Summary
Instrumentação invasiva do cordeiro fetal fornece medições precisas de fisiológicas da circulação transição em um modelo que imita pròxima o bebê recém nascido.
Abstract
Asfixia do nascimento responde por quase 1 milhão de mortes no mundo anualmente e é uma das principais causas de mortalidade e morbidade neonatal precoce. Muitos aspectos das atuais orientações reanimação neonatal permanecem controversos, dadas as dificuldades na realização de ensaios clínicos randomizados devido a frequentes e muitas vezes imprevisível precisa de ressuscitação extensa. A maioria dos estudos sobre reanimação neonatal derivam de modelos de manequim que não reflectem verdadeiramente alterações fisiológicas ou modelos Leitão que tiver desmarcado seu fluido do pulmão e que tenham concluído a transição do feto para a circulação neonatal. O presente protocolo fornece uma descrição detalhada passo a passo sobre como criar um modelo de cordeiro fetal asfixiado perinatal. O modelo proposto tem uma circulação de transição e os pulmões cheios de líquido, que imita a recém-nascidos humanos após o parto e é, portanto, um excelente modelo animal para estudar a fisiologia do recém-nascido. Uma limitação importante para experimentos de cordeiro é o maior custo associado.
Introduction
Asfixia perinatal ocorre em aproximadamente 4 por 1.000 nascidos de termo nos Estados Unidos e é responsável por aproximadamente 25% dos 4 milhões de mortes neonatais no mundo1,2. Durante todo o desenvolvimento natural do feto, várias adaptações devem ocorrer durante o parto e no nascimento para permitir uma transição suave para o ambiente extra-uterina do intraquando os pulmões assumem o papel da placenta como órgão de trocas gasosas. Qualquer falha do recém-nascido a transição adequada ao nascimento mais compromete os esforços de ressuscitação. Instâncias quando afastamento pulmonar fetal é incompleto ou atrasado3,4e as circunstâncias que resultam em um impacto de5 persistente alta resistência vascular pulmonar (PVR) a eficácia da ventilação, que continua a ser o mais importante intervenção na reanimação do recém-nascido asfixiado6. Além disso, a imediata fixação do cordão umbilical e remoção da placenta baixa resistência pode levar a mudanças abruptas no débito cardíaco que podem causar disfunção miocárdica7,8.
Devido à necessidade frequente para ressuscitação agressiva (necessidade de compressões torácicas e/ou administração de epinefrina)1,9, há uma falta de evidência forte de grandes ensaios clínicos randomizados para suportar a corrente diretrizes do programa (NRP) de reanimação neonatal. Muitos estudos de pesquisa translacional em reanimação neonatal são realizados utilizando modelos animais pós-natal (particularmente leitões) que deixam de retratar adequadamente a transição circulação fetal e pulmões cheios de líquido inerentes ao recém-nascido na entrega quarto. Tendo em conta os desafios relacionados a transição da circulação fetal para a circulação neonatal, o modelo de cordeiro fetal perinatal asfixiado cardíaca é ideal para estudar a fisiologia de ressuscitação neonatal.
Os estudos por Joseph Barcroft sobre fetal cordeiros, já desde a década de 1930, lançou as bases para a fisiologia fetal e neonatal10. Na segunda metade doséculo 20 , modelos de cordeiro de experiências inovadoras e meticulosas de Geoffrey Dawes na fetal, e mais tarde aqueles por Abraham Rudolph tremendamente contribuíram para o conhecimento da fisiologia cardiovascular e pulmonar no feto 11 , 12. nos últimos anos, estudos sobre modelos de cordeiro fetal/neonatal proporcionaram uma melhor compreensão do impacto da ventilação na hemodinâmica13,14, os efeitos de oxigenação no PVR15,16, bem como as alterações circulatórias que ocorrem durante o cordão de aperto7,17. Finalmente, no ano passado, o cordeiro recém-nascido tem servido como um novo modelo para estudar os efeitos hemodinâmicos durante a reanimação18,19,20. Uma narrativa passo a passo do que está envolvida na condução de um experimento de cordeiro, bem como uma descrição detalhada da instrumentações cirúrgicas e será apresentada a metodologia experimental.
