Summary
Även om många insekter i underordningen halvvingar (Insecta: Hemiptera) är giftig, venom sammansättningen och funktioner i deras venom toxiner är mestadels okända. Det här protokollet beskriver metoder för att skörda heteropteran serotoninreceptorerna för ytterligare karakterisering, med elektrostimulering, trakasserier och körtel dissektion.
Abstract
Heteropteran insekter såsom assassin buggar (Reduviidae) och jätte vatten buggar (Belostomatidae) härstammar från en gemensam förfader för predaceous och giftig, och majoriteten av bevarade heteropterans behålla denna trofiska strategi. Vissa heteropterans har övergått till utfodring på ryggradsdjur blod (såsom kysser buggar, Triatominae; och vägglöss, Cimicidae) medan andra har återgått till livnär sig på växter (de flesta Pentatomomorpha). Dock är med undantag av saliv som används av kysser fel för att underlätta blod-utfodring, lite känt om heteropteran serotoninreceptorerna jämfört med serotoninreceptorerna spindlar, skorpioner och ormar.
Ett hinder för karakterisering av heteropteran venom gifter är struktur och funktion i venom/labial körtlar, som både morfologiskt komplexa och utföra flera biologiska roller (försvar, prey capture och extra oral matsmältningen). I den här artikeln beskriver vi tre metoder vi har framgångsrikt använt att samla heteropteran serotoninreceptorerna. Först presenterar vi elektrostimulering som ett bekvämt sätt att samla venom som ofta är dödliga när injiceras i prey djuren, och som undanröjer kontaminering av körtelvävnad. För det andra visar vi att mild trakasserier av djur är tillräcklig för att producera giftet extrudering från Snabel eller venom spotta i vissa grupper av heteropterans. För det tredje, vi beskriva metoder för att skörda venom toxiner genom dissektion av bedövat djur att få venom körtlar. Denna metod är komplement till andra metoder, som det kan tillåta skörd av toxiner från taxa där elektrostimulering och trakasserier är ineffektiva. Dessa protokoll kommer att ge forskarna möjlighet att skörda gifter från heteropteran insekter för struktur och funktion karakterisering och möjliga tillämpningar inom medicin och jordbruk.
Introduction
Heteropteran serotoninreceptorerna är potent bioaktiva ämnen1. Venom/saliv sekret från blod-utfodring halvvingar som kysser fel (Triatominae) och vägglöss (Cimicidae) underlättar till exempel utfodring genom att störa hemostas2. Gifter i dessa serotoninreceptorerna rikta flera vägar, inklusive koagulering, trombocytaggregation och vasokonstriktion, samt smärta och kliar vägar. Serotoninreceptorerna från de flesta andra heteropteran arter är anpassade för att underlätta predation snarare än blod-utfodring. Deras serotoninreceptorerna orsaka förlamning, död eller vävnad kondensering när injiceras i ryggradslösa djur3,4. När injiceras i ryggradsdjur, kanske också giftet drastiska effekter. Injektion av giftet från assassin bugg Holotrichius innesi till ryggradsdjur orsakar exempelvis smärta, muskelförlamning och blödning; möss envenomated av denna bugg dör snabbt på grund av andningsförlamning5.
Transcriptomic och proteomiska studier visat protein sammansättningen av vissa heteropteran serotoninreceptorerna. Serotoninreceptorerna predaceous arter är rika på proteaser, andra enzymer, och peptider och proteiner av okänd struktur och funktion6,7,8. Kyssas bugg venom är rik på familjen triabin protein, vars medlemmar djupt påverka koagulering, trombocytaggregation och vasokonstriktion2,9. Det är dock inte känt vilka gifter ligger bakom de flesta bioactivities av venom. Till exempel venom kysser fel Triatoma infestans har rapporterats vara smärtstillande och hämmar natrium kanaler10, men komponenterna ansvarig återstår belysas. Likaså är det inte känt vilka komponenter av assassin bugg venom orsaka förlamning eller smärta. En förutsättning för att identifiera de ansvariga för särskilda venom bioactivities och karaktärisera struktur och funktion av romanen venom toxiner, gifterna är att erhålla venom.
