Summary
Een procedure voor het opfokken van stabiele vliegen (Stomoxys calcitrans) wordt gepresenteerd. De procedure wordt lokaal beschikbare materialen voor dieet onderdelen, uitrustingsstukken en voorraden.
Abstract
Stabiel vliegen, Stomoxys calcitrans, zijn ernstige plagen van vee, mensen, gezelschapsdieren en wilde dieren wereldwijd. Tijdens de afgelopen 20 + jaar resulteerde veranderingen in de agronomische praktijken in ernstige uitbraken van stabiele vliegen in verschillende landen. Deze uitbraken verstoord veehouderij en menselijke recreatie resulterend in openbare eisen ter verhoging van de inspanningen voor onderzoek en beheer voor deze plaag. Een eenvoudige en goedkope procedure voor het opfokken van stabiele vliegen voor laboratoriumonderzoek wordt gepresenteerd. De procedure wordt lokaal beschikbare dieet onderdelen, apparatuur en benodigdheden. De procedure kan worden aangepast voor het opfokken van andere muscoid vliegen waaronder gezicht vlieg (Musca autumnalis), hoorn fly (Haematobia irritans) en huis vliegen (Musca domestica). De procedure wordt geproduceerd stabiel vliegen puparia gemiddeld 12,5 mg en ~ 35% ei tot volwassen overleven. Ongeveer 3000 vliegen worden geproduceerd in elke pan.
Introduction
Stabiel vliegen, Stomoxys calcitrans (L.), zijn cDNA vliegen waarvan pijnlijke beten verstoren de grazende gedrag van vee, veroorzaken pijn en lijden bij de dieren companion en verstoren van menselijke recreatieve activiteiten wereldwijd. Onrijpe stabiel vliegen ontwikkelen in gistende vegetatieve materie, vaak besmet met dierlijk afval. Veranderende agronomische praktijken en gewassen hebben ernstige uitbraken van stabiele vliegen in gewasresten, groenten in Australië1, suikerriet in Brazilië2en ananas in Costa Rica3geproduceerd. Hoewel slechts 14 stabiel vliegen per dier worden beschouwd als de economische drempel4, zijn de opmerkingen van meer dan 2.000 vliegen per dier aangebracht tijdens recente uitbraken5. Dergelijke besmetting niveaus verminderen gastheer productiviteit om in de buurt van nul en kunnen leiden tot sterfte6. Als gevolg van agronomisch bijbehorende uitbraken, stabiel vliegen zijn hernieuwde belangstelling ontvangen en vraag naar laboratorium kolonies is dramatisch toegenomen.
Wat betreft alle holometamorphic insecten beschikken over stabiele vliegen alle van de voedingsstoffen die nodig zijn voor de groei tijdens de onvolwassen of larvale fase. Daarom is een belangrijk onderdeel van een steigerend systeem de larvale dieet of substraat. Stabiel vliegen larven zijn waargenomen ontwikkeling in een breed scala van substraten in het veld7 en zij zijn afhankelijk van de microbiële Gemeenschap van het substraat8,9. Natuurlijke larvale substraten zijn voornamelijk samengesteld uit ontbindend of gistende vegetatieve materialen vaak besmet met stikstofhoudende afval.
Voor het opfokken van laboratorium, zijn stabiel vliegen larvale substraten meestal samengesteld uit een vegetatieve materiaal en een toegevoegde stikstofbron. Vele materialen zijn gebruikt voor stabiele vliegen larvale diëten. De eerste larvale diëten geïmiteerd natuurlijke substraten en opgenomen fermenteren haver stro en paard of koe mest10,11. Koolhydraten bronnen omvatten tarwe zemelen12,13,14, alfalfa maaltijd12,13,14 en een commerciële formulering ontwikkeld door chemische specialiteiten Fabrikanten Association (CSMA, 33% tarwezemelen, 27% alfalfa maaltijd, 40% biergist korrels)13,14,15,16. Stikstof bronnen omvatten gist schorsing12, vismeel en Ammoniumbicarbonaat17. Inerte ophopende materialen zijn vaak opgenomen in diëten zoals haver vletten12, bagasse13, vermiculiet16, houtsnippers13,18 en Ingehuld pinda vletten14.