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Protocol
Todos os protocolos foram aprovados pela institucional Cuidado Animal e Comissão de utilização (IACUC) pelo Búfalo State University of New York. Uma ilustração da metodologia retratando invasiva e não invasiva de monitorização é mostrada na Figura 1.
1. os animais
- Uso de tempo-datado, febre Q soronegativa, grávidas as ovelhas (raça misturada-raça, Suffolk-Dorset-Katahdin) com cordeiros fetais em gestação 127-143 dias.
Nota: A gestação de termo de ovelhas é 145 dias e 127 gestação cordeiros se comportam como prematuros extremos.
2. pré-cirúrgica preparação
- Reter comida o Ewe 12 h antes da cirurgia.
- Sedar a ovelha com diazepam de (IV) por via venosa (0,25-1,5 mg/kg) e cetamina (4 mg/kg).
- Guia da ovelha em prostração lateral para um carro de elevador.
- Mova a ovelha para prostração dorsal em uma mesa cirúrgica V-top.
3. anestesia
Nota: Antes da cesariana, a ovelha é sedada com diazepam e cetamina e intubada seguido por inalação contínua de isoflurano (1 – 4%). Adequação da anestesia é monitorada pela avaliação dos reflexos de Tom e olho músculo juntamente com o monitoramento contínuo do nível de oxigênio do sangue com um oxímetro de pulso e o ritmo cardíaco. Durante a instrumentação, cordeiros estarão sob a influência da anestesia materna e também receberá anestesia local para sites de instrumentação.
-
Entube a ovelha com um tubo endotraqueal de 10,0 mm algemado (ETT). Avance o ETT o vocal através de cabos de 1 a 2 cm além da braçadeira. Insuflar a braçadeira ETT e amarrar o ETT em torno da mandíbula a ovelha para fixá-lo no lugar.
- Quando a resposta palpebral está ausente, ajustar o isoflurano (2-3% é geralmente suficiente).
- Fornece respirações artificiais por ventilação mecânica convencional (CMV) com uma fração inspirada de oxigênio (FIO2) de 0,21. Conjunto do ventilador para fornecer o volume tidal de 10 a 15 mL/kg.
- Monitore a saturação da oxihemoglobina continuamente por um oxímetro colocado na língua de ovelha.
- Medir o end-tidal de dióxido de carbono (EtCO2) com um capnógrafo.
- Ajuste o FIO2 e CMV para manter a saturação da oxihemoglobina entre 90-97% e expirado CO2 entre 35-45 mm Hg, respectivamente.
-
Fixe os membros a ovelha para a mesa cirúrgica com cordas cirúrgicas.
- Ajuste a mesa de cirurgia para reverter a posição de Trendelenburg para aliviar a pressão sobre o feto.
- Coloca um tubo orogástrico para descomprimir e esvazie o conteúdo gástrico.
- Suplemento de soro (solução salina normal ou solução de lactato de Ringers) 10 mL/kg/h.
- Coloca uma sonda de temperatura retal para obter a temperatura do núcleo contínuo.
4. cirurgia
Nota: A cesariana e fetais procedimentos são considerados cirurgias agudas em que os animais são sacrificados através da administração de sódio pentobarbital 100 mg/kg IV. As ovelhas são sacrificadas após a entrega dos cordeiros e os cordeiros são sacrificados após a conclusão dos experimentos. Eutanásia é confirmada por assistolia. Um método secundário de toracotomia bilateral ou perda de sangue também é empregado. Neste caso, a técnica asséptica não é praticada durante a cirurgia. O pessoal ainda precisa usar vestuário de protecção durante contato animal.
- Raspe a lã do abdômen ventral.
-
Usar o cautério tornar-se uma incisão superficial abdominal de 15 – 18 cm sobre o linea alba para expor a fáscia.
- Crie uma pequena abertura para o abdômen, usando a pressão com um hemostat com ponta rombudo.
- Manter esta abertura enquanto desliza uma tesoura de ponta romba na parede abdominal.
- Use a tesoura para completar a incisão do linea alba.
-
Localize e exteriorize a cabeça do feto dentro do útero no abdômen.