Venom har erhållits från heteropterans av elektrostimulering5,6,7,8,11,12,13, provokation av defensiv svar4,8, mekaniskt klämma på thorax12,14,15,16, dissekera ut venom körtlar8,17 ,18,19,20,21,22, och tillämpningen av agonister av muskarina acetylkolin receptor23. Att döma av de potentiella fördelar och nackdelar med varje metod kompliceras av morfologi av heteropteran venom körtlar, som består av en viktigaste körtel med två separata lumen, den främre viktigaste körtel (AMG) och bakre viktigaste körtel (PMG), samt en associerade tillbehör körtel (AG). Dessa olika körtel avdelningar producerar olika protein sekret, som kan vara specialiserade för olika biologiska funktioner såsom byte capture, försvar och extra oral matsmältningen8,17. I peiratine och ectrichodiine assassin buggar, har AMG associerats med prey avskiljning och PMG med extra oral matsmältningen17. Dock i harpactorine är bugg Pristhesancus plagipennis PMG specialiserad för byte fånga och matsmältningen medan AMG är hypotesen för att utsöndra defensiva venom8. AG har beskrivits som att ha lite sekretoriska funktion i assassin buggar8 eller som en större webbplats proteas lagring i giant vatten buggar23. Tydligt, krävs ytterligare arbete att klargöra funktionen av varje körtel fack bland olika heteropteran undergrupper, och att avgöra funktionen av de flesta venom toxiner. I denna rapport beskriver vi protokoll för skörd venom gifter från heteropterans mot detta mål.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Detta protokoll överensstämmer med The University of Queensland's policy anges i ansvarig vård och använda på djur i undervisning och forskning (PPL 4.20.11) samt nationella hälsa och medicinska forskningsrådets australiska kod för vård och användning av djur för vetenskapliga ändamål (8: e upplagan 2013).
Varning: ta hand inte för att vara envenomated vid hantering av assassin buggar. Var noga med för att skydda ögonen vid hantering av arter som spotta gift defensivt. Sköta hela inte att skada försöksdjuren. Detta inkluderar övervakning av tryck på begränsningar såsom gummiband och säkerställa att snabel inte är bruten.
Obs: Valfritt, bedöva djur av exponering för CO2 för 0,5-2 min eller kylning till 4-10 ° C före giftet skörd i syftar till 1-3 att underlätta säker överföring och återhållsamhet. Anaesthetization är inte absolut nödvändigt men kan underlätta säker fasthållning av Vig eller stark exemplar. Djur måste dock vaken att tillåta venom skörd. Tänk nedströms tillämpningar när beslut fattas om att lägga till proteashämmare eller inte.
1. avverkning Venom gifter av elektrostimulering
- Få levande exemplar som vill skörda toxiner.
- Använd färdiga plast pincett med positiva och negativa elektroder monterad på antingen spets. Anslut elektrifierade pincett till ett electrostimulator eller en källa till ständig spänning som tillåter justering av spänningen.
- För små (~ 10 mm) och stor (~ 25 mm) assassin buggar, använda topp spänning 15-25 V respektive.
- För större heteropterans såsom giant vatten buggar, Använd upp till 40 V.
- Hålla levande buggar av dem till en plattform, med ett gummiband över bröstkorgen.
- Placera spetsen på proboscis i en lämplig samlande spets. För assassin buggar, använda en P200 pipettspetsen. För jätte vatten buggar, skär extremiteten bort en P200-tips för att öka storleken på bländaren.
- Lyft snabel med en sluten ren pincett försiktigt och driva öppna bländaren samling spets över slutet på proboscis.
- Om så önskas, upptag ~ 5 µL ultrarent vatten före att placera proboscis i samla tips. Detta minskar förlusterna av venom kvar inne i spetsen, men skördade giftet kommer att spädas.
- Tillämpa elektrostimulering. Doppa de stimulerande elektroderna i ledande gel, såsom 2,5 M NaCl/50% glycerol. Tillämpas elektroderna på bröstkorgen. För belostomatids, att gälla den dorsala bakre ytan av huvudet de två elektroderna.
- Lagra venom att förhindra autodegradation. Efter venom extruderas, snabbt överföra den till ett rör vid-20 ° C eller -60 ° C, eller ett rör som innehåller proteas hämmare cocktail.
- Upprepa steg 1.5 och 1.6 tills tillräcklig venom förvärvas eller inga ytterligare venom är kommande.
