1 min a 65 ° C e a 5 minutos a 95 ° C. Permita a bolacha refrigerar para baixo por 1 min à temperatura ambiente.
  13. Desenvolva a camada negativa fotorresiste por 15 min no banho primeiro desenvolvedor (Tabela de materiais) e a 2 min no segundo banho. Enxágue a bolacha no primeiro banho isopropanol (IPA) por 10 s e no segundo banho IPA por 10 s.
  14. Hardbake o negativo fotorresiste por 30 min a 200 ° C e esfriar a bolacha por 5 min à temperatura ambiente.
  15. Medir a espessura da camada de fotorresiste negativo usando um gerador de perfil de superfície.
  16. Colocar a bolacha num exsicador ligado a uma bomba de vácuo e adicionar 200 µ l de silano (trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane). Ligue a bomba durante 10 minutos, desligá-lo e continuar a bolacha no exsicador para 4 h.

2. etapas a fabricação e a montagem de camadas PDMS

  1. Conversão do pré-polímero de polidimetilsiloxano (PDMS) (PDMS base: agente de cura = 10:1 (w/w)) e desgaseificar em uma câmara de vácuo para 2h.
  2. Cura PDMS a 80° C em um forno ventilado de ar durante a noite.
  3. Retire o PDMS do wafer de silício.
  4. Socar a 1A de buracos - 3B (Figura 1) e a cultura de esferoide bem. Use um soco de 2 mm de diâmetro para furos 1A - 3B e um diâmetro de 1 mm um soco para o spheroid bem.
  5. Limpe a laje PDMS e uma lamela de vidro (24 mm × 24 mm) com fita adesiva, por várias vezes furando e descascando a fita. Em seguida, tratar a laje PDMS com plasma de ar para 40 s (40 mW, 50 sccm).
  6. Ligação da laje PDMS para o deslizamento da tampa de vidro para expulsar quaisquer bolhas de ar da superfície entre a laje PDMS e a lamínula e cura a 80 ° C, durante pelo menos 12 h.

3. spheroid preparação

Nota: No estudo, proteína fluorescente vermelha expressando umbilical humano veia células endoteliais (RFP-HX) e expressar a proteína verde fluorescente HX (GFP-HX) é usados no esferoide e microcanais, respectivamente, para distinguir a origem do HX após a construção de uma rede vascular perfusable. Se a origem do HX não é necessário, sem rótulo HX é suficientes para o experimento.

  1. Descongelar o RFP-HX (3,0 × 105 células/frasco) e fibroblastos de pulmão humano (fan) (1,0 × 106 células/frasco) e adicioná-los em 10 mL de meio para células endoteliais e células de fibroblastos, respectivamente (Tabela de materiais). Cultura-os em um prato de 100mm no 37 ° C e 5% de CO2 por 2-3 dias para sub confluente RFP-HX e hLFs. Esta preparação renderá ~ 200 esferoides.
  2. Desanexar a RFP-HX e hLFs de pratos com 2 mL de 0,05% do trypsin-EDTA e parar a reação de tripsina com 4 mL de DMEM contendo 10% (v/v) de soro fetal bovino (FBS) e 1% (v/v) penicilina/estreptomicina.
  3. Após a centrifugação a 220 x g, durante 3 min, remover o sobrenadante e ressuspender o RFP-HX e hLFs a endotelial médio concentrações de final de célula em 2,5 × 104 e 1,0 × 105 células/mL, respectivamente.
  4. Delicadamente adicione 200 µ l de suspensão de célula (5.000 células para RFP-HX) e 20.000 células por hLFs por alvéolo em uma placa de 96 poços, com superfície de ligação ultra baixo.
  5. Incube a placa de 96 poços em 37 ° C e 5% de CO2 por um período de 2 a 4 dias.
    Nota: Uma vez que o diâmetro de esferoide depende o período de cultura e o número de célula inicial da placa de 96 poços, pode ser controlado por estes dois parâmetros.