- Segure a cabeça do feto com uma mão e use o cautério tornar-se uma incisão de 10 cm da parede uterina (sobre a fronte do cordeiro). Certifique-se para evitar qualquer cotilédones.
- Use pinça Babcock para fixar as camadas do útero e da placenta juntos nos quatro cantos opostos.
- Expor a cabeça do cordeiro através do útero e fora do abdômen a ovelha.
- Deixe a pinça Babcock deitado fora do abdome durante a cirurgia fetal.
5. fetal das vias respiratórias
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Entubar o parcialmente exposto fetal cordeiro com um 3.5-4.5 mm algemado ETT. Avança o ETT através das cordas vocais 1cm além da braçadeira.
- Insuflar a braçadeira e fixe o ETT, amarrando uma fita umbilical em volta do tubo e, em seguida, em torno da cabeça.
- Deixe o óleo excesso pulmonar fetal no ETT para drenar passivamente inclinando a cabeça para o lado. Isso simula a saída de líquido do pulmão durante o parto.
- Ocluir o ETT para evitar a troca de gás durante ofegante no período.
6. pescoço navio instrumentação
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Raspar a lã e infiltrar-se 1 a 2 mL de cloridrato de bupivacaína subcutânea (0,25%) em todos os locais de incisão.
- Fazer duas incisões na pele de 3 cm em cada lado do pescoço (aproximadamente 6cm distal na cabeça) adjacente à traqueia. As incisões devem transversal do pescoço.
- Realize a incisão usando o cautério enquanto acampar a pele, para evitar lacerar o tecido profundo.
- Separe a fáscia usando pinça Kelly ou mosquito curvada.
-
Isole a veia jugular interna direita e artéria carótida comum direita.
- Lugar duas de 20 cm, 0 suturas de seda sob ambas as naves.
- Permita um espaço (proximal para distal) de 1 cm entre as suturas de seda.
- Levante suavemente cada sutura que é em torno do navio, superficialmente, para restringir o fluxo de sangue e fazer um corte transversal de 1-2 mm para o recipiente com uma tesoura cirúrgica de Iris.
-
Para a artéria carótida, inserir um cateter previamente corada (15-17 G) na artéria carótida direita caudalmente para o arco aórtico para monitorização da pressão de sangue e de amostra de sangue.
- Use a gravata proximal para ligate a artéria completamente.
- Repita as etapas 6.3.2 - 6.3.3.
- Introduza o cateter arterial carótido previamente corado e usar a sutura de seda distal para amarrar ao redor da artéria e o cateter com 3 nodos.
- Uso uma técnica semelhante, para inserir um cateter previamente corada (14 – 16 G) na veia jugular, repita os passos 6.3.2–6.3.3, avançar 7 – 10 cm caudalmente para descansar dentro da entrada torácica (no sentido do átrio direito). Isto é usado para administração de fluidos e medicamentos, bem como medições de pressão venosa.
- Verifique o cateter para desobstrução com soro fisiológico heparinizado e conclua o laço de sutura ao redor do navio e o cateter (com a sutura proximal só) usando 2 – 3 knots.
- Introduza o cateter segundo (14 – 16 G) aproximadamente 5 cm rostral para coletar sangue da circulação cerebral. Use o mesmo corte para a colocação de cateteres de ambos.
- Repita a etapa 6.5.1 no que tange à sutura distal e cateter e em seguida, amarre as suturas de seda em torno das linhas opostas do cateter para fixá-los no lugar para evitar a torção.
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Estenda a incisão feita anteriormente em uma T-forma (1 a 2 cm) no lado esquerdo.
- Eleve a carótida esquerda usando hemostatos curvados abertos.
- Coloque uma 2mm perivascular fluxo-sonda ao redor do navio para medir o fluxo de sangue.
- Cobrir a fluxo-sonda com uma manga de polímero flexível de 1 cm para estabilizar a sonda em posição.
- Coloque a linha de cabo de fluxo-sonda para a incisão em forma de T, permitindo que o cabo executar em paralelo com o navio.
- Feche a incisão da pele. Amarre o cabo e em torno de um laço do cabo, para evitar restringir o fluxo se puxado.