2. upptagning av Venom gifter av trakasserier
- Förbereda djur venom skörd och Placera spetsen på proboscis i en samling vestibul, som beskrivs i avsnitten 1.1 och 1.3-1.4.
- Om venom extruderas spontant, gå till steg 2,3. Om så inte är fallet, trakassera djuren genom försiktigt röra vid den på benen, magen och antenner med pincett tills giftet produceras.
- Snabbt överföra venom till en tub vid-20 ° C eller -60 ° C eller en tub innehållande proteashämmare cocktail, om så önskas.
3. upptagning av Venom gifter av trakasserier från Venom ”spotta” arter
- Bedöva eller delvis bedöva, insekten innan du tar bort det från dess inhägnad att förhindra någon förtida defensiva spotta.
- Provocera venom spotta beteende. Innehålla och flytta insekten med djup locket på en standard 90 x 16 mm petriskål. Håll locket något posteriort och 1-4 cm ovanför insekten att förhindra flygning. De flesta insekter kommer att spotta flera gånger, ofta i snabb följd. Säkerställa alla venom samlas på undersidan av skålen.
- Samla in giftet på undersidan av petriskål genom att skölja med 10 µL av ultrarent vatten. Snabbt överföra den till ett rör vid-20 ° C eller -60 ° C, eller ett rör som innehåller proteas hämmare cocktail.
4. skörda Venom toxiner genom körtel dissektion
- Offra djur. Kraftigt bedöva eller döda djur med > 5 min exponering för CO2. Pipe ren CO2 direkt in i air-hål i djurets bostäder hölje.
- PIN insekt till dissektion bricka. För assassin buggar, dissekera genom den ventrala ytan (4.3). För jätte vatten buggar, dissekera genom den dorsala ytan (4.4).
- Ventrala dissektionen
- Infoga tre stift i bakre buken nedtryckt av insekten utan punktering venom körtlar.
- Skär en kort mittlinjen snitt i buken med en miniatyr skalpell ventrala yta. Använda miniatyr sax för att utöka mittlinjen snitt anteriorly till huvudet, noga med att skära exoskelett endast och inte skada inre strukturer.
- För att exponera de interna strukturerna, kapningar av flera laterala sträcker sig från mittlinjen snitt på sidan av insekten. Sedan fästa tillbaka varje flik av ventrala exoskelett att avslöja interna strukturer.
- För stora assassin buggar, göra fyra laterala snitt, i mitten av buken, främre buken, mellan första och andra ben, och framför den första etappen.
- Dorsala dissektion
- Ta bort vingarna nära basen. Infoga tre stift i bakre buken nedtryckt av insekten utan punktering venom körtlar.
- Skär ett mittlinjen snitt från huvudet till buken med hjälp av miniatyr sax och skalpell, noga med att skära exoskelett endast och inte skada inre strukturer.
- Tvinga isär de två halvorna av insekten. Placera flera pins sidled längs längden av insekten att lämna den inre hålighet som exponeras.
- Ta bort flyg musklerna med hjälp av pincett.
- Översvämma dissektion facket. Tillsätt PBS tills felet är nedsänkt för att tillåta interna strukturer flyta upp och vara mer enkelt visualiseras.
- Med hjälp av mikro-sax och pincett, ta försiktigt bort bindväv och nervvävnad och luftstrupen. Venom körtlar visas som avlånga, genomskinlig strukturer som sträcker sig längs varje sida av matsmältningskanalen.
- Identifiera de viktigaste körteln genom sitt karakteristiska utseende, med främre och bakre loberna och två kanaler möte på hilus.
- Om du vill identifiera tillbehör körteln genom att spåra trumman till hilus. Gratis den viktigaste körteln genom att klippa två trummorna som härrör från hilus.
- Skörda de önskade körtel lumina. Överföra körteln till en mikrocentrifug på is som innehåller 30 µL PBS eller PBS plus proteashämmare cocktail. Lance körtlar med en ren vass nål.
- Virvel för 10 s och centrifugera (1 min, 5.000 × g, 4 ° C) att tömma de körtel lumina. Ta bort glandular vävnaden med hjälp av pincett.