4. célula semeadura no dispositivo Microfluidic

Nota: A Convenção de nomenclatura para os furos, canais e o esferoide bem são demonstrados na Figura 1. Definimos o dia 0 como o dia quando a célula colheita no dispositivo microfluidic terminar. Diagrama esquemático de prazos das experimentais é mostrado na Figura 2.

  1. Carregamento de esferoide − 1 dia)
    Nota: O passo seguinte deve ser executado no gelo para evitar gelificação de colágeno e fibrina.
    1. Dissolva o fibrinogênio em solução salina tamponada fosfato (PBS) para uma concentração final de 2,80 mg/mL.
    2. Prepare o colágeno neutralizado (3,0 mg/mL de PBS) de acordo com o protocolo do fabricante.
    3. Combine 107,2 µ l da solução de fibrinogênio (2,80 mg/mL), 8,0 µ l de colágeno neutralizado (3,0 mg/mL) e 3,6 µ l de aprotinina (5 U/mL) por reação em um tubo. Esta solução é rotulada "mestre mistura solução" (MS).
      Nota: O volume é suficiente para carregar um esferoide. Se houver mais de um esferoide, multiplique cada volume pelo número de esferoides.
    4. Dissolva a trombina em PBS para uma concentração final de 50 U/mL.
      Nota: Alíquotas de 50 trombina U/mL (20 µ l/tubo) são armazenadas em 30 ° C e são descongeladas antes de cada experimento.
    5. Coloque a placa de 96 poços, contendo os esferoides dentro da armário de biossegurança.
    6. Prepare dois pratos de Petri 35mm dentro do armário, com um prato no gelo (prato 1) e o outro prato sobre a bancada (prato 2) a biossegurança. Pipeta 99 µ l de MS no centro do prato 1 (Figura 3a) para formar uma gota.
    7. Apare as pontas de 2 amarelo (10-100 µ l) e 3 limpar pontas de pipetas (1-100 µ l) para a coleção de esferoides da placa de 96 poços, mistura de trombina com MS, precisa coleção dos esferoides, injetando os esferoides o dispositivo e injetando o dispositivo de mídia , respectivamente. O tamanho dos poros da ponta deve ser ligeiramente maior que o diâmetro dos furos 1A - 3B dos canais 1 e 3 ou o spheroid bem no canal 2 para um confortável apto.
      Nota: Daqui em diante, a menos que indicado o contrário, use as pontas de pipeta cortadas nesta etapa. A fotografia de dicas de corte está disponível na Figura 4.
    8. Coletar um esferoide com 100 µ l do meio da placa de 96 poços e adicioná-lo ao prato 2 (Figura 3a).
    9. Pega o spheroid com volume mínimo de mídia do prato 2. Mantendo a pipeta na posição vertical, o spheroid deve avançar para a parte inferior da ponta da pipeta por gravidade. Ejete o spheroid tocando a ponta da pipeta para o menisco do MS gota no prato 1 (Figura 3a).
      Nota: Os passos seguintes 4.1.10 & 4.1.11 devem ser realizados rapidamente.
    10. Adicione 1 µ l de trombina (50 U/mL) e misture delicadamente com a ponta da pipeta amarelo.
    11. Com a pipeta, situada a 7 µ l, pegar o spheroid e lentamente coloque-o dentro do poço de esferoide (Figura 3b).
    12. Incube por 15 min a 37 ° C para a gelificação de fibrina.
    13. Lentamente injete endotelial médio dos buracos 1A e 3A e preenchimento canais 1 e 3 com mídia (20 ~ 30 µ l/canal).
    14. Coloque o dispositivo em um prato de 100mm com um Kimwipe molhado para evitar a evaporação de mídia do dispositivo (Figura 3C).
    15. Coloque o dispositivo em 37 ° C e 5% CO2 por 24 h remover as bolhas na interface entre a mídia e a fibrina.
  2. Dia 0) HX carregando
    1. Descongelar o GFP-HX (3,0 x 105 células/frasco) e adicioná-los à 10 mL do meio de endotelial. Cultura-os em um prato de 100mm no 37 ° C e 5% CO2 por 2-3 dias para chegar a subconfluência. Um prato de sub confluente GFP-HX é suficiente para a preparação de dispositivos de 8-10.
    2. Desanexar GFP-HX de pratos com 2 mL de 0,05% do trypsin-EDTA e parar a reação de tripsina com 4 mL de DMEM contendo 10% (v/v) de soro fetal bovino (FBS) e 1% (v/v) penicilina/estreptomicina.
    3. Após a centrifugação a 220 x g, durante 3 min, resuspenda o GFP-HX a endotelial médio no 5.0 x 106 células/mL.
    4. Injetar suspensão de células de HX no canal 1 através do buraco 1B (20 µ l/canal).
    5. O dispositivo microfluidic 90° de inclinação, coloque-o no lado e incubar a 37 ° C por 30 min garantir que o HX adere a fibrina no canal 2.
      1. Confirme a penhora de HX sobre a fibrina. Quando o número de HX anexado na interface entre o gel e o médio não é suficiente, a vasculatura pode ser desconectada na raiz vascular após alguns dias de cultura de dispositivo (Figura 5). No protocolo, a taxa de sucesso da perfusão é > 50%.
    6. Repita as etapas 4.2.4 e 4.2.5 para canal 3.
    7. Células de cultura em um prato de 100mm com um Kimwipe úmido a 37 ° C e 5% CO2 por 7-14 dias.
  3. 1 dia ~) troca de mídia
    1. Metade dos meios de comunicação nos canais 1 e 3 troca todos os dias.