7. grande embarcação instrumentação
- Extrair o feto cordeiro para expor o peito e cobrir a pele exposta com envoltório de polietileno para evitar a perda de calor.
- Coloque o cordeiro em prostração lateral direita.
- Posição do membro anterior esquerdo ao redor do pescoço para expor o local cirúrgico.
-
Infiltrar-se 3 mL de cloridrato de bupivacaína (0,25%) ao longo do espaço intercostal doth 4 e faça uma incisão de pele 6 cm usando o cautério.
- Cuidadosamente, perfuram o músculo intercostal com pinça curva romba, círculo sob a costela 3rd e sai entre o próximo espaço intercostal. Certifique-se para não machucar o pulmão ou coração.
- Abrir a pinça para um pre-pedaço de seda 0 e trazê-lo de cercar a costela.
- Repita os passos 7.4.1–7.4.2 para fixar a sutura sob 4th costela.
- Fixe os laços em torno de cada costela. Suavemente, puxe e inserir um cotonete no peito sob 4th espaço intercostal.
- Use o bastão aplicador para proteger o conteúdo do peito enquanto usar o cautério para abrir o espaço intercostal em 1 cm para uma abertura final de 6-8 cm. Certifique-se de que o pulmão não está preso os laços de costela.
- Coloque um propagador da costela no peito-abertura. Abrir o peito irá revelar os lóbulos superiores esquerdos do pulmão, a principal artéria pulmonar (PA) e a persistência do canal arterial.
-
Use 2 x 2 polegadas gazes para envolver o pulmão e empurre suavemente qualquer tecido exposto longe da área cirúrgica.
- Use um afastador pequeno manual para melhorar o campo de visão (se necessário).
- Lugar uma fita umbilical (1/4 de polegada de largura, 6 polegadas de comprimento) previamente embebido em âmnio ao redor dos grandes vasos. Imersão a fita umbilical diminui o atrito (e prejuízo) sobre as paredes dos vasos.
- Usando fórceps, levantar o pericárdio e corte ao longo da artéria pulmonar principal, tomando cuidado para não cortar o nervo vagal. Use uma ansa para manter o átrio direito de interferir com um corte lateral do pericárdio ao longo do nervo vagal.
-
Usando a pinça Gemini, devagar a pinça do notch ductal/PA ao redor e por trás o PA esquerdo para "cercar" e emergir do outro lado de PA esquerdo. Muitos tecidos delicados executar no âmbito deste sector e proceder somente se não houver nenhuma resistência.
- Quando a ponta da pinça é observada, abra apenas longe o suficiente para agarrar uma extremidade da fita umbilical pré-umedecidos. Prenda com apenas 1 posição clicada no lugar. É possível que tecido circundante pode ser pego na pinça também, e se firmemente fixada que o tecido pode ser pego com a fita umbilical resultando em lesões no vaso.
- Suavemente de volta a pinça para puxar a fita para a posição. Isto serve para abrir um espaço para a sonda de fluxo e ajuda a direcionar a inserção das sondas fluxo (Figura 2). O cuidado de proteger o entalhe parte de qualquer embarcação é imperativo, pois esta é a parte mais frágil do tecido.
-
Coloque uma 4-6 mm perivascular fluxo-sonda suavemente levantando a fita umbilical e orientando a parte de metal (suporte em L) da sonda ao redor do navio ao longo da abertura estabelecida.
- Direto a fita para trás da sonda para ajudar o recipiente no lugar do assento e visualizar o fim do L-suporte, permitindo o fechamento deslizante para ser protegido.
- Certifique-se que o navio é > 75% do tamanho da ponta de prova para garantir um fluxo firme ajuste e precisão de medições.
- Cuidadosamente, corte a extremidade da fita umbilical perto da sonda e puxe delicadamente a outra extremidade para remover a fita da nave. A fita vai interferir com as medições se não forem removidos.
- Aplicar o gel de ultra-som e ajuste a posição da sonda e o cabo para melhorar a qualidade e a intensidade do sinal.
- Repita as etapas de 7,6 – 7.7.4 no que se refere à colocação de uma fluxo de perivascular-sonda ao redor do duto arterioso 6-8 mm.