- Klargöra toxin extraktet. Centrifugera (5 min, 17.000 × g, 4° C) att avlägsna eventuella fasta partiklar, behålla supernatanten och kasta pelleten. Förvaras vid-20 ° C eller -60 ° C för att förhindra autoproteolytic nedbrytning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Vissa heteropteran arter, såsom harpactorine P. plagipennis och reduviine Platymeris rhadamanthus, ge tillförlitligt stora mängder (5-20 µL) av venom svar på elektrostimulering (tabell 1). I allmänhet, avkastning de flesta peiratine, reduviine och harpactorine buggar venom som svar på denna metod. Bland stenopodaine buggar framkallade elektrostimulering giftet från Oncocephalus sp. men inte Thodelmus sp. Holoptiline och emesine buggar provtas avkastning inte betydande venom (t.ex. tillräckligt för analys av masspektrometri) svar på elektrostimulering. Elektrostimulering kan också användas för att skörda giftet från belostomatid buggar och rovgiriga stinkbugs. Dock inducerad elektrostimulering av vatten scorpions (Nepidae) release av innehållet i cefaliska körtlar, snarare än giftet från proboscis. Underlåtenhet att skörda venom av elektrostimulering i vissa arter är troligtvis på grund av morfologiska komplexitet venom körtlar och de fysiologiska mekanismer som styr frisättningen av venom8.
Förutom att släppa venom på grund av elektrostimulering, reduviids P. plagipennis, Havinthus rufovarius, P. rhadamanthus och belostomatid Lethocerus distinctifemur, kommer spontant mata ut giftet från snabel under hantering. Sådan venom utmatning åtföljs ofta av defensiva visar. P. rhadamanthus spottar också venom defensivt4, ett problem som uppstår i ormar24 och spindlar25 men av som vi inte är medvetna om i någon annan reduviid art.
SDS-PAGE och proteomik experiment påvisa att de serotoninreceptorerna skördas av elektrostimulering och trakasserier är proteinrika6,7,8. Proteiner utgör en stor del av materialet för närvarande, men det är också troligt att serotoninreceptorerna innehåller oorganiska joner och andra ämnen. Assassin bugg venom erhålls genom elektrostimulering och trakasserier normalt innehåller över hundra peptider och proteiner (figur 1, figur 2). Belostomatid venom har tidigare rapporterats vara rik på lysophospholipids13. Infraröd absorbansen spektra av giftet från belostomatine vatten bugg Diplonychus eques överensstämmer med ett innehåll av både proteiner och lysophospholipids. För lethocerine L. distinctifemurhittades bevis endast för protein och inte lysophospholipids6.
Som rapporterats för spindel serotoninreceptorerna26, är venom skördas från heteropteran insekter kan variera i koncentration och sammansättning, beroende på den insekt som används och metoden genom vilken det skördats. UV spektroskopi av utspädda venom prover föreslår absorbansvärden (en280) av 50-250 (10 mm sökvägens längd) för outspädd venom, förenliga med en hög proteinkoncentration av ~ 50-250 mg/mL7,12,19. Prey frihetsberövande har rapporterats orsaka successiva ökning i venom koncentration och lame potentiella3 samt successiva minskningar i pH27. Men långvarig svält kommer att resultera i förlust av skick och död. Samt koncentration, kan metoden som venom skördas från heteropterans påverka dess sammansättning. Giftet från assassin bugg P. plagipennis toxin sammansättning skilde sig markant beroende på huruvida det skördades av elektrostimulering eller trakasserier8. När det gäller P. plagipennisvisade detta sig vara på grund av elektrostimulering ger innehållet i PMG, medan trakasserier gav innehållet i AMG. Venom erhålls genom elektrostimulering, men inte trakasserier, potent förlamade prey insekter (figur 3). Det är dock oklart i vilken utsträckning detta resultat kan generaliseras till andra Reduviidae eller andra halvvingar.
Skörda venom direkt av dissekera venom körtlar tillåter mekanismerna för kontroll av venom körtlar att kringgås, på bekostnad av kontaminering med körtelvävnad (icke-venom) proteiner. Oavsett, kan extrakt erhållits från dissekerade material användas för bioaktiviteten/toxicitet analyser. Till exempel analyserades extrakt av PMG, AMG och AG av P. plagipennis, beredd med ovanstående protokollet, med liquid chromatography/tandem mass spectrometry8. Den här processen identifierade totalt 182, 114 och 71 proteiner totalt, varav 45, 51 och 12 klassificerades som förmodad venom proteiner baserat på amino syra ordnar egenskaper, med de återstående proteiner som klassificeras som förmodad städning proteiner. Injektion av extrakt av PMG, men inte AMG eller AG, in insekter resulterade i förlamning och död8.