5. núcleos de coloração

  1. Prepare o paraformaldeído 4% (PFA) em PBS.
  2. Remova a mídia dos canais 1 e 3 e adicionar 20 µ l de 4% PFA por canal. Para substituir a solução em 4% PFA, repetição removendo a solução do dispositivo e adicionar 4% PFA três vezes.
  3. Incube o dispositivo a 4 ° C durante a noite.
  4. Remover 4% PFA do dispositivo e lavagem dos canais três vezes com PBS.
  5. Adicione 20 µ l de 10 µ g/mL a tintura fluorescente (Tabela de materiais) por canal para manchar os núcleos celulares. Para trocar a solução no dispositivo, repita removendo a solução do dispositivo e adicionando 10 µ g/mL a tintura fluorescente três vezes.
  6. Armazene o dispositivo em 4 ° C por 24 h.

6. fluido perfusão de um esferoide

  1. Prepare o spheroid após cultivo para mais de 7 dias no dispositivo a 37 ° C e 5% de CO2 para a conclusão de um percurso vascular contínuo.
  2. Remova o meio de 3B, 1B, 3A e 1A de buracos.
  3. Introduzir 10 µ l de solução de 10 µM de isotiocianato de fluoresceína (FITC)-dextran em PBS em buracos 1A e 1B.
  4. Monitore o fluxo de microbeads ou tintura FITC sob um microscópio invertido.

7. quantificação de comprimento Sprout

Nota: O software de ver. 1,49 ImageJ é usada para todas da análise da imagem neste estudo.

  1. Sobrepor as imagens dos dias de GFP-HX 0, 1, 3, 5 e 7.
  2. Subtrai a posição da ponta da vasculatura do dia 0 na mesma posição para imagens tiradas nos dias 1, 3, 5 e 7.
  3. Determine o crescimento da ponta vascular da posição de raiz (Figura 6). A distância entre a ponta vascular e raiz foi definida como o comprimento do broto neste estudo (Figura 7b).

8. quantificação dos ângulos Vascular

Nota: Ângulo Vascular foi definido como o ângulo consistia por ângulo vascular, raiz e centro do spheroid (Figura 7C).