- Remova qualquer gaze protetora de 2 x 2 no peito e permitir que o pulmão para re-posicionar.
- Coloque uma 2x2 Gaze nova ao redor de cada suporte de metal da sonda fluxo para proteger o pulmão.
- Feche o peito em camadas usando uma agulha cónica e sutura de monofilamento sintético 2.0. Prenda os cabos das sondas-fluxo para o exterior da pele com um loop usando uma agulha de corte e sutura seda 2.0.
8. não-invasivo medição
- Prenda de EKG na axila direita, axila esquerda e área inguinal direita (ECG de três). Saturação da oxihemoglobina arterial pré e pós ductal (SpO2) é monitorada com um oxímetro de pulso, colocado sobre o membro anterior direito e qualquer membro posterior, respectivamente. Fixe um monitor espectroscópio infravermelho próximo (NIR) sobre a testa com um molho opaco e suturas.
9. coleta de dados
- Coletar e registrar dados utilizando um software de aquisição de dados. A Figura 1 ilustra os parâmetros não-invasiva e invasivos, incluindo: pressão de sangue venoso central e arterial, fluxo de carótida, esquerdo sangue arterial pulmonar e ductal esquerdo comum, ECG, SpO2, NIRS, ETCO2.
Nota: A configuração de software e equipamento para coleta de dados pode variar e está além do escopo deste artigo.
10. protocolo experimental
- Occlude e cortar o cordão umbilical e mover o cordeiro do abdome materno para um aquecedor radiante.
- Durante o período no, inserir um cateter umbilical venoso para administração de epinefrina (0,01-0,03 mg/kg IV, por recomendações de NRP).
- Inserir um cateter arterial umbilical para coletar pós ductal gasometria arterial.
- Monitore o cordeiro para assistolia iminente, que pode ser definida como a ausência de fluxo da carótida detectado e pressão.
- Certifique-se de que o pessoal adequado está disponível e escreve cada pessoa as seguintes tarefas: (1) gerenciar a ventilação e a via aérea (2) realizar compressões torácicas, (3) administrar a medicação, (4) tirar amostras de sangue, (5) o código sem chumbo.
- Começa ressuscitação, fornecendo a ventilação de pressão positiva (PPV) com uma peça em T resuscitator sob pressões de 35/5 cm H2o O. iniciar o temporizador de 20 min para protocolo de ressuscitação experimental.
-
Após 30 s de ventilação, iniciar as compressões torácicas, colocando o polegar e os dedos de uma mão em lados opostos do peito.
- Fornece as compressões torácicas apertando os dedos e o polegar juntos a uma profundidade de aproximadamente 1/3.
- Administre epinefrina em intervalos de 3 min.
- Prosseguir os esforços de ressuscitação até o retorno da circulação espontânea ou até 20 min.
- No retorno de circulação espontânea, contínuos fluidos IV (5 cc/kg/hr) e fentanil (0,5-2,0 mcg/kg/hr; tituladas para o efeito), são dadas através do cateter venoso jugular estabelecido anteriormente. Após o período de reanimação de 20 min, o animal é sacrificado. Se os cordeiros não alcançar ROSC por 20 min, proceda com a eutanásia.
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Representative Results
Após instrumentação dos cordeiros fetais, variáveis hemodinâmicas podem ser gravada (Figura 3 e Figura 4), em seguida, analisaram e interpretados (Figura 5). Podem ser colhidas amostras de sangue frequentes, e a Figura 6 mostra o pH e PaCO2 dados de um dos experimentos. Ocasionalmente, cateteres ou sondas de fluxo podem avariar ou ter desalojadas e dados, portanto, não sejam recolhidos e utilizados para análise, como é mostrado na Figura 7.