| Infraordning | Familj | Underfamilj | Vetenskapligt namn | Gemensamma namn | Elektrostimulering | Trakasserier | Dissektion |
| Cimicomorpha | Reduviidae | Harpactorinae | Pristhesancus plagipennis | Gemensamma Brisbane assassin bugg | √ | √ | √ |
| Havinthus rufovarius | Röd tiger assassin bugg | √ | √ | √ | |||
| Scipinia arenacea | Röd taggig assassin bugg | √ | nd | √ | |||
| Gminatus spp. | Stor orange assassin bugg | √ | nd | √ | |||
| Trachylestes aspericollis | Liten röd assassin bugg | √ | nd | nd | |||
| Reduviinae | Platymeris spp. | Giant afrikanska assassin bugg | √ | √ | √ | ||
| Psytalla horrida | Taggig assassin bugg | √ | nd | √ | |||
| Peiratinae | Ectomocoris spp. | Orange marken assassin bugg | √ | nd | √ | ||
| Peirates spp. | Svart assassin bugg | √ | nd | nd | |||
| Stenopodainae | Oncocephalus spp. | - | √ | nd | √ | ||
| Thodelmus spp. | - | x | nd | √ | |||
| Holoptilinae | Ptilocnemus lemur | Fjäder ben bugg | x | x | nd | ||
| Emesinae | Stenolemus spp. | Tråd-legged bugg | x | x | x | ||
| Pentatomomorpha | Zicrona | Asopinae | Amyotea hamata | Gula underprissättning bärfisen | √ | nd | nd |
| Nepomorpha | Nepidae | Ranatrinae | Ranatra dispar | Vatten scorpion | x, cg | x | √ |
| Belostomatidae | Belostomatinae | Diplonychus eques | Vatten bugg | √ | nd | nd | |
| Belostomatidae | Lethocerinae | Lethocerus sp. | Giant vatten bugg | √ | √ | √ | |
| Tick, framgångsrik; korset, misslyckade; nd, ej fastställt; CG, cefaliska körtel ansvarsfrihet endast | |||||||
Tabell 1: Taxon specificitet av metoder för att skörda giftet från heteropterans.
Figur 1 : Proteiner upptäcks av LC-MS/MS-analys av 2D SDS-PAGE ställen och HPLC fraktioner av venom som samlats in från P. plagipennis av elektrostimulering (protokoll 1), visar riklig proteaser, CUB-domän proteiner och heteropteran Venom familj 1 proteiner. (A) 2D SDS-PAGE gel av råolja P. plagipennis venom, visar protein familjer identifierats av LC-MS/MS av gel fläckar. (B), HPLC kromatogrammet från fraktionering av P. plagipennis venom, visar protein familjer identifierats LC-MS/MS-analys av insamlade fraktioner. Reproducerad med tillstånd7. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2 : Andel av sekvenser som tillhör varje stora proteinklass i giftet från P. plagipennis. Reproducerad med tillstånd7. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3 : P. plagipennis venom erhålls genom elektrostimulering, men inte trakasserier, paralyserar insekter. (A) effekten av att injicera giftet erhålls genom elektrostimulering eller trakasserier, eller vatten på cricket fly. För varje venom villkor, 0.17 µL venom motsvarande var injiceras i buken och tid att fly ett uppochnedvänt petriskål-lock (i s, upp till 300 s, medelvärde ± SD) var gjorde. (B) dos-respons kurva för hämning av fly framgång av venom erhållits från P. plagipennis av elektrostimulering. Reproducerad med tillstånd8. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Det mest kritiska steget i skörd assassin bugg venom är att välja lämplig metod beroende på tillämpningen av studien. Var och en av de tre metoder som presenteras för skörd heteropteran serotoninreceptorerna har fördelar och nackdelar beroende på nedströms tillämpningar.
Inducerande buggar att utvisa giftet från proboscis (protokoll 1-3) undviker förorening av venom av glandular vävnad. Dessutom, dessa metoder är icke-dödliga och kan upprepas många gånger under loppet av ett småkryps liv. Elektrostimulering oftast ger de största kvantiteterna av venom och räntor venom med potenta toxicitet för offer insekter enligt flera studier5,8. Provocera ett defensivt svar är ett annat sätt att framkalla giftet från proboscis, och en som kan ge venom med olika proteininnehåll till elektrostimulering8. Dock elektrostimulering och provokation fungerar inte för många arter, och utan parallella utredningar av sekretoriska produktionen av venom körtlar är det oklart vilken körtel lumen (eller vilken kombination av körteln lumen) som skördas.