  1. Binarize as imagens fluorescentes do spheroid coculture contendo RFP-HX e medir a posição de "centroide" pela função de análise no ImageJ. Neste estudo, a posição de medida "centroide" é definida como o centro do spheroid (Figura 6).
  2. Determine a posição das pontas vasculares e raízes na mesma maneira na etapa 7.
  3. Medir os ângulos vasculares usando a função de análise no software ImageJ.

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Representative Results

A Figura 1 mostra um design e fotografia do dispositivo microfluidic. Tem três canais paralelos, no qual o canal 2 contém o spheroid bem. Canais 1 e 3 são usados para a cultura HUVEC e canal 2 é para o spheroid. Cada canal é separado por microposts trapezoidal projetado para padrão de PDMS. Os microposts impedir o hidrogel no canal 2 de vazamento nos canais 1 e 3 por tensão superficial e permitir a troca de substâncias entre o esferoide e HX em microcanais28.

Figura 7a mostra o centro de um dispositivo microfluidic após semeadura de célula. Campo claro e fluorescentes imagens tiradas no dia 0 mostram que gel de fibrina preenchido apenas o canal 2 sem quaisquer fugas nos canais 1 e 3, e HX anexado com êxito para a parede lateral do gel de fibrina. A imagem de campo brilhante está em foco no ambos o spheroid carregado e microposts, indicando que o spheroid resolvido corretamente na parte inferior do dispositivo. Os brotos angiogênico são observados no dia 1 e o comprimento do brotos aumenta com o tempo (Figura 7b). No dia 3, o mais longo broto alcançou o spheroid e no dia 7, a maioria dos brotos angiogênico alcançou o spheroid (distância média dos canais 1 e 3 para o esferoide < 500 µm). Na melhor das hipóteses, após 4 dias na cultura do dispositivo, fluxo através os lúmens vasculares pode ser observado. O ângulo vascular foi definido como as direções da ponta vascular e o centro do spheroid da raiz vascular. C da Figura 7 mostra o ângulo vascular quantificado durante 7 dias na cultura do dispositivo. Os ângulos vasculares diminuíram de forma tempo-dependente, indicando que os brotos angiogênico migraram em direção a spheroid.

Figura 8 indica a seção da rede vascular, onde se fundiram RFP-HX e GFP-HX. RFP-HX e GFP-HX coordenada formaram um único lúmen vascular como mostrado por cabeças de seta, que claramente indicam angiogênico brotos dos canais 1 e 3 anastomosadas de RFP-HX no spheroid e formaram uma rede vascular contínua. Para confirmar a perfusability da rede vascular, FITC-dextrano foi injetado no canal 1. FITC-dextrano no canal 1 fluiu para a rede vascular construído e interior o spheroid e finalmente chegou ao canal 3 (Figura 9). Durante a perfusão da solução de dextran-FITC, não há nenhum escapamento da rede vascular para o espaço extravascular. Foi previamente demonstrado que pequenas moléculas injetadas no lúmen vascular passam através da parede vascular e reagem com as células das regiões extravascular. Além disso, o coeficiente de permeabilidade da rede vascular foi mostrado para ser perto que na vivo-27. Estes resultados implicam que a rede vascular integrada poderia fornecer os nutrientes para o spheroid e remover o resíduos de produto.

Figure 1
Figura 1 : Design e uma fotografia do dispositivo microfluidic. (a) visão geral do projeto do dispositivo microfluidic. Área cinzenta indica três canais microfluídicos separados por microposts trapezoidal. Canal 2 tem um poço para uma cultura de esferoide. Figura direita mostra a exibição ampliada no retângulo vermelho no canto esquerdo. (b) fotografia do dispositivo microfluidic cujos canais são preenchidos com tinta vermelha. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 2
Figura 2 : Tempo experimental. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 3
Figura 3 : Método para carregar um esferoide no dispositivo microfluidic. (a) fazer a entrega de mídia com um esferoide e MS em dois pratos separados. Em seguida, transferi o spheroid em MS com trombina. (b) esquemática vista secional do dispositivo durante a injeção do spheroid. Quantidade em excesso de gel flui para fora através dos furos 2A e 2B. No entanto, o spheroid permanece na parte inferior do dispositivo devido o confinamento físico. (c) diagrama esquemático dos dispositivos quando eles estão em uma incubadora. Kimwipe molhado foi colocado em um prato de 100 mm e dois pratos de 35 mm com o dispositivo foram colocados sobre o Kimwipe. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 4
Figura 4 : As fotografias de pontas de pipetas cortar para célula de semeadura para o dispositivo. A ponta esquerda branca é para buracos 1A, 1B, 3A e 3C e transferidora spheroid para uma gota de gel de fibrina (etapas 4.1.9, 4.1.13, 4.2.4 e 4.2.6). A ponta amarelo média é para a coleção do spheroid de 96 poços (etapa 4.1.7). A ponta direita branca é para o bem de esferoide (etapa 4.1.11). As pontas antes de corte também são mostradas na foto. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 5
Figura 5 : Vasculatura non-perfusable. Angiogênico brotos de microcanais não ligar para a abertura entre microposts e perderam a conexão entre o lúmen e microcanais (setas pretas). É causada pelo HX insuficiente semeado nos canais 1 e 3. Vermelho: RFP-HX no spheroid, verde: GFP-HX de microcanais. As células foram cultivadas no dispositivo durante 14 dias. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 6
Figura 6 : Definição da raiz vascular, ponta e o centro do spheroid. (a) o método para determinar a posição da raiz vascular e dica para medir o comprimento do broto. Depois de alinhar as imagens fluorescentes lapso de tempo, a imagem fluorescente tirada poucos dias depois de cultivo no dispositivo é subtraída pela imagem no dia 0. Medimos o comprimento dos brotos após a subtração pelo software ImageJ. (b) definição do centro do spheroid. As imagens fluorescentes a RFP-HX são binarized e medidas em seu centroide por software ImageJ. Definimos o baricentro como o centro do spheroid. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 7
Figura 7 : Formação de uma rede vascular no dispositivo microfluidic. (a) Time-Lapse imagens de um centro de um dispositivo microfluidic após semeadura de célula. Vermelho: RFP-HX cultivadas no spheroid, verde: GFP-HX colhidas nos canais 1 e 3. Análise quantitativa do broto comprimento (b) e ângulo vascular (c) (n = 42 brotos em 3 aparelhos, as barras de erro indicam os erros-padrão (S.E.)). O comprimento do broto foi definido como a distância entre a posição do HX no dia 0 à ponta vascular (b, parte superior). O ângulo (∠TRS) foi definido por raiz vascular (R), dica (T) e o centro do spheroid (S) (c, em cima). Veja a Figura 6 para a definição de raiz vascular, ponta e o centro do spheroid. Estes dados foram obtidos usando software ImageJ. Os esquemas explicando a definição de comprimento do broto e o ângulo vascular são modificados de Nashimoto, Y. et al 27. clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 8
Figura 8 : Formação do lúmen vascular por HX de microcanais e o spheroid. (a) fluorescente imagem de visão geral da amostra após 14 dias na cultura do dispositivo. Retângulo amarelo indica a posição x-y da seção ótica, mostrada em (b). (b) x-y, y-z e x-z secção óptica da rede vascular construída. As setas brancas indicam lúmen vascular. Vermelho: RFP-HX cultivadas no spheroid, verde: GFP-HX cultivadas nos microcanais, azul: núcleos celulares. (a) não mostra nenhuma fluorescência azul porque (a) é a imagem antes da fixação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Figure 9
Figura 9 : Perfusão de um esferoide usando uma rede vascular construída. Campo claro (a) e fluorescentes (b) imagens do spheroid após 7 dias na cultura do dispositivo. (c) imagem fluorescente do spheroid mesmo após FITC-dextrano (70 kDa) a carregar. Vermelho: RFP-HX no esferoide e canais 1 e 3, verde: FITC-dextrano, azul: núcleos celulares. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Complementares 1 arquivo: O design do dispositivo microfluidic. O arquivo está em formato dxf. Clique aqui para baixar este arquivo.

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Discussion

Relatórios anteriores mostram que hLFs secretam um coquetel de fatores angiogênico múltiplos, tais como angiopoietina-1, angiogenin, fator de crescimento de hepatócito, transformando o fator de crescimento-α, fator de necrose tumoral e algumas proteínas da matriz extracelular29, 30. Este ensaio baseia-se na secreção de hLFs em um esferoide coculture, que é a limitação da técnica angiogênico. Portanto, é fundamental para uma formação vascular estável definir um esferoide coculture no fundo de um poço para que a distância entre o spheroid coculture e o HX nos canais 1 e 3 pode ser encurtada. O comprimento vascular de fibroblastos foi inversamente proporcional à distância entre as células endoteliais e fibroblastos31, para que a distância mais curta é vantajosa para formação vascular estável. No entanto, para abrir um buraco de esferoide (1 mm de diâmetro) sem danificar canais 1 e 3, a largura mínima do canal 2 foi de 1,5 mm.

Embora o spheroid assenta no fundo do poço, raízes vasculares foram ocasionalmente desconectadas o microposts ou microcanais (Figura 5). Nesse caso, nenhum reagente poderia alcançar o lúmen vascular através de microcanais (canais 1 ou 3). Embora não poderíamos resolver esse problema completamente, presumimos que o problema é devido ao número insuficiente de HX na superfície do gel de fibrina (passo 4.2.1-4.2.6). Certifique-se do HX estàvel anexar a parede lateral do canal 2.

Em direção a injeção bem sucedida de um esferoide dentro do poço, otimizar o diâmetro interior e exterior das pontas de micropipeta na etapa 4.1.7 é importante: 1) o diâmetro interno deve ser maior do que o spheroid. 2) o diâmetro do espelho exterior deve caber à borda do poço para que nenhum vazamento do gel ocorre no topo do poço durante a injeção e a ponta pode ser facilmente removida após a injeção de gel. No presente protocolo (φ1 mm de um esferoide bem), cerca de 700 µm é o diâmetro máximo para o spheroid injetável. Se o diâmetro bem destina-se maior do que no presente protocolo, esferoides maiores podem ser injetados porque a ponta pode ser cortada para ter maiores diâmetros internos. Diâmetros de esferoide podem ser controlados facilmente, alterando o número de células colhido em placa de 96 poços.

Este protocolo em primeiro lugar mostra romance microfluidic plataforma para construir uma rede vascular perfusable em um esferoide. Embora o coculture com HX permite a formação de estruturas semelhantes a embarcação em um esferoide18,23,24, estes não eram perfusable devido as impasses da lumina. Porque existem células em tecidos versátil (osso, adipócito e câncer, etc.), pela adição de algumas outras células alvos para o spheroid coculture, uma vascularização dos vários tipos de esferoides de fibroblasto pode ser esperado, que pode imitar a em vivo ambiente melhor do que a cultura de esferoide convencional. Para expandir a aplicação da técnica, futuros trabalhos que incluem a vascularização de esferoides sem a adição de células de fibroblastos. Alguns recentes trabalhos relatório medula células estromais32 e músculo células33 pode induzir a angiogênese em dispositivos microfluídicos. Utilizar as células do estroma ou do músculo, em vez das células de fibroblastos aumentaria o número de tecidos que podem ser vascularizado no dispositivo microfluidic. Este protocolo fornece uma plataforma básica para a vascularização do tecido, que é uma técnica muito aguardada no campo das três culturas dimensionais.

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Disclosures

O autor declara que eles não têm nenhum concorrentes interesses financeiros.

Acknowledgments

Este trabalho foi apoiado pela crista JST (número de concessão JPMJCR14W4), sociedade para a promoção da ciência (JSPS) KAKENHI (número de concessão 25600060, 16K 16386), o centro de inovação programa do MEXT e JST, projeto focado no desenvolvimento de tecnologia de avaliação de chave de Agência do Japão para a pesquisa médica e desenvolvimento, AMED, Mizuho Fundação para a promoção das Ciências. Microfabrication foi apoiado pela Universidade de Kyoto Nano tecnologia Hub.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
AutoCAD 2017 Autodesk AutoCAD 2017
A chromium mask coated with AZP 1350. CLEAN SURFACE TECHNOLOGY CBL2506Bu-AZP
Micro pattern generator Heidelberg uPG101
MF CD-26 developer Rohm and haas electronic materials - Developer in protocol 1.4
S-Clean Sasaki Chemical S-24 Chromium etchant in protocol 1.5
Aceton Wako 012-00343
Silicon Wafer Canosis SiJ-4
Spin Coater MIKASA 1H-D7
Hexamethyldisilazane (HMDS) Tokyo Ohka Kogyo H0089
SU-8 3050 MicroChem - Negative photoresist in protocol 1.9
UV Exposure Nanometric Technology Inc LA310s
SU-8 Developer MicroChem Y020100 Developer for the negative photoresist in protocol 1.13
2-propanol Wako 163-04841
Surface profiler Veeco Veeco Dektak XT-S
(Trichloro (1H, 1H, 2H, 2H-perfluorooctyl) silane Sigma 448931
Polydimethylsiloxane (PDMS) Dow Corning Toray 184W/C
Biopsy Punch (1.0mm)  Kai Industries BP-10F
Biopsy Punch (2.0mm)  Kai Industries BP-20F
Plasma System Femto Science COVANCE
Cover glass MATSUNAMI GLASS C024241
Culture Dishes Iwaki 1000-035
RFP Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cell Angio Proteomie cAP-0001RFP
Normal Human Lung Fibroblasts Lonza CC-2512
Endothelial Cell Growth Medium Lonza CC-3162
Fibroblast Growth Media Kits Lonza CC-3132
DMEM Thermo Fisher Scientific 11965092
Fetal Bovine Serum Thermo Fisher Scientific 26140079
Penicillin-Streptomycin Solution Wako 168-23191
0.05w/v% Trypsin-0.53mmol/l EDTA• 4Na Solution with Phenol Red Wako 204-16935
PBS (Phosphate Buffered Salts) Takara bio T900
96-well plate Sumitomo bakelite 631-21031
1000ul Chip NIPPON Genetics FG-402
200ul  Chip NIPPON Genetics FG-301
10ul Chip NIPPON Genetics 37650
CO2 incubator Thermo Fisher Scientific Model 370
GFP Expressing Human Umbilical Vein Endothelial Cell Angio Proteomie cAP-0001GFP
Fibrinogen from bovine plasma Sigma F8630
Aprotinin from bovine lung Sigma A6279
Collagen I Corning 354236
Thrombin from bovine plasma Sigma T4648
Hoechst 33342 Invitrogen H21492 Fluorescent dye to stain nuclei in protocol 5.5
Paraformaldehyde Solution Wako 163-25983
Inverted Fluorescence Microscope OLYMPUS IX71
Degital CCD Camera OLYMPUS ORCA-R2
Confocal Laser Scanning Biological Microscope OLYMPUS FV1000
Inverted Fluorescence Microscope OLYMPUS IX-83
Fluorescein isothiocyanate-dextran Sigma FD70S

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References

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Perfusable rede Vascular com um modelo de tecido em um dispositivo Microfluidic
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Nashimoto, Y., Teraoka, Y., Banan Sadeghian, R., Nakamasu, A., Arima, Y., Hanada, S., Kotera, H., Nishiyama, K., Miura, T., Yokokawa, R. Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device. J. Vis. Exp. (134), e57242, doi:10.3791/57242 (2018).More

Nashimoto, Y., Teraoka, Y., Banan Sadeghian, R., Nakamasu, A., Arima, Y., Hanada, S., Kotera, H., Nishiyama, K., Miura, T., Yokokawa, R. Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device. J. Vis. Exp. (134), e57242, doi:10.3791/57242 (2018).

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