Een hoofddoel van het laboratorium fokken is om een product dat als fysiologisch vergelijkbaar met "wild type" mogelijk is opdat laboratoriumexperimenten zullen de resultaten als gevolg van die van veld populaties te produceren. Dit vereist dat de in-Fokkerij en selectie worden geminimaliseerd om genetische diversiteit en voedings middelen worden vergelijkbaar zijn met die in het veld. Secundaire doelstellingen zijn om arbeid en kosten te minimaliseren. Een belangrijk onderdeel van het minimaliseren van de kosten is het gebruik van lokaal aanwezige dieet onderdelen. De stabiele vlieg fokken systeem gepresenteerd werd ontwikkeld om deze doelstellingen te verwezenlijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. ei-collectie (Figuur 1)
- Bereiden egging cup, plaatst u het ene uiteinde van de doek in ~ 500 mL-bekerglas gevuld met warm (~ 40 ° C) water. Overlappen de zijkanten van de cup en op te lossen met een rubberen band. Vouw het losse einde van de doek terug over de bovenkant van de cup.
- Plaats egging kopje in kooi 8 – 10 daagse oude vliegen voor ~ 2 h. Gravid vrouwelijke stabiele vliegt zal oviposit op het doek.
- Verwijder egging cup uit kooi en spoel eieren off van de egging doek in een pannetje met squeeze wassen fles.
2. voorbereiding van de larvale steigerend Pan
-
Bereiden van medium (hoeveelheden voor 1 steigerend pan)
- Combineer tarwezemelen (500 g), houtspaanders (200 g) en vismeel (115 g) in 10 L kunststof schotel pan en meng goed.
- Ammoniumbicarbonaat (50 g) toevoegen aan het water (~ 25 ° C, 1600 mL) en meng tot het is opgelost.
- Voeg water oplossing om de droge ingrediënten en meng om ervoor te zorgen geen unwetted materiaal. Moeilijkheidsgraad middel in pan maar niet comprimeren.
-
Voeg stabiel vliegen eieren
- Maak een ondiepe furrow in medium de lengte van de pan.
- 1 mL van stabiele vliegen eieren (~ 8000) storten in furrow met ei Pipet (Figuur 2).
Opmerking: Ei Pipetteer gemaakt door het snijden van een kunststof geijkte pipet op gewenste moment, invoegen van 100 mesh scherm en lijmen pipet weer bij elkaar. - Dekking van eieren met een dun laagje van medium ter voorkoming van uitdroging.
- Pan met kussensloop bestrijken, sluit met een rubberen band en label. Plaats pannen in larvale kamer (23 ± 2 ° C en 30 – 50% RH 12:12 [L:D] h fotoperiode).
Opmerking: Larvale ontwikkeling gaat 10-14 dagen vanaf het moment van oviposition.
3. pop Processing, larven Verplaats naar de rand van het Medium 7-9 dagen na Oviposition en Pupariate door dagen 13 of 14
- Schep puparia, voornamelijk gelegen rond de randen van de pan onder de korst dat op het oppervlak van het medium, uit ontstaat en geplaatst in een schone pan.
- Vul de pan, met puparia, ½ tot ¾ vol met water. Bosjes puparia en middelgrote breken. Tarwe zemelen en proteïne componenten van het medium zinken terwijl puparia > 1 dag oud float19.
- Het verwijderen van zwevende materialen, puparia en enkele middelgrote onderdelen met een vergiet en wassen door middel van een reeks van zeven (#5, #7, #12, #20) te verwijderen van de resterende medium. De #12 zeef verzamelt de puparia en de #20 houdt vast afval uit het invoeren van de afvoer. Wassen puparia tussen zeven met een wastafel sproeier.
- Spoel puparia, in #12 zeef in een schone pan. Vul de pan ½ vol met water. Zwevende puparia giet in een vergiet en laat overtollige water afgevoerd.
- Overdracht puparia te drogen scherm afgevoerd met ventilator en verlaten tot droog (Figuur 3).
4. pop plank, een alternatieve methode voor het verzamelen van de Puparia Is met een pop plank18
Opmerking: De plank is gemaakt uit een stuk plastic knippen vanaf het einde van een 10 L schotel pan (10,2 cm hoog x 10,2 cm breed x 31,9 cm lang).
- Bereiden medium zoals beschreven in punt 2.1. Taper medium in pan van ~2.5 cm diep op ene uiteinde tot ~7.5 cm diep aan de andere.
-
Plaats de plank op medium in het ondiepe einde van het fokken pan en tape om te voorkomen dat larven kruipen naast de plank (Figuur 4).
- Verzadigen spons (~14.5 x 9.0 x 4.5 cm3, geregenereerde cellulose) en wikkel het in een water gedrenkte doek (30,5 x 42 cm2, katoen) en de plaats op de plank ongeveer een halve inch van het medium.
-
Voeg de eieren zoals beschreven in 2.2 en gaan als voorheen.
- Pannen dagelijks controleren om ervoor te zorgen dat de spons vochtig blijft.
- Puparia van de spoelen van de plank, spons en doek in een schone schotel pan en giet in vergiet 14 dagen na oviposition.
5. kwaliteitscontrole
- Weeg alle voor de puparia geproduceerd in pan (totale wt.).
- Isoleren van 100 puparia, wegen en geplaatst in een 9 cm petrischaal.
- Aantal en geslacht volwassenen ~ 5-8 dagen later te bepalen opkomst tarief en sex-ratio. Petrischalen met naar voren gekomen volwassenen in een vriezer voor het tellen op een later tijdstip desgewenst opslaan. Vliegen zijn sexed door de vorm van hun ogen en breedte van de fronto-orbitaal plaat20 of genitaliën onder lage vergroting.
- Record totaal gewicht, gewicht van 100 puparia en aantal naar voren gekomen volwassen mannetjes en vrouwtjes.
6. voorbereiding van bloed
- Verzamelen vers boviene bloed van een lokale slachthuizen in 19 L emmers met 70 g gekristalliseerd Natriumcitraat TRIBASISCH (dihydraat) p.a. in 500 mL water. Roer krachtig gedurende 5-10 min bloed en keerde terug naar het laboratorium.
- Stam bloed door een vergiet te verwijderen stolsels en gepartitioneerd in 2 L containers, label met de datum van verzameling en op te slaan in een diepvriezer (-20 ° C).
- Verwijderen container uit de vriezer en plaats in de koelkast 2 dagen voor nodig. Bloed kan gebruikt worden voor ~ 2 weken eenmaal ontdooid en opgeslagen in de vriezer voor maximaal 1 jaar.
7. volwassene onderhoud
- Bereiden kooien, lijn kooi bodem met slager papier ter vergemakkelijking van de reiniging.
- 50 g droge stabiele vliegen poppen (~ 3.500) plaatsen in elke kooi. Volwassenen eclose een paar uur tot een paar dagen na pop verwerking.
- Plaats een vers bloed gedrenkt vrouwelijke servet op de top van elke kooi voor het voederen. Beginnen binnen de 24 uur van volwassen eclosion voeding en herhaal dagelijks tot een dag voorafgaand aan de oviposition (9-10 dagen na ontstaan).
- Na oviposition (sectie 1), plaats van de kooi in vriezer voor 4 – 8 h en vervolgens schoon door het verwijderen van het papier, frass vanaf de zijkanten en de vloer met warm water spoelen en schrobben van alle oppervlakken met wasmiddel en chloor. Kooien met warm water spoelen en laten drogen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Larven pupariate 10-14 dagen en volwassenen komen 14 – 16 dagen na oviposition. Generatietijd, ei aan ei, is ~ 24 dagen. Fokken gegevens voor de periode van mei 2013 tot januari 2017 met drie verschillende vulstoffen en twee kolonies worden gepresenteerd in Figuur 5. Cottonwood gaf het beste rendement, 3867 ±1442 (
± standaardafwijking) poppen met een gewicht van 12,5 ±1.6 mg met 74 ±19% eclosion produceren 2,872 ±1294 volwassene vliegt voor de gevestigde laboratorium kolonie. Sex verhouding was enigszins bevooroordeeld naar vrouwtjes 0.97:1 (man: vrouw, 77,141 vliegen sexed van 1184 pannen). Ei tot volwassen overleving bedraagt ongeveer 36%. Helaas, cottonwood schaafsel geworden moeilijker te verkrijgen dwingen ons pine krullen om vaker te gebruiken. Hoewel de productie met pine is lager, ~ 1.700 volwassenen per pan, grootte is iets groter, 13 mg.
Met behulp van de methode pop plank, ongeveer 85% van de larven migreren op de plank, de puparia zijn schoner en het grootste deel van het medium verzameld op de plank is gemakkelijk verwijderen door flotatie. Deze methode kan ook worden gebruikt om te controleren het tarief van larvale ontwikkeling bij het vergelijken van fokmethoden. Het nadeel is dat de pannen moeten dagelijks worden gecontroleerd om te verzekeren dat sponzen vochtig blijven.
De huidige kosten voor middelgrote componenten is $ 1,17/pan of 0.39/1.000 dollar stabiel vliegen geproduceerd (tabel 1).
| Component | Hoeveelheid | Kosten/Pan |
| Tarwezemelen | 500 g | $0.35 |
| Houtspaanders | 200 g | $0,06 |
| Vismeel | 115 g | $0.27 |
| Water (≈25 ° C) | 1600 mL | |
| Ammoniumbicarbonaat | 50 g | $0,48 |
Tabel 1: testing vliegen larvale dieet. Meng droge ingrediënten, met uitzondering van ammoniumbicarbonaat en meng. Ammoniumbicarbonaat toevoegen aan water en meng tot het is opgelost. Voeg ammoniumbicarbonaatoplossing om de droge ingrediënten en meng om ervoor te zorgen geen unwetted materiaal. Aantal voor een pan.
Figuur 1: materialen die worden gebruikt voor het verzamelen van stabiele vliegen eieren. Egging cup, knijp wassen fles en kleine pan voor het ontvangen van de eieren. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: eieren wordt toegepast op bereid medium pan. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3: toestellen gebruikt voor het drogen van puparia. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4: larvale steigerend pan met pop plank. Opmerking de accumulatie van de puparia op de top van en rond de doek. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 5: Samenvatting gegevens houderijsystemen. Aantal puparia per pan (A), puparia gewicht (B) en aantal volwassenen per pan (C) betekenen voor stabiele fly fokken van mei 2013 tot januari 2017 met behulp van drie vulstoffen, cottonwood schaafsel, pine krullen en vermiculiet en twee kolonies . De kolonie Lab heeft voortdurend zijn gefokt in ons laboratorium voor ongeveer 10 jaar. De PL-kolonie werd opgericht uit wilde vliegen verzameld op een zuivelfabriek in Lancaster Co., NE, Verenigde Staten in het najaar van 2014. Foutbalken vertegenwoordigen standaarddeviaties. N geeft het aantal pannen waarop de gegevens zijn gebaseerd. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Stabiel vliegen bevinden zich ontwikkelen in een breed scala van substraten in de natuur en in vele types van media in het laboratorium kunnen worden gehouden. Wij hebben gebruikte houtspaanders en vermiculiet als ballaststoffen agenten. VERMICULIET werkte goed, maar scheiden puparia van het fokken van middellange moeilijk gemaakt en was duur (~$0.60/pan). Mogelijk vanwege de toegevoegde strengheid van het scheiden van puparia van het medium, was eclosion ook lager met vermiculiet, 57% versus 75% voor houtkrullen. Cottonwood krullen waren vergelijkbaar met vermiculiet, maar soms moeilijk te verkrijgen. De belangrijkste onderdelen lijken vegetatieve of cellulose materiaal om te gisten en handhaven van een "open" of goed belucht middellange en ammoniakale stikstof21,22. Stabiel vliegen larven zijn niet gevonden in zuivere mest, voorkeur leeftijd mest gemengd met plantaardig materiaal. Met deze gedachten in het achterhoofd, kunnen het fokken procedures hier geschetst worden aangepast aan lokaal beschikbare materialen om goedkope procedures voor het opfokken van stabiele vliegen te ontwikkelen.
Vliegen gefokt met behulp van deze methoden zijn vergelijkbaar in grootte met veld verzameld vliegen. Lengte van de vleugel is gecorreleerd met stabiele vlieg lichaam gewicht23. Omdat de vleugels van wilde vliegen zijn vaak gerafeld, gebruiken we de lengte van de discal-mediale cel als indicator van de lengte van de vleugel. Gemiddelde lengte van de discal-mediale cel van 249 vliegen gefokt met deze methode was 2.49 ±0.15 mm (bereik 1.96 – 2,81) terwijl dat van 3,713 vliegen op vangplaten verzameld tijdens de zomer van 2011 en 2012 in de buurt van Ithaca, NE 2,52 ±0.21 mm (bereik 1.80-3.58) (unpubl. gegevens). Gewicht van puparia gefokt met deze methode is hoger dan dat gemeld voor vorige steigerend protocollen14,24 en overleving, ei tot volwassen, hoger is dan de 5% in het veld25waargenomen.
Soortgelijke methoden kunnen worden gebruikt voor het opfokken van andere muscoid vliegen waaronder gezicht vliegen, hoorn vliegen en huis vliegt. Gezicht vliegen en hoorn vliegen larven vereisen een verse boviene mest medium. Huis vliegen medium is gemaakt van 470 g kalf diervoeders, 500 g tarwezemelen en 1.600 mL water (~ 25 ° C). Als stabiel vliegen, hoorn fly volwassenen voeden zich met bloed. Geconfronteerd met vliegen en huis vliegen volwassenen kunnen worden gevoed een droog mengsel van melkpoeder en suiker. Geconfronteerd met vliegen en huis vliegen volwassenen moeten ook een bron van water. Wij gebruiken 100 mL plastic flessen met een tandheelkundige wick passeren van het deksel.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Wij zouden willen bedanken Anthony Weinhold en de vele studenten die over het jaar voor technische ondersteuning, alsmede suggesties voor verbetering van onze insecten kweek procedures met ons hebben samengewerkt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Diamalt | Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ | 2540 | |
| CSMA Fly media | Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN | 5S6Z | |
| Thin Maxi Pad | The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA | 5001M | |
| Calf Manna | MannaPro, Chesterfield, MO, USA | Manna Pro | |
| Ammonium Bicarbonate | Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA | A1125 | |
| Wheat bran, Coarse | Siemer Milling Company, Teutopolis, IL | ||
| Wood shavings | Tractor Supply Company, Brentwood, TN | 502770699 | |
| Fishmeal | Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD | F1550 | |
| Adult cages | All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne | Custom | 45 × 45 × 45 cm, 18 × 16 mesh aluminum screen, stockinette access |
| 9 × 28 cm black cotton cloth | Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA | K040-114 | Egging cloth |
| 10 L plastic dish pans | Rubbermaid, Saratoga Springs, NY | FG2951ARWHT | Larval pans |
| Stockinette, Cotton, 12 inch x 25 yard roll | Tex-Care Medical Company, Burlington, NC | 91311-225 |
References
- Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production. J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).
- Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Cançado, P. H. Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil. Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).
- Solórzano, J. -A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica. J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).
- Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. Populations and economic impacts of stable flies on cattle. Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).
- Taylor, D. B. Area-wide management of stable flies. Area-wide management of insect pests. Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. , in press (2017).
- Bishopp, F. C. The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest. J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).
- Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. Stable fly biology and control in northwest Florida. J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).
- Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium. J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).
- Romero, A., Broce, A., Zurek, L. Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies. Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).
- Glaser, R. W. Rearing flies for experimental purposes with biological notes. J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).
- Melvin, R. Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle. J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).
- Doty, A. E. Convenient method of rearing the stable fly. J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).
- Bridges, A. C., Spates, G. E. Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.). Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).
- Hogsette, J. A. New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory. J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).
- McGregor, W. S., Dreiss, J. M. Rearing stable flies in the laboratory. J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).
- Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. The use of vermiculite in medium for stable fly larvae. J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).
- Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts. J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).
- Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age. Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).
- Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. Some improvements in rearing stable flies. J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).
- Zumpt, F. The stomoxyine biting flies of the world. , Gustav Fischer Verlag. Stuttgart. (1973).
- Wienhold, B. J., Taylor, D. B. Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska. Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).
- Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites. Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).
- Albuquerque, T. A., Zurek, L. Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness. Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).
- Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae). J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).
- Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae). Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).