Skörda venom genom dissektion (protokoll 4) är på många sätt kompletterar varandra. Dissektion representerar ett direkt sätt att komma åt lagrade giftet, och varje fack av venom körteln kan skördas separat eller poolade (dvs.möjligheten att 'fel' giftet har skördats har förebyggts). Men metoden är dödliga och orsakar dessutom mindre förorening av venom genom vävnad komponenter. Många halvvingar är för små (eller alltför avlångt när det gäller Emesinae, tråd-legged buggar) att tillåta venom skörd genom dissektion. Om dissektion används för att extrahera proteiner från enskilda körtel facken separat, är det kritiskt att separera loberna snabbt och extrahera innehållet separat för att undvika korskontaminering.
De metoder som presenteras här kommer att behöva ändras beroende på de särskilda arter studeras. För insamling av venom av elektrostimulering är de viktigaste aspekterna att optimera hur buggen är återhållsam. De flesta reduviids är exempelvis kunna utöka sin snabel över ett brett utbud av rörelse. Dessa arter kan vara helt enkelt återhållen höger-sätt upp på en plattform med hjälp av ett gummiband och proboscis vrängs manuellt. För arter med mindre flexibla snabel, såsom belostomatids, är det i stället nödvändigt att hindra insekter i ett uppochnervänt placerar och sänka ett samling kärl i rätt vinkel med en replik eller mekanisk arm. Omfattning och mönster av El tillämpas måste också optimeras, och i detta fall är det bättre att börja lågt och långsamt öka spänningen för att undvika dödlighet.
Om syftet med en studie är att uppnå en detaljerad förståelse av hur en särskild art producerar och använder venom, kan en fördjupad undersökning för att kombinera flera skörd metoder, samt teknik såsom masspektrometri och RNA-Seq experiment, vara krävs. Om syftet är att använda heteropteran serotoninreceptorerna som bibliotek av biologiska molekyler för att undersökas för vissa önskade biologisk aktivitet, då en panel av venom prover erhålls genom elektrostimulering, trakasserier, eller dissektion kan vara lämpliga. Vi noterar dock att giftet skördas normala biologiska roll är sannolikt att avgöra vilken bioactivities är närvarande. Till exempel är venom används för predation mer benägna att innehålla insektsbekämpning föreningar, medan venom används för försvar är mer sannolikt att innehålla algogenic (smärta orsakar) medel.
Vi har inte inkluderat venom skörd genom tillämpning av den muskarina acetylkolin receptoragonist pilokarpin i detta protokoll. Framtida experiment är skyldiga att fastställa egenskaperna hos pilokarpin-inducerad venom utvisning jämfört med ovanstående metoder.
I den här artikeln har vi presenterat metoder som gör att forskare få serotoninreceptorerna från heteropteran insekter. Framgångsrika venom kollektion kan ytterligare undersökningar in tillverkning, sammansättning, funktion och evolution av gift i halvvingar. Dessutom kan några heteropteran gifter hitta verktyg som miljövänliga insektsmedel, bly molekyler att utveckla mänskliga therapeutics, eller vetenskapliga verktyg för att undersöka biologiska system.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Vi erkänner finansiellt stöd från det australiska forskningsrådet (bidrag DP130103813 och LP140100832 till G.F.K., DECRA gemenskap DE160101142 till Ekström), Australian National Health & Medicinska forskningsrådet (huvudsakliga Research Fellowship APP1044414 till G.F.K.), och University of Queensland (postdoktorsstipendium till Arnauld).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electostimulator | Grass Technologies | S48 Square Pulse Stimulator | Electrostimulator allowing pulsed electrostimulation |
| Featherlight tweezers | Australian Entomological Supplies | E122B | For handling live venomous insects |
| Protease inhibitor cocktail | Sigma | 4693124001 | For preventing autoproteolytic digestion of venom |
| Dissection equipment | Australian Entomological Supplies | E152Micro | For fine dissections |
| Insect pins | Australian Entomological Supplies | E162 | For fine dissections |
References
- Walker, A. A., Weirauch, C., Fry, B. G., King, G. F. Venoms of heteropteran insects: A treasure trove of diverse pharmacological toolkits. Toxins. 8 (2), 43 (2016).