Figura 1 : Instrumentação invasiva e não invasiva em um modelo de cordeiro. A ilustração retratando instrumentação invasiva (inserção de cateter venoso e arterial para recolha de amostras de sangue e monitoramento de pressão bem como fluxo de navio sonda colocações para a medição de vazão de sangue) e colocação de equipamento não-invasivo (oxímetro de pulso, ECG leva, espectroscopia de infravermelho próximo, capnografia). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2 : Isolamento de grande navio. Separação suave do tecido conjuntivo cria um espaço para fita umbilical molhado colocados ao redor dos navios (A) com posterior colocação de sondas de fluxo para medições de ultra-som do fluxo de sangue dentro de cada recipiente (B). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3 : Instantâneo de aquisição software captura de hemodinâmica de um cordeiro asfixiado perinatal ressuscitado com sucesso. Ao press: direita carótida pressão arterial; Fluxo de CA: deixou o fluxo de sangue da carótida; Fluxo LPA: deixou o fluxo de sangue da artéria pulmonar. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4 : Software de aquisição de instantâneo retratando medições fisiológicas não-invasiva e invasivas. Ao: direito carótida pressão arterial; CVP: pressão venosa central; CaF: deixou o fluxo de sangue da carótida; Coronária: esquerda descendo o fluxo de sangue coronário; PaF: fluxo de sangue artéria pulmonar esquerda; DuF: persistência do canal arterial de sangue; EtCO2: end-tidal CO2; Pista 2: EKG levar 2 gravação. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 5 : Hemodinâmica de um cordeiro asfixiado perinatal ressuscitado com sucesso. Alterações na pressão arterial, fluxo sanguíneo da carótida esquerda e fluxo sanguíneo pulmonar esquerdo são mostradas durante a fase de compressão das compressões torácicas (A) e durante a fase de recolhimento (B). Deixou pulmonar e do fluxo sanguíneo da carótida são plotados no eixo secundário. CC: compressão de peito; EPI: epinefrina; PA: a artéria pulmonar; ROSC: retorno da circulação espontânea. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 6 : Análise de gás de sangue durante um estudo experimental. Linha tracejada representa o tempo de retorno da circulação espontânea. PaCO2 são plotados no eixo secundário. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 7 : Imagens de software de aquisição mostrando sonda de fluxo avaria. Gravação de (rastreamento verde) de fluxo de sangue da carótida está perdida apesar de pressão arterial adequada (traçado vermelho) e o fluxo de sangue da artéria pulmonar esquerda (rastreamento de roxo). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
O modelo de cordeiro é comparável em tamanho ao recém-nascidos humanos e permite fácil instrumentação medir as variáveis hemodinâmicas invasivas. O modelo de cordeiro do feto/recém-nascido tem sido uma ferramenta de pesquisa inestimável que ricamente contribuiu para a compreensão da circulação de transição, bem como a fisiologia de cardiovascular e pulmonar do recém-nascido. Vários modelos experimentais de cordeiro se estabeleceram ao longo dos anos para estudar estratégias de ventilação ideal em prematuros cordeiros13,14,21, hemodinâmica pulmonar em uma hipertensão pulmonar persistente ductal ligadura modelo22,23,24, reatividade vascular pulmonar em uma aspiração do mecônio modelo25,26,27, bem como modelos cirúrgicos de fetal mielomeningocele28,29, hérnia diafragmática congênita30,31e cardiopatia congênita defeito32,33, todos os que tiveram um impacto considerável na manejo clínico.
Durante a instrumentação fetal, cuidado deve ser tomado para evitar qualquer pressão sobre o cordão umbilical, pois isso pode causar estresse em cordeiro e pode afetar entrega de anestesia para o cordeiro. Fluxo de sondas e cateteres precisam ser cuidadosamente suturado à pele do cordeiro para proteger os vasos da lesão se tração inadvertida é colocada sobre os cateteres. Instrumentação cirúrgica do coração fetal poses um risco aumentado para devastadoras complicações (morte de sangria) a menos que meticulosamente executada. A toracotomia deve completamente ser suturado em camadas porque um selo incompleto pode influenciar a eficiência de compressão do peito. Após intubação dos inocentes, o líquido do pulmão deve ser drenado passivamente, inclinando a cabeça para o lado do feto. Em média, 15-20 mL/kg de líquido do pulmão pode ser drenado passivamente. O líquido restante do pulmão no cordeiro fetal, em seguida, aproxima-se o líquido do pulmão de estimada em recém-nascidos humanos. O ETT precisa ser obstruído antes da asfixia pelo cordão de aperto para evitar a troca de gás durante a suspiros. Observa-se um período de 5 min de parada cardíaca pulselessness seguintes, como o retorno da circulação espontânea, caso contrário, ocorre rapidamente após a ventilação de pressão positiva. Devido a que gases arteriais fetais de base não demonstram acidose significativa, instrumentação fetal antes experimentos não parece causar estresse considerável sobre o cordeiro. Gestação é geralmente determinada antes de experimentos por confirmação de ultra-som, mas também pode ser avaliada pelo exame cuidadoso da ovelha em mãos experientes. No caso de fetos múltiplos, cada cordeiro é instrumentado sequencialmente. Uma consideração importante na condução de experimentos de cordeiro é o custo significativamente maior.
Até recentemente, o modelo cordeiro não tem sido usado para estudar reanimação neonatal. Uma vez que as recomendações atuais do NRP são principalmente modelos animais pós-natal e extrapolada da literatura adulta ou de manequim34,35 36 que não descreve adequadamente a fisiologia do recém-nascido na sala de parto, o protocolo descrito neste artigo demonstra as contribuições promissoras que o modelo de cordeiro asfixiado perinatal pode fornecer para melhorar os esforços de ressuscitação de recém-nascidos que não adequadamente a transição para o ambiente extra-uterina. A Figura 5 mostra a pressão arterial e flui em um cordeiro recém-nascido que tem sido ressuscitado com sucesso. Comparar os fluxos (com a vantagem de medir o fluxo de ductus arteriosus neste modelo) e pressão arterial em experimentos para avaliar diferentes rácios de compressão-para-ventilação e/ou medicações vasoativas em um modelo com transição circulação irá fornecer um melhor entendimento do neonatal hemodinâmica durante a reanimação. Experimentos sobre este modelo irão melhorar a compreensão da taxa de compressão ideal no peito, sincronismo e dosagem dos administrados medicamentos, impacto de inspirada de oxigênio durante a reanimação neonatal, bem como endereço muitas outras hipóteses.
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Disclosures
Os autores têm sem conflitos de interesse, para declarar
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Babcock forceps | Miltex | 16-44 | |
| Blood pressure transducer | Becton Dickinson | P23XL-1 | Used with saline filled diaphragm domes |
| Blunt tipped scissors | Miltex | 98SCS50-56 | |
| Capnograph | Philips | 7900 | Used with Neonatal Flow Sensors |
| Cautery pencil | Valley Lab | 287879 | |
| Cautery unit | Valley Lab | SSE2K | |
| Curved Forceps | Everost | 711714 | |
| Data acquisition software | Biopac Systems Inc. | ACK100W | |
| EKG | Biopac Systems Inc. | ECG100C | |
| Endotracheal tube -cuffed | Rusch | 111780035 | |
| Flow modulator | Transonic Systems Inc. | T403 | |
| Flow-probe | Transonic Systems Inc. | MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA | |
| Gastric tube | Jorgensen Labs Inc. | J0106LE | To decompress and drain ewe stomach |
| Hair clipper | Andis Company | 65340 | # 40 Clipper Blade |
| Infant radiant warmer | GE healthcare | 7810 | |
| Intravenous catheters | Becton Dickinson | 381234 | |
| Iris surgical scissors | Patterson | 510585 | |
| Kelly Foreceps | Patterson | 510535 | |
| Mosquito Forceps | RICA Surgical Products INC | 1-74 | |
| Near-infrared spectroscopy | Nonin Medical Inc. | X-100M | Sensmart Equanox & PureSAT |
| RSO2 Sensor | Nonin Medical Inc. | 8004CB-NA | Neonatal |
| Scalpel handle and blade | Everost | 707203 | |
| Sutures -silk 2-0 | Covidien | SS-695 | Used for tying catheters to vessels |
| Sutures -vicryl 2-0 | Ethicon | J269H | Used for closing thoracotomy |
| T-piece resuscitator | Neo-Tee | MCM1050812 | |
| Umbilical ties | Jorgensen Labs Inc. | J0025UA | |
| Weitlander Retractor | Miltex | 11-625 |
References
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