Summary
Disponibilidade de SCs somáticas é crucial para a medicina regenerativa, modelagem de doença e para ganhar a introspecção em Propriedades de SC. Aqui nós apresentamos estratégias experimentais para reprogramar, em vitro, células adultas diferenciadas em suas células tronco/progenitoras expansível do tecido-específica correspondente pela expressão transiente do único ativador transcricional co YAP.
Abstract
Aqui nós apresentamos protocolos para isolar células diferenciadas primárias e transformá-los em células tronco/progenitoras (SCs) da mesma linhagem pela expressão transiente do factor de transcrição YAP. Com este método, luminal células diferenciadas de (LD) da glândula mamária do mouse são convertidas em células que exibem propriedades moleculares e funcionais de mamária SCs. YAP também transforma totalmente diferenciadas exócrino células pancreáticas no pâncreas ducto-como progenitoras. Da mesma forma, a SCs endógenas, naturais, induzida por YAP tronco células ("ySCs") podem ser eventualmente expandidas como organoides culturas longo prazo in vitro, sem mais necessidade de YAP/TAZ ectópica, como ySCs são dotados de um estado de SC, como auto renovadora hereditário.
O processo de reprogramação apresentado aqui oferece a possibilidade de gerar e expandir em vitro células progenitoras de várias fontes de tecido a partir de células diferenciadas. A simples expansão de células somáticas ex vivo tem implicações para a medicina regenerativa, por mecanismos de compreensão da iniciação do tumor e, mais em geral, para celular e estudos de biologia do desenvolvimento.
Introduction
Células-tronco tecido-específicas somáticas (SCs) são vitais para a reparação e renovação de tecidos após lesão. A possibilidade de isolar facilmente e expandir ilimitadamente ex vivo somática SCs representa um problema crítico para potenciais terapias regenerativas, bem como para aplicações de SC em pesquisa básica e modelagem de doença. Progresso nesse sentido, no entanto, tem sido limitado pela dificuldade de captura do estado de SC de vários órgãos epiteliais em vitro. Com efeito, em vários tecidos adultos residentes SCs podem não existir, ou não estar prontamente disponíveis, ou o número e o potencial regenerativo podem ser corroídas por condições de envelhecimento ou a doença. Em 2016, começamos a preencher esta lacuna relatando essa expressão de um único coactivator transcriptional, YAP (proteína associada Sim) ou sua proteína intimamente relacionada TAZ (ativador transcricional com um motivo PDZ), em células terminalmente diferenciadas eficientemente cria populações de células autólogas funcional, expansível, não-oncogenicidade que são operacionalmente e molecularmente indistinguíveis de seus correspondentes de SCs de tecido-específica1. Um pulso de sustentado YAP ou atividade TAZ por alguns dias é suficiente para induzir o aparecimento de auto renovação SCs somáticas. Esta é uma condição estável que já não é dependente da expressão do transgene contínua, como pode ser transmitido através de gerações de células sem mais expressão ectópica YAP/TAZ1. O protocolo aqui apresentados detalhes o procedimento usado para gerar de novo tronco/progenitoras epiteliais células da glândula mamária e pâncreas, a partir de células diferenciadas desses tecidos. Esse procedimento preenche uma caixa preta, na arena de reprogramação/transdiferenciação celular atual. Principais esforços nestes sentidos de fato até agora têm-se centrado na transição de célula a um estado de (iPSC) células-tronco pluripotentes induzidas, seguido pela conversão destes embrionárias e SCs pluripotentes em células mais diferenciadas. No entanto, iPSCs são oncogenicidade uma vez introduzido em tecidos adultos, aumentando a necessidade de desenvolver protocolos para sua completa e eficiente de diferenciação2. No entanto, nesta etapa de diferenciação, mesmo quando possível, tem o preço de longo prazo potenciais de repovoamento de expansibilidade, auto-organização e órgão. Estes são atributos essenciais para a regeneração de órgãos que na verdade são típicos apenas de SCs endógenas de tecido-específica e os SCs actualmente descritos induzida por YAP (ySCs). Da mesma forma, transdiferenciação celular direto do tipo de uma célula para outra por meio de coquetéis de transcrição vários fatores também geram células que falta essencial proliferativa e stemness potencial3diferenciadas.
O procedimento descrito aqui também aproveita a tecnologia de organoides recentemente introduzida, pelo qual SCs endógenas podem ser expandidos e diferenciados ex vivo4. Induzida por YAP SCs podem gerar formadoras de organoides SCs mesmo em condições experimentais, de doença ou biológico SCs endógenas em que não estão presentes. Gostaríamos de observar que, para a diferença com outros procedimentos de reprogramação, o tipo de plasticidade celular transmitido por YAP pode corresponder a única forma da reversão para um status de SC, como ocorre em tecidos vivos. Reaquisição dos traços de SC, como tem sido associada a reparação tecidual ou ativação oncogênica5. Embora dispensável para a homeostase de vários tecidos adultos, YAP e/ou TAZ é absolutamente essencial para a regeneração, o crescimento do tumor e expansão de SCs somáticas em vitro1,6,7,8 ,9,10,11,12
Protocol
Todos os procedimentos de animais foram realizados aderindo às nossas diretrizes institucionais e aprovado pela OPBA e o Ministério da saúde
1. geração de mamária induzida por YAP células tronco (yMaSCs)
Nota: Todas as composições de mídia e solução para seção 1 são especificadas na tabela 1.
- Isolamento de populações de células mamárias primário
- Prepare-se sob uma capa de cultura celular: Bisturis descartáveis, solução de hialuronidase, médio de dissociação, hemolítica solução, solução classificação, colágeno, solução de revestimento, Ca2 + quelante solução lavagem médio #1, lavo médio #2, solução dispase, meio de cultura 2D mamário, gelo frio HBSS/PS
- Para uma experiência típica, sacrifica 10 ratos fêmeas (CD-1 da linhagem C57BL/6), 8-12 semanas de idade por deslocamento cervical. Esterilize o abdômen com abundante solução de etanol 70% antes de dissecação.
- Disse as glândulas mamárias, fazendo uma incisão em forma de Y ao longo da pele abdominal e cuidadosamente, separando as glândulas do peritônio puxando levemente com a pinça de Dumont. Coloque as glândulas dissecadas em um prato de adesivo não-célula com gelo 10ml frio HBSS/PS (20 glândulas para cada prato), certificando-se de não transitar qualquer fragmento de pele.
- Sob uma capa de cultura de tecidos, lave cada glândula uma vez em 10 mL de HBSS/PS fresco e coloque-os em um prato adesivo de células não vazio (20 glândulas para cada prato). Não utilize placas de cultura de tecidos, como células tenderá a ficar com eles causando perda significativa de material.
- Picar finamente as glândulas mamárias com bisturis, até obter uma mistura homogénea de fragmentos de3 de 1 mm. Recupere o tecido picado de cada prato em 10 mL de meio de dissociação de uma pipeta de 25 mL serológico para evitar entupimentos e transferir a suspensão em um tubo cônico de 50 mL, pipetagem de pelo menos 5 x para desagregar pedaços de tecido.
Nota: Para uma digestão eficiente, picagem adequada do tecido na etapa 1.1.5 é crucial. - Incube durante 1 h a 37 ° C, com agitação vigorosa contínua. Depois de 1h, verifique o homogeneizado e prolongar a incubação por 10 min, se grupos ainda estão presentes. Spin para baixo o tecido digerido a 400 x g durante 5 min à temperatura ambiente e descartar o sobrenadante. Resuspenda o pellet de tecido em 3 mL de solução hemolítica e incubar 3 min no gelo.
Nota: A hemólise é um tratamento um pouco rude, pelo rigoroso sincronismo é crucial neste passo. - Lavam-se células com 10 mL de meio de lavagem #1, spin para baixo o tecido digerido a 400 x g por 5 min e descartar o sobrenadante. Ressuspender o tecido em 10 mL do meio de lavagem # 2 e placa em pratos de cultura de tecido de 10 cm. Incube os pratos para 1 h a 37 ° C numa incubadora de cultura de células.
Nota: Este passo permitirá a remoção da maioria dos fibroblastos, que deve aderir ao prato de cultura. - Recuperar a suspensão de células de pratos e despeje em um tubo cónico de 50 mL. Girar a 400 x g por 5 min e eliminar o sobrenadante. Lave o pellet duas vezes em 10 mL do Ca2 + quelantes solução por girando para baixo a 400 x g por 5 min cada tempo. Resuspenda o pellet em 5 mL de 0,25% tripsina/EDTA e incubar durante 5 min a 37 ° C.
- Adicionar 5 mL de solução de dispase no topo da solução de tripsina e complementar com DNase eu 1μg/mL. Pipetar e descer pelo menos 5 x através de uma 1 mL-ponta para desagregar aglomerados de DNA e incubar durante 10 minutos a 37 ° C, agitando a cada 3 min.
- Adicione 10 mL de meio de lavagem #2 e o filtro em um novo tubo cónico de 50 mL, através de um filtro de célula 40 μm. Spin para baixo a suspensão de eritrócitos a 400 x g por 5 min e descartar o sobrenadante, certificando-se de eliminar todo o líquido.
- Purificação de células epiteliais mamárias por FACS
- Prepare a mistura de anticorpo, acrescentando 10 μL Lin (anticorpo linhagem rato cocktail), 12 μL anti-CD326 (Ep-CAM), para uma concentração final de 30 ng/mL, 10 μL anti-CD49f, para uma concentração final de 25 ng/mL, 10 μL anti-CD61, para uma concentração final de 10 ng/mL , 2,5 μL anti-CD29, para uma concentração final de 2,5 ng/mL.
Nota: 1,3 este passo a passo, operar sempre no escuro, para evitar o branqueamento dos anticorpos fluorescente etiquetados. Para cada pellet: - Manter um pequeno número de células (mergulhando uma gorjeta de 100 μL na pelota) em um tubo separado. Ressuspender as células em 500 μL de solução num tubo de FACS de classificação e manter-se no gelo como a amostra sem rótulo para o procedimento de FACS.
- Cada Ressuspender em 200 µ l de meio de lavagem #1, adicionar 44,5 μL de mistura de anticorpo, pipetar cuidadosamente e incube por 30 min no gelo no escuro. Diluir a suspensão de eritrócitos em 10 mL de meio de lavagem #1, spin para baixo a 400 x g por 5 min e descartar o sobrenadante.
- Ressuspender as células em 2 mL de solução de classificação e filtro através de um tampão-filtro FACS torpedo e proceder à FACS-separação de populações celulares (como na figura 1B). Antes de executar o protocolo de FACS multicolor, certifique-se de corrigir as possíveis repercussões de cada fluorocromo em cada um dos outros. Para fazer isso, incubar cada anticorpo conjugado fluoróforo separadamente com a suspensão de eritrócitos e medir valores de sobreposição espectral para fluorophores todos e em todos os detectores, através de controles de cor única, a fim de criar uma matriz de compensação.
Nota: Neste experimento, foi empregado classificador equipado com 85 μm de bico. Uma preparação típica de 10 ratos fêmeas renderá aproximadamente 800.000 células LD. Proceda à filtração secundária se grupos formam-se durante o procedimento de FACS.
- Prepare a mistura de anticorpo, acrescentando 10 μL Lin (anticorpo linhagem rato cocktail), 12 μL anti-CD326 (Ep-CAM), para uma concentração final de 30 ng/mL, 10 μL anti-CD49f, para uma concentração final de 25 ng/mL, 10 μL anti-CD61, para uma concentração final de 10 ng/mL , 2,5 μL anti-CD29, para uma concentração final de 2,5 ng/mL.
- Semeadura de células primárias de LD mamárias
- Durante o procedimento de FACS revesti uma placa de cultura de pocos multi com colágeno que solução de revestimento. Incube durante 1 h a 37 ° C, 5% de CO2 em uma incubadora de cultura de células. Remover a solução de revestimento e lavar com lavagem meio #1 antes do chapeamento.
- Lavar células recuperadas de procedimento FACS com 10 mL de solução de lavagem #1, spin para baixo 400 x g durante 5 min e eliminar o sobrenadante. Ressuspender as células em meio de cultura 2D mamário (500 µ l/poço) e a placa de colágeno Tratado. Deixe que as células se sentar em uma incubadora de cultura celular para 48 h permitir a fixação adequada da célula e se espalhando.
Nota: Para uma classificação típica de 10 ratos fêmeas, 6-8 poços de uma placa de 24 poços multi bem irão produzir uma densidade de célula ideal (de 100 000 células/poço).
- Indução de yMaSCs (induzida por YAP mamária células-tronco)
Nota: Desta etapa em diante, todos os procedimentos devem ser realizados sob condições de BSL-2.- Prepare o suporte de colônia mamária. Recentemente, adicione a matriz da membrana basal ao meio apenas antes da semeadura de célula.
- Para indução de induzida por YAP mamárias células-tronco (yMaSCs), transduce as células primárias de LD por infecção Lentivirus, misturando-se um volume de sobrenadante viral rtTA-FUdeltaGW, um volume de sobrenadante FUW-tetO-YAP (ou TAZ), com dois volumes de soro livre mamária Concentrações de 2 x 2D meio de cultura de suplementos, em um volume total de 500 mL. Incube as células com particulas de Lentivirus sobrenadantes para 48 h. Para uma típica preparação Lentivirus, por favor consulte o protocolo on-line de22.
- Após a infecção, lavar as células aderentes e tratar com mamário 2D cultura suplementado com 2 doxiciclina µ g/mL para induzir a expressão de gene exógeno YAP (ou TAZ). Usar células infectadas com vazio, vetores expressando EGFP ou YAPS94A ou células infectadas com vetores inducible do YAP (ou TAZ), mas deixou sem doxiciclina como controles negativos.
Nota: A infecção bem sucedida pode ser validada por qRT-PCR com primers específicos para humanos YAP transgene, como descrito anteriormente,1. - Após 7 dias de indução com doxiciclina, desanexar células aderentes pela incubação com 0,05% tripsina/EDTA (150 μL/poço) por 10 min a 37 ° C; parar tripsinização por diluição 1:5 em lavagem meio #2 (600 μL/poço) e contar as células. Ressuspender as células em meio de colônia mamária (1 mL para cada poço), suplementadas com 2 μg/mL doxiciclina e sementes em uma densidade de clonogenic de 1.000 células/poço em placas de fixação ultralow 24-bem.
Nota: Certifique-se de que o meio de colônia mamária está gelado no momento da adição de matriz de membrana basal. A matriz da membrana basal sempre deve ser armazenada a-20 ° C no momento da chegada e descongelada lentamente a 4 ° C durante a noite; uma vez descongelado, ele deve sempre ser manipulado no gelo, de acordo com as orientações do fabricante. - Uma vez YAP-expressando células LD começar se proliferando e crescer como MaSC-como colônias em suspensão (colônias de yMaSC) (14 dias após a semeadura), contar e processo para promover a análise (Figura 1).
Nota: Células de controlo negativo (como em ponto 1.4.3) permanecerá como células únicas. - Reabastecer a cultura com meio de colônia mamária fresco cada 72 h durante os 14 dias de crescimento de colônia de yMaSC; para fazer isso prepare uma alíquota de meio de colônia mamária sem membrana basal de 5% matriz, suplementado com concentração de 10 x de suplementos e adicionar 01:10 do volume total de cada poço (por exemplo 100 μL em 1 mL de meio total), para evitar a diluição excessiva de a suspensão de matriz.
- Sub, cultivo de yMaSCs
- Recuperar as colônias primárias do meio colônia mamária, em seguida, dissociar e propagar novamente.
Nota: yMaSC colônias derivadas de células YAP-reprogramado LD adquirem capacidade de auto-renovação e podem ser com êxito sub cultas sem administração de doxiciclina ainda mais (por exemplo, independentemente da expressão de transgénico YAP/TAZ). - Prepare-se, sob uma capa de cultura celular, colônia mamária médio como na etapa 1.4.1 e organoides mamária médio.
- Coletar amostra de cada e incubar no volume (10:1) excesso de gelo frio HBSS por 1h no gelo, para solubilizar a matriz da membrana basal. Lave colônias 3 x por centrifugação a 180 x g por 5 min e ressuspender em gelo frio HBSS. Incube colônias em tripsina/EDTA de 0.05% por 10 min a 37 ° C para obter uma suspensão de célula única. Colônias de pipeta e descer de 10x com uma ponta de p1000 para garantir a completa dissociação de nível de célula única.
- Contagem e nova propagação de células no meio de colônia mamária (1 mL para cada poço) sem doxiciclina em uma densidade de clonogenic de 1.000 células/poço em placas de fixação ultralow 24-bem. Repita esta passagem procedimento a cada 10-14 dias para avaliar auto-renovação.
- Antes da terceira passagem, passagem yMaSC colônias em condições de cultura organoides, para melhorar a expansão yMaSC e para permitir a formação de miniglândulas, que se auto-organizar em um epitélio bilayered estreitamente reminiscente da glândula mamária na vivo organização histológica.
- Recupere colônias do meio colônia mamária como na etapa 1.5.3 para 1.5.4. Ressuspender colônias em 100% de fator de crescimento reduziram a matriz da membrana basal, considerando a possibilidade de replate um máximo de 20-25 colônias para cada poço de uma placa de ligação ultralow 24-poço em 150 µ l da matriz.
- Incubar as placas em uma incubadora de cultura celular por 40 min a 37 ° C e deixe a matriz da membrana basal solidificar e depois sobrepor os géis com 500 µ l do meio de organoides mamária.
- Depois de alguns dias Verifique a formação de colónias de forma brotamento organoids (Figura 1E).
- Após 10-14 dias, passagem ou processo a organoids para uma análise mais aprofundada.
- A passagem organoids culturas, recuperar organoids, coleta de cada amostra e incubando em volume em excesso (10:1) de gelo frio HBSS por 1h no gelo, para solubilizar a matriz da membrana basal. Lavar organoids 3 x pela spin para baixo a 180 x g por 5 min e Resuspenda em gelo frio HBSS.
- Incube a organoids em tripsina/EDTA de 0.05% por 10 min a 37 ° C para obter uma suspensão de célula única. Pipeta organoids cima e para baixo 10 x com uma ponta de p1000 para garantir a completa dissociação de nível de célula única.
- Propague novamente como uma suspensão única célula em uma gota de matriz reduzida da membrana basal de fator de crescimento de 100% (150 μL de cada poço de uma placa de ligação ultralow 24-bem). Deixe a matriz da membrana basal formam um gel incubando 40 min a 37 ° C numa incubadora de cultura celular e sobrepor os géis com 500 µ l do meio de organoides mamária.
Nota: yMaSC organoids podem ser criopreservadas pela recuperação da cultura de matriz de membrana basal de 100% como na etapa 1.5.13, evitando tripsinização. Armazenar no organoides mamária suplementado com 10% de DMSO. - Rapidamente congelar o organoids yMaSC a-80 ° C e em seguida preservadas em nitrogênio líquido.
- Recuperar as colônias primárias do meio colônia mamária, em seguida, dissociar e propagar novamente.
2. geração de yDucts
Nota: Todas as composições de mídia e solução para seção 2 são especificadas na tabela 2.
- Isolamento de ácinos pancreáticos principais
- Coloque a pinça de dissecação e tesouras em 70% EtOH e prepare-se sob um capuz acinares cultura meio de cultura celular, 15 mL para cada mouse; médio de recuperação acinares, 60 mL para cada mouse; PBS/PS; colagenase solução eu; colagenase solução A, 15 mL para cada mouse; neutralizado rabo de rato colágeno solução. Neutralizar o colágeno de cauda de rato I pH = 7, ajustando primeiro com 0.1 N NaOH para tamponar o ácido acético, em que o colágeno é dissolvido e depois com 10N HCl. Dilua a 2,5 mg/mL em PBS/PS. manter o colagénio de cauda de rato eu e todos os reagentes no gelo para neutralizá-lo. Sacrifício de 6 a 9 semanas de idade ratos do genótipo adequado.
- Coloque cada rato em suas costas e lavar o abdômen com solução de etanol 70%. Faça uma incisão longitudinal ao longo da parede abdominal. Localize e dissecar o pâncreas (usando o baço como guia) e coloque-o em um prato de adesivo não-célula 10cm no gelo 10ml frio PBS/PS. transferir os pratos imediatamente sob um capuz de cultura de células. Desta etapa em diante, trabalha sempre sob uma capa de cultura celular.
- Transferir cada pâncreas em uma célula não-nova adesivo prato previamente preenchido com 7 mL de colagenase eu solução A.
- Picar rapidamente cada pâncreas com um par de Bisturis descartáveis, para obter uma suspensão homogênea de tecido de aproximadamente3 fragmentos de 1 mm.
Nota: É importante notar que este procedimento deve tomar não mais de 2 min para viabilidade celular ideal. - Incube o prato para a digestão de colagenase a 37 ° C, 5% de CO2 em uma incubadora de cultura celular durante 10 minutos, sacudindo a cada 3 min para assegurar a digestão do tecido homogêneo.
- Recuperar o tecido digerido em um tubo cônico de 50 mL (um para cada pâncreas), lave o prato com 10 mL de meio de lavagem acinares e colocá-lo no mesmo tubo cónico 50ml, pipetagem digerido tecido e descer não mais de 3 x.
- Spin para baixo o tecido digerido por 5 min em 100 g de x a 18 ° C e remover o sobrenadante.
Nota: Spin para baixo as células a 18 ° C, para reduzir a atividade de colagenase durante esta etapa. - Ressuspender o tecido de pelotas em 7 mL de colagenase solução-A e despeje esta solução em um prato de 10cm do não-celular novo adesivo.
- Incube o prato para uma segunda fase da digestão de colagenase a 37 ° C por 10 min como na etapa 2.1.5, tremendo a cada 3 min para assegurar a digestão do tecido homogêneo. Entretanto, prepare um tubo cónico de limpeza 50 mL para cada pâncreas coberta com um filtro de célula 100 μm.
- Recuperar o tecido digerido e passar através do filtro de célula de 100 μm por maceração do tecido com um êmbolo da seringa estéril 10 mL (certifique-se de cuidadosamente pressione para baixo o tecido, evitando forças de cizalhamento tangencial à superfície de filtro). Lave o prato com 10 mL de meio de lavagem acinares e passar este 10 mL o mesmo filtro de célula 100 μm.
- Spin para baixo o tecido digerido por 5 min em 100 g de x a 18 ° C e remover o sobrenadante.
- Recupere a pelota de tecido com 10 mL de meio de lavagem acinares. Transferi a solução de célula em um tubo cônico de 50 mL, já contendo adicional 10 mL de meio fresco lavagem acinares, evitando a excessiva de pipetagem para ressuspensão da pelota.
- Spin para baixo o tecido digerido por 5 min em 100 g de x a 18 ° C e remover o sobrenadante.
- Cuidadosamente resuspenda o tecido digerido em 6 mL de meio de recuperação acinares e distribuí-lo em 2 poços da placa de cultura de pocos de multi 6-poço, 3ml cada. Sob um estereomicroscópio avaliar cuidadosamente a qualidade do isolamento acinares, que aparecem como uma suspensão homogênea de clusters acinares, com uma proporção menor de células únicas (ver Fig. 2B); remover qualquer tecido grande aglomerados eventualmente presentes (normalmente visível também o olho nu), pipetando-los fora da solução.
- Semeadura de ácinos pancreáticos principais
- Incube os clusters acinares digeridos a 37 ° C numa incubadora de cultura celular para 2 h, para permitir a recuperação da célula.
- Durante o casaco de recuperação celular 48-bem multi poços com 100 μL de colágeno neutralizados rato cauda eu e incubar durante 1 h a 37 ° C numa incubadora de cultura celular para permitir que uma almofada de hidrogel para o formulário.
- Depois de 2h de recuperação celular, recolher a suspensão de células acinares em um tubo cônico, spin para baixo por 5 min em 100 g de x a 18 ° C e remover o sobrenadante.
- Resuspenda os ácinos do volume adequado do meio de cultura acinares (150 μL de cada poço de uma placa de cultura de tecido bem 48). Semente cada dissociou pâncreas em 16 poços para obter uma densidade ideal (100-120 acinares aglomerados/poço).
- Diluir esta suspensão acinares com igual volume de colágeno de cauda de rato neutralizados solução, mantendo os tubos em gelo. Misture com cuidado e rapidamente propagar a suspensão de eritrócitos em cima da almofada de colágeno descrita em 2.2.2 (300 μL de cada poço de uma placa de cultura de pocos 48 multi bem).
- 1 h a 37 ° C numa incubadora de cultura celular para permitir que um hidrogel a forma de incubar.
- Indução de organoids do pâncreas
- Sobreposição de colágeno hidrogel com 500 μL de acinares cultura suplementado com 2 doxiciclina μg/ml para a indução de YAP-dependente de organoids do pâncreas de R26-rtTAM2; TetO-YAPS127A ratos; controles negativos são fornecidas por wt células cultivadas no mesmo condições ou R26-rtTAM2; TetO-YAPS127A células cultivadas na ausência de doxiciclina.
- Células acinares de cultura em meio de cultura acinares suplementado com 2 doxiciclina μg/mL por 5 a 7 dias refrescante de meio de cultura (300 μL/poço) cada 48 h e após a formação de organoides por mudanças morfológicas para cisto formando estruturas ductal ( Figura 2). Uma vez que organoids são formados, células podem ser passadas em condições de cultura organoides pancreático ou colhidas para mais análises (por exemplo: extração de RNA, imunofluorescência).
- Sub, cultivo de organoids do pâncreas
- Para avaliar sua capacidade de auto-renovação, uma relação clonal passagem induzida por YAP pancreático organoids (yDucts) em hidrogel de matriz tridimensional da membrana basal (condições de cultura organoides pancreático) independentemente do fornecimento de YAP/TAZ exógeno (isto é. independentemente da administração de doxiciclina).
- Preparar a tripsina 0,05%/EDTA; matriz de reduzida da membrana basal do fator de crescimento de 100%; Pancreático organoides médio e colagenase solução B.
- Preparar um 15ml cónico tubo com 4 mL de colagenase solução B para cada poço a ser passadas.
- Descartar o meio de cultura, cuidadosamente extrair hidrogel de poços por aspiração suave e transferi-los para os tubos cónicos.
- Incube os tubos a 37 ° C por 30 min, com agitação vigorosa contínua para permitir a digestão completa da matriz de colágeno (verificar cada 10 min até que o hidrogel é completamente solubilizado). Spin para baixo células recuperadas a 750 x g por 2 min e retirar o sobrenadante.
- Incube recuperadas células em 1 mL de tripsina 0,05%/EDTA por 10 min a 37 ° C para obter uma suspensão de célula única. Diluir a tripsina com 9 mL de PBS 1 x, spin para baixo a 750 x g por 2 min e retirar o sobrenadante.
- Resuspenda o pellet de células na matriz de reduzida da membrana basal do gelo frio de fator de crescimento e sementes em placas de fixação ultra baixo (tipicamente, uma gota de 150 μL em um poço de uma placa de 24).
- Deixe o hidrogel de matriz de membrana basal solidificar por incubar as placas em uma incubadora de cultura celular 40 min a 37 ° C e em seguida sobreposição com pancreático organoides médio (500 μL de cada poço). yDucts vai crescer como quisto-como organoids em 7-10 dias (Figura 2D).
- Para a passagem mais organoids pode ser removido da matriz da membrana basal pela incubação em gelo frio PBS 1 x por 30 min, seguido de lavagem 3 vezes pela spin para baixo a 180 x g por 5 min e ressuspensão em gelo frio PBS 1 x para evitar a transição de matriz. Organoids são então dissociados com tripsina 0,05% por 10 min obter uma suspensão de células únicas e novamente propagadas na matriz fresco da membrana basal e depois revestidas com pancreático organoides médio (como 2.4.7-2.4.8).
- yDuct organoids pode ser criopreservado em nitrogênio líquido, recuperando-se da cultura de matriz da membrana basal de 100% como na etapa 2.4.9, evitando tripsinização, e armazenando em Pancreatic organoides meio suplementado com 10% de DMSO.
- yDuct organoids são rapidamente congelados a-80 ° c e em seguida preservadas em nitrogênio líquido.
Representative Results
Geração de yMaSCs
Uma visão geral da estratégia experimental para reprogramar células primárias de LD mamárias pela expressão transiente de YAP é apresentada na figura 1A. Principais células epiteliais mamárias de LD são purificadas por fluorescentes-ativado da pilha classificação13. Figura 1B representa um procedimento típico de classificação para obter três subpopulações distintas: células basais (EpCAMbaixaCD49faltaCD61–), as células progenitoras Luminal (LP) (EpCAMaltaCD49fbaixaCD61+ ) e células de LD (EpCAMaltaCD49fbaixaCD61–). Cuidado gating das três subpopulações é essencial para isolar uma pura preparação de células de LD, que são totalmente diferenciadas e completamente crescimento preso quando semeado na glândula mamária formadoras de condições (ver Figura 1, deixou o painel). Por outro lado, quando induzido a express YAP exógeno, LD células começam se proliferando para formar colônias de epiteliais densas facilmente reconhecíveis em culturas de suspensão de matriz de membrana basal de 5% (Figura 1). A eficiência de reprogramação, atestada por volta de 3% para um típico experimento, pode ser marcado por contagem do número de colônias sobre o número de células únicas originalmente semeado em culturas de suspensão de matriz de membrana basal (Figura 1). Células reprogramadas de luminal (yMaSCs) podem então ser a passagem para 100% da membrana basal matriz organoides cultura condições (ver esquema na figura 1A), auto-organização nas complexas estruturas organoides, como que se desenvolvem em torno de múltiplos lúmens e Exibir notável capacidade de auto-renovação, mesmo na ausência de doxiciclina (ou seja, na ausência de expressão de YAP transgénico) (Figura 1E). Histologicamente, derivado de yMaSC organoids exibir uma camada basal (K14 positivo), enfrentando a matriz da membrana basal reconstituído ECM e uma camada luminal (K8 positivo), enfrentando as lúmen como cavidades dentro os organoides (Figura 1F). Essa arquitetura é indistinguível da organoids formada por nativos MaSCs (Figura 1F).
Geração de yDucts
Uma visão geral da estratégia experimental para reprogramar primários ácinos pancreáticos pela expressão transiente de YAP é apresentada na Figura 2A. Toda acinares clusters são a maior parte do tecido pancreático isolados por uma combinação de dissociação suave e exclusão de tamanho através de filtração. Uma preparação típica é apresentada na Figura 2B. Após o isolamento, os clusters de células acinares devem aparecer como uma suspensão de exócrinas acinares unidades de tamanho homogêneo, com nenhuma contaminação por endócrino ilhotas de Langerhans ou fragmentos da árvore ductal pancreática e dissociação mínima de células únicas. Contaminação por ilhotas endócrinas ou fragmentos Ductais é uma indicação da filtragem seletiva deficiente (etapa 2.1.10), possivelmente devido a manipulação áspera; dissociação indesejada de clusters acinares para células individuais pode ser devido ao tratamento de colagenase excessiva ou sem buffer atividade de enzimas proteolíticas, lançado pelo tecido, que pode ser controlado pelo tratamento adicional SBTI.
Um experimento de reprogramação acinares típico é apresentado na Figura 2; dentro de 5-7 dias de cultura em 3D colágeno-baseei hidrogel na presença de doxiciclina, ácinos pancreáticos derivados R26-rtTAM2/tetO-YAPS127A ratos prontamente transformar o duto, como aglomerados (que nomeamos yDucts), composto por uma fina monocamada de células epiteliais que proliferam em torno de uma cavidade central em expansão. A eficiência da reprogramação, que é de cerca de 70% para uma experiência típica, pode ser facilmente medida, marcando o número de clusters de duto, como sobre o número total de ácinos semeados (Figura 2D). Células de controlo negativo, ou seja R26-rtTAM2 / + nas células ou R26-rtTAM2/tetO-YAPS127A esquerda sem doxiciclina, invariavelmente permanecem como pós mitóticas clusters acinares nestas condições de cultura, como anteriormente relatado1 de14, ,15. YDucts reprogramadas pode então ser passado no nível da célula única em organoides Matrigel-baseado cultura condições16 (ver esquema na Figura 2A), exibindo notável capacidade de auto-renovação, mesmo na ausência de doxiciclina (ou seja, na ausência de expressão de YAP transgénico) (Figura 2E).
Figura 1: Isolamento de LD mamária primária de células e indução de glândulas mamárias de células-tronco. (A) representação esquemática do procedimento experimental adotado para reprogramar células primárias de LD mamárias. (B) representante FACS-plots ilustrando um procedimento típico de classificação para purificar as células LD. i) dissociadas células são dependentes de acordo com a dispersão para a frente e lateral para células vivas (P1 azul); II) população P1 então é ainda mais fechada de acordo com seu perfil de Lin: a subpopulação de células linhagem negativa (P2; cinzento) está selecionada, excluindo células hematopoiéticas Lineage-positivo; III) população P2 então é separada em um EpCAMalta (P3; amarelo + verde) e um EpCAM subpopulações debaixo (P6; vermelho); IV) P3 e P6 são então mais fechado de acordo com seu perfil CD61/CD49f em três subpopulações: EpCAMbaixaCD49faltaCD61 células basais de– (P7; vermelho), EpCAMaltaCD49fbaixaCD61+ LP células (P8; amarelo) e EpCAMaltaCD49fbaixaCD61 células de LD– (P9; verde). (C) as imagens são ilustrativas da capacidade das células de LD, infectado com as construções indicadas, para formar colônias mamárias 15 dias após a semeadura em meio de colônia mamária. Só YAP-expressando células transforme formadoras células, Considerando que o controlo negativo células (EGFP infectados) permanecem como células únicas de crescimento-preso. Barra de escala = 50 μm. (D) a quantificação da colônia formando a capacidade das células indicadas, como em (C). Dados são apresentados como média + s.d. e representante de cinco experimentos independentes, cada uma com seis repetições de técnicas. (E) imagem representativa de YAP-reprogramado mamárias células-tronco-células (yMaSCs) depois de 12 dias em condições de cultura de organoides em fresco tridimensional 100% da membrana basal matriz hidrogel na ausência de doxiciclina. Barra de escala = 100 μm. (F) imagens de imunofluorescência representativo para o marcador basal K14 (verde) e o marcador luminal K8 (vermelho) de organoids derivem de células indicadas, depois de 12 dias em condições de cultura organoides. Barra de escala = 10 μm. Esta figura é reproduzida de Panciera et al, 20161. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Isolamento de células acinares pancreáticas primárias e indução de progenitoras pancreáticas. (A) representação esquemática do procedimento experimental adotado para reprogramar células acinares exócrinas pancreáticas primárias. (B) imagem representativa dos ácinos pancreáticos primários logo após o procedimento de isolamento (etapa 2.1.14). A preparação acinares deve aparecer como uma suspensão homogênea de clusters acinares, com presença mínima de células únicas. Barra de escala = 400 μm. (C) imagens representativas de ácinos pancreáticos principais derivado R26-rtTAM2 (painéis superiores)ou R26-rtTAM2; tetO-YAPS127A (mais baixo painéis) ratos e cultivadas em 3-d colágeno eu-com base de hidrogel durante 5 dias, com ou sem Doxiciclina (doxy), conforme indicado. Só YAP-expressando primário acinar converter células crescendo como quisto-como organoides após adição de doxiciclina. Escala de barras = 70 μm. (D) a quantificação da capacidade de ácinos pancreáticos para formar organoids ductal sobre transgênico superexpressão de YAP, como em (C). Dados são apresentados como média + s.d. e representante de cinco experimentos independentes, realizados com quatro repetições de técnicas. (E) imagem representativa de YAP-reprogramada ductal células (yDucts) após três passagens em fresco tridimensional 100% da membrana basal matriz hidrogel na ausência de doxiciclina. Barra de escala = 130 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Isolamento de células mamárias primários | |
| CA2 + quelantes solução | Loja a 4 ° C |
| EDTA | 0,02% w/V |
| PBS | |
| Colágeno que solução de revestimento | |
| Ácido acético, 0.02N, pH 3,23 | |
| Colágeno de cauda de rato (revestimento) | 01:50 |
| Solução de Dispase | Loja a 4 ° C |
| Dispase | 5 mg/ml |
| PBS | |
| Meio de dissociação | |
| DMEM:F12 | |
| Solução-mãe de hialuronidase | 400 U/mL |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Colagenase solução eu | 600 U/mL |
| Hemolítica solução | Loja a 4 ° C |
| NH4Cl solução | 1 peças |
| TrisBase 20,6 g/L | 9 partes |
| ajustar o pH para 7,2 | |
| HBSS/PS | Loja a 4 ° C |
| HBSS | |
| Caneta/Strep | 2 x |
| Solução-mãe de hialuronidase | Filtro de 0,2 µm, loja a 4 ° C |
| Hialuronidase de testículos de bovinos (pó) | 2.000 U/mL |
| Tampão de fosfato de sódio 1 M pH7.3 | |
| NH4Cl solução | Guarde este medicamento em T. amb. |
| H2O | |
| NH4Cl | 7,1 g/L |
| ajustar o pH a 7,65 | |
| Solução de classificação | Filtro de 0,2 µm, loja a 4 ° C |
| BSA | 0,1% |
| EDTA | 1 mM |
| PH HEPES 7 | 25 mM |
| PBS | |
| Lave médio #1 | |
| DMEM/F12 | |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Lave médio #2 | |
| DMEM/F12 | |
| FBS | 5% |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Meio de cultura 2D mamário | |
| DMEM/F12 | |
| FBS | 2% |
| heparina | 4 mg/mL |
| L-glutamina | 1 x |
| bFGF murino | 10 ng/mL |
| EGF murino | 10 ng/mL |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Indução e Passaging de yMaSCs | |
| Médio de colônia mamária | |
| DMEM:F12 | |
| FBS | 5% |
| heparina | 4 µ g/mL |
| L-glutamina | 1 x |
| Matrigel (adicionar imediatamente antes da semeadura) | 5% |
| bFGF murino | 20 ng/mL |
| EGF murino | 10 ng/mL |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Médio de organoides mamária | |
| DMEM:F12 avançada | |
| B27 | 1 x |
| GlutaMax | 1 x |
| heparina | 4 µ g/mL |
| HEPES | 1 x |
| Cabeça humana | 100 ng/mL |
| murino bEGF | 20 ng/mL |
| EGF murino | 50 ng/mL |
| R-Spondin 1 | 1 µ g/mL |
Tabela 1: geração de yMaSCs. Composição de todos os diferentes meios de cultura e soluções necessárias para isolamento de células primárias de LD mamárias e indução de yMaSCs (seção 1).
| Isolamento de ácinos pancreáticos principais | |
| Meio de cultura acinares | |
| BPE | 50 µ g/mL |
| BSA | 0,1% |
| Dexametasona | 1 µ g/mL |
| FBS | 0,1% |
| ITS-X | 1 x |
| Caneta/Strep | 1 x |
| CONJUNTO. | 0,2 mg/mL |
| Médio do Waymouth | |
| Lavagem acinares médio | |
| BSA | 0,1% |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Meio RPMI | |
| CONJUNTO. | 0,2 mg/mL |
| Médio de recuperação acinares | |
| Meio de cultura acinares | |
| FBS | 30% |
| Colagenase solução A | |
| Lavagem acinares médio | |
| Colagenase solução eu | 360 U/mL |
| PBS/PS | Loja a 4 ° C |
| PBS (tampão fosfato salino) | |
| Caneta/Strep | 1 x |
| Colagenase solução eu | Loja a-20 ° C |
| Colagenase, tipo I (pó) | 6.000 U/mL |
| PBS | |
| Passagem de organoids do pâncreas | |
| Colagenase solução B | |
| PBS 1 x | |
| Colagenase solução eu | 240 U/mL |
| Médio de organoides pancreático | |
| DMEM/F12 avançado | |
| B27 | 1 x |
| gastrina | 10 nM |
| FGF10 humana | 100 ng/mL |
| Cabeça humana | 100 ng/mL |
| EGF murino | 50 ng/ml |
| N-acetilcisteína | 1,25 mM |
| Nicotinamida | 10 mM |
| Caneta/Strep | 1 x |
| R-Spondin 1 | 1 mg/mL |
| CONJUNTO. | 0,2 mg/mL |
Tabela 2: geração de yDucts. Composição de todos os diferentes meios de cultura e soluções necessárias para isolamento de células acinares primárias e indução e passagem de yDucts (secção 2).
Discussion
Aqui apresentamos os protocolos para reprogramar ex vivo terminalmente diferenciadas células epiteliais dos diferentes tecidos em suas células progenitoras do tecido-específica correspondentes (ou ySCs) pela expressão transiente de YAP, como relatado anteriormente1. Temos detalhados dois procedimentos: um permitindo a reprogramação de células FACS-purificado através de Lentivirus vetores e um segundo, o que evita a infecção viral e aproveita-se da expressão de YAP transgénico. Cada protocolo apresenta uma estratégia eficiente de isolar e células diferenciadas primário de cultura e uma estratégia para forçar exógena YAP expressão do gene em células diferenciadas, gerando de novo somática tecido-específica expansível células-tronco (veja esquemas em Figuras 1A e 2A).
Temos demonstrado que as estratégias de isolamento aqui apresentadas efetivamente isolar uma população pura de células diferenciadas, como demonstrado pelo fato de que nós nunca detectado qualquer consequência de amostras de controlo negativo (figuras 1 e 2-C).
Os vetores de Lentivirus usados neste estudo para a reprogramação de células primárias de LD mamárias são doxiciclina inducible, oferecendo a possibilidade de um controlo apertado da expressão do transgene; Isto permite ligar e fora YAP exógena expressão na vontade. Especial atenção deve ser colocada em evitar o uso de uma excessiva concentração viral, como isso pode ser prejudicial em termos de eficiência de reprogramação. No caso de células acinares primárias, nós mudamos para uma abordagem totalmente transgênica para obter uma reprogramação de YAP-dependente com mínima manipulação. Esta última estratégia também é particularmente apropriada para primários ácinos pancreáticos, como clusters acinares isoladas são dificilmente passível de Lentivirus infecção e muito frágil. A estratégia transgénica empregada oferece a mesma vantagem de vetores de Lentivirus doxiciclina-dependente para o controle apertado de expressão gênica. Além disso, a estratégia de transgénica explorada com ácinos pancreáticos principais tem a vantagem adicional de uma eficiência muito maior reprogramação comparada ao viral induzida a reprogramação de células mamárias de LD. Além a plasticidade intrínseca diferente associada às células derivadas de tecidos diferentes, a maior taxa de reprogramação do pâncreas pode ser derivada a maior eficiência de expressão associada à expressão de YAP autônomo e uniforme em toda a células explantadas. Notavelmente, demonstrámos que YAP exógena não é mais necessária após a geração de ySCs (colônias de yMaSC e yDucts), sem afetar sua capacidade de auto-renovação. Isso ocorre porque ySCs reativar YAP/TAZ endógena e usá-los de auto-renovação quando YAP exógena é desligado1.
Nós validado a noção de que ySCs fato emergem de células diferenciadas, controlando a célula de origem de nossos experimentos reprogramação através de de validações de linhagem de rastreamento genético1.
Caracterização de extensade ySCs mostra que induzida por YAP reprogramação gera normal somática SCs1 como eu) a nível transcriptomic, ySCs exibir sobreposições maciças com SCs nativos; II) ySCs exibir o potencial de diferenciação e pode gerar uma descendência multilineage sempre restringida à identidade dos seus tecidos de origem; III) ySCs são não-transformada e não-oncogenicidade quando transplantadas em vivo.
Aqui nós também descrevem os procedimentos para manter e expandir na cultura tanto yMaSCs e yDucts como organoids incorporado na membrana basal de 100% matriz de hidrogel. Estas condições permitem a auto-organização de ySCs em organoids tridimensional que garantem a manutenção de propriedades de stemness a longo prazo em cultura, permitindo expandir estas populações à vontade para jusante análises e aplicações-tronco. Por razões desconhecidas, falha ao obter yMaSC organoids colocando infectados células LD diretamente nas condições de cultura de organoides 7 dias após o tratamento de doxiciclina em placa de cultura de tecido plástico; em outras palavras, a etapa intermediária de crescimento em condições de colônia mamária é essencial. Em nossas mãos, mesmo nativos MaSCs exigem condições de colônia mamária antes de passagem na cultura de organoides. Além disso, a consequência de organoides mais eficiente é obtida quando podemos evitar dissociando as principais colônias em células individuais, mas prefiro transferir as colônias intactas em condições de cultura organoides.
As condições de cultura organoides também têm a vantagem de dar a possibilidade de cryopreserve ySCs, desde que os organoids sejam recuperadas de suas matrizes, evitando a dissociação de células antes da criopreservação em banho de nitrogênio.
O YAP reprogramação procedimento apresentado pode converter tipos de célula diferenciada distintos derivados de diferentes tecidos adultos em suas células-tronco tecido-específica correspondentes (nós testamos usando células mamárias, pancreáticas e neuronais)1. A diferença de iPSCs ou outros esforços de reprogramação, SCs YAP/induzida podem manter as memórias de seu tecido de origem. Digno de nota, a diferenciação de células somáticas em células dotados de propriedades de haste-como é a única forma de plasticidade de célula destino e reprogramação observados in vivo, por exemplo após o dano tecidual e para oferecer suporte a5,17 de cicatrização de feridas , 18 , 19 , 20. é digno de nota que o YAP e TAZ são em grande parte dispensável para homeostase normal, mas crucial para o reparo de tecido em vários tecidos11,21. Consistentemente com uma função fisiológica das etapas reprogramação aqui descrito, YAP/TAZ recentemente demonstraram ser exigido em regeneração intestinal em modelos do rato de pacientes de colite ulcerativa, causando uma conversão de células intestinais adultas em um epitélio reparação que exibe características do intestino fetal19. YAP reprogramação assim expande as estratégias atuais de plasticidade celular induzida, fornecendo um meio de gerar células-tronco somáticas, um estado que tem sido até agora um desafio para capturar em vitro. Esta abordagem, se estendeu também para humanos-derivado de células, pode ter relevância ampla de aplicações da medicina regenerativa para o estudo do estado stemness somática e para expansão de somática tronco células em vitro.
Disclosures
Os autores declaram não concorrentes interesses financeiros.
Acknowledgments
Agradecemos o dom da tetO-YAPS127A ratos; F. Camargo R26-rtTAM2 ratos (estoque #006965) foram adquiridos a partir do laboratório de Jackson. Agradecemos a Chiara Frasson e Giuseppe Basso para ajuda com procedimentos de FACS. Este trabalho é apoiado pela AIRC especial programa Molecular oncologia clínica ' 5 milésimas ' e um AIRC PI-Grant a Samira e pelo projecto emblemático de Epigenetics CNR-Miur concede ao S.P. Este projeto recebeu financiamento do Conselho Europeu de investigação (CEI), no âmbito da União Europeia Horizonte 2020 programa de investigação e inovação (conceder o acordo DENOVOSTEM no. 670126).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10 mL sterile syringes | Rays | 10LC | |
| 100 mm cell strainer | Corning | 352360 | |
| 15 mL sterile conical tubes | Corning | 430052 | |
| 24-well ultra low attachment plates | Costar | 3473 | |
| 40 mm cell strainers | Corning | 352340 | |
| 48-well multiwell plates | Corning | 353078 | |
| 50 mL sterile conical tubes | Corning | 430290 | |
| 6-well multiwell plates | Corning | 353046 | |
| Advanced DMEM/F12 | Gibco | 12634028 | |
| B27 supplement (50x) | Gibco | 17504001 | |
| BPE | Gibco | 13028014 | |
| BSA | Sigma | A9418 | |
| Collagenase, type I | Sigma | 17018029 | |
| dexamethasone | Sigma | D4902 | |
| Dispase | Gibco | 1705-041 | |
| Disposable scalpels | Swann-Morton | 0503 | |
| DMEM/F12 | Gibco | 11320033 | |
| DMSO | Sigma | D2650 | |
| DnaseI | Roche | 11284932001 | |
| doxycycline hyclate | Sigma | D9891 | |
| EDTA | Sigma | E5134 | |
| Ethanol 100% | Sigma | 51976 | |
| FACS tubes (with strainer caps) | Falcon | 352235 | |
| FBS | Gibco | 10270106 | |
| FITC anti-mouse CD326 (Ep-CAM) | BioLegend | 118208 | |
| FUdeltaGW-rtTA | Addgene | #19780 | |
| FUW-tetO-EGFP | Addgene | #84041 | used as negative control |
| FUW-tetO-MCS | Addgene | #84008 | used as negative control |
| FUW-tetO-wtYAP | Addgene | #84009 | |
| FUW-tetO-YAPS94A | Addgene | #84010 | used as negative control (transcriptionally dead YAP mutant) |
| GlutaMax | Gibco | 35050061 | |
| HBSS | Gibco | 24020117 | |
| HCl | Sigma | 30721 | |
| heparin sodium salt | Sigma | H3149 | |
| HEPES buffer solution (1M) | Gibco | 15630-056 | |
| human R-Spondin1 (His Tag) | Sino Biological | 11083-H08H-5 | |
| Hyaluronidase from bovine testes | Sigma | H3506 | |
| ITS-X | Gibco | 51500056 | |
| K-14 antibody | Life Technologies | Ab7800 | |
| K-8 antibody | Life Technologies | Ab14053 | |
| L-Glutamine | Gibco | 25030081 | |
| Lin (allophycocyanin [APC] mouse lineage antibody cocktail) | BD Biosciences | 51-9003632 | |
| Matrigel® Growth Factor Reduced Basement Membrane Matrix, Phenol Red-Free | Corning | 356231 | |
| N-Acetylcysteine | Sigma | A9165 | |
| NaOH | J.T.Baker | 0402 | |
| NH4Cl | Sigma | A9434 | |
| Nicotinamide | Sigma | 72340 | |
| non-cell adhesive 10 cm dishes (sterile polystirol petri dish ø 94) | ROLL | 18248 | |
| PBS 10x | Euroclone | ECM4004XL | |
| PE Hamster Anti-Mouse CD61 | BD Biosciences | 553347 | |
| PE-Cy5 Rat Anti-Human CD49f | BD Biosciences | 551129 | |
| PE/Cy7 anti-mouse/rat CD29 Antibody | BioLegend | 102222 | |
| Pen/Strep (10,000 U/mL) | Gibco | 15140122 | |
| Rat Tail Collagen I (coating) | Sigma | 122-20 | |
| Rat Tail Collagen I for 3D culture | Cultrex | 3447-020-01 | |
| recombinant human FGF10 | Peprotech | 100-26 | |
| recombinant human Noggin | Peprotech | 120-10C | |
| recombinant murine EGF | Peprotech | 315-09 | |
| recombinant murine FGF basic (bFGF) | Peprotech | 450-33 | |
| RPMI 1640 medium | Gibco | 31870025 | |
| SBTI (Trypsin inhibitor from Glycine max) | Sigma | T6522 | |
| Tris BASE | Roche | 11814273001 | |
| Trypsin-EDTA 0,05% | Gibco | 25300054 | |
| Waymouth medium | Gibco | 31220023 |
References
- Panciera, T. Induction of Expandable Tissue-Specific Stem/Progenitor Cells through Transient Expression of YAP/TAZ. Cell Stem Cell. 19 (6), 725-737 (2016).
- Bar-Nur, O. Lineage conversion induced by pluripotency factors involves transient passage through an iPSC stage. Nat Biotechnol. 33 (7), 761-768 (2015).
- Xu, J., Du, Y., Deng, H. Direct lineage reprogramming: strategies, mechanisms, and applications. Cell Stem Cell. 16 (2), 119-134 (2015).
- Clevers, H. Modeling Development and Disease with Organoids. Cell. 165 (7), 1586-1597 (2016).
- Blanpain, C., Fuchs, E. Stem cell plasticity. Plasticity of epithelial stem cells in tissue regeneration. Science. 344 (6189), 1242281 (2014).
- Bai, H. Yes-associated protein regulates the hepatic response after bile duct ligation. Hepatology. 56 (3), 1097-1107 (2012).
- Cai, J. The Hippo signaling pathway restricts the oncogenic potential of an intestinal regeneration program. Genes Dev. 24 (21), 2383-2388 (2010).
- Elbediwy, A. Integrin signalling regulates YAP and TAZ to control skin homeostasis. Development. 143 (10), 1674-1687 (2016).
- Taniguchi, K. A gp130-Src-YAP module links inflammation to epithelial regeneration. Nature. 519 (7541), 57-62 (2015).
- Zhang, W. Downstream of mutant KRAS, the transcription regulator YAP is essential for neoplastic progression to pancreatic ductal adenocarcinoma. Sci Signal. 7 (324), ra42 (2014).
- Zanconato, F., Cordenonsi, M., Piccolo, S. YAP/TAZ at the Roots of Cancer. Cancer Cell. 29 (6), 783-803 (2016).
- Azzolin, L. YAP/TAZ incorporation in the beta-catenin destruction complex orchestrates the Wnt response. Cell. 158 (1), 157-170 (2014).
- Stingl, J. Purification and unique properties of mammary epithelial stem cells. Nature. 439 (7079), 993-997 (2006).
- Means, A. L. Pancreatic epithelial plasticity mediated by acinar cell transdifferentiation and generation of nestin-positive intermediates. Development. 132 (16), 3767-3776 (2005).
- Shi, G. Maintenance of acinar cell organization is critical to preventing Kras-induced acinar-ductal metaplasia. Oncogene. 32 (15), 1950-1958 (2013).
- Huch, M. Unlimited in vitro expansion of adult bi-potent pancreas progenitors through the Lgr5/R-spondin axis. EMBO J. 32, 2708-2721 (2013).
- Fernandez Vallone, V. Trop2 marks transient gastric fetal epithelium and adult regenerating cells after epithelial damage. Development. 143 (9), 1452-1463 (2016).
- Yanger, K. Robust cellular reprogramming occurs spontaneously during liver regeneration. Genes Dev. 27 (7), 719-724 (2013).
- Yui, S. YAP/TAZ-Dependent Reprogramming of Colonic Epithelium Links ECM Remodeling to Tissue Regeneration. Cell Stem Cell. , (2017).
- Pan, F. C. Spatiotemporal patterns of multipotentiality in Ptf1a-expressing cells during pancreas organogenesis and injury-induced facultative restoration. Development. 140 (4), 751-764 (2013).
- Panciera, T., Azzolin, L., Cordenonsi, M., Piccolo, S. Mechanobiology of YAP and TAZ in physiology and disease. Nat Rev Mol Cell Biol. 18 (12), 758-770 (2017).
- Lentiviral production and infection. , http://www.bio.unipd.it/piccolo/protocols/YAP_reprogramming_protocols.pdf (2016).