- Ribeiro, J. M. C., Assumpção, T. C., Francischetti, I. M. B. An insight into the sialomes of bloodsucking Heteroptera. Psyche (Stuttg). 2012, 1-16 (2012).
- Ambrose, D. P., Maran, S. P. M. Quantification protein content and paralytic potential of saliva of fed and prey deprived reduviid Acanthaspis pedestris Stål (Heteroptera: Reduviidae: Reduviinae). Indian Journal of Environmental Science. 3 (1), 11-16 (1999).
- Edwards, J. S. The action and compostion of the saliva of an assassin bug Platymeris rhadamanthus Gaerst. (Hemiptera, Reduviidae). Journal of Experimental Biology. 38, 61-77 (1961).
- Zerachia, T., Bergmann, F., Shulov, A. Animal and Plant Toxins. Kaiser, E. , Goldman. 143-146 (1973).
- Walker, A. A., Hernández-Vargas, M. J., Corzo, G., Fry, B. G., King, G. F. Giant fish-killing water bug reveals ancient and dynamic venom evolution in Heteroptera. Cellular and Molecular Life Sciences. , (2018).
- Walker, A. A., et al. Giant fish-killing water bug reveals ancient and dynamic venom evolution in Heteroptera. Cell. Mol. Life Sci. , (2018).
- Walker, A. A., et al. The assassin bug Pristhesancus plagipennis produces two distinct venoms in separate gland lumens. Nature Communications. 9 (1), 755 (2018).
- Hernández-Vargas, M. J., Santibáñez-López, C. E., Corzo, G. An insight into the triabin protein family of American hematophagous reduviids: Functional, structural and phylogenetic analysis. Toxins. 8 (2), 44 (2016).
- Dan, A., Pereira, M. H., Pesquero, J. L., Diotaiuti, L., Beirao, P. S. Action of the saliva of Triatoma infestans (Heteroptera: Reduviidae) on sodium channels. Journal of Medical Entomology. 36 (6), 875-879 (1999).
- Corzo, G., Adachi-Akahane, S., Nagao, T., Kusui, Y., Nakajima, T. Novel peptides from assassin bugs (Hemiptera: Reduviidae): isolation, chemical and biological characterization. FEBS Letters. 499 (3), 256-261 (2001).
- Sahayaraj, K., Kumar, S. M., Anandh, G. P. Evaluation of milking and electric shocks for venom collection from hunter reduviids. Entomon. 31 (1), 65-68 (2006).
- Silva-Cardoso, L., et al. Paralytic activity of lysophosphatidylcholine from saliva of the waterbug Belostoma anurum. Journal of Experimental Biology. 213 (19), 3305-3310 (2010).
- Noeske-Jungblut, C., et al. Triabin, a highly potent exosite inhibitor of Thrombin. Journal of Biological Chemistry. 270 (48), 28629-28634 (1995).
- Noeske-Jungblut, C., et al. An inhibitor of collagen-induced platelet aggregation from the saliva of Triatoma pallidipennis. Journal of Biological Chemistry. 269 (7), 5050-5053 (1994).
- Sahayaraj, K., Borgio, J. F., Muthukumar, S., Anandh, G. P. Antibacterial activity of Rhynocoris marginatus (Fab.) and Catamirus brevipennis (Servile) (Hemiptera: Reduviidae) venoms against human pathogens. Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases. 12 (3), 487-496 (2006).
- Haridass, E. T., Ananthakrishnan, T. N. Functional morphology of the salivary system in some reduviids (Insecta-Heteroptera-Reduviidae). Proceedings of the Indian Academy of Sciences. Animal Sciences. 90 (2), 145-160 (1981).
- Ignacimuth, A., Sen, A., Janarthanan, S. Biotechnological Applications for Integrated Pest Management. , Oxford Publishing. 125-131 (2000).
- Maran, S. P. M., Selvamuthu, K., Rajan, K., Kiruba, D. A., Ambrose, D. P. Insect Pest Management, A Current Scenario. Ambrose, D. P. , Entomology Research Unit. 346-361 (2011).
- Pereira, M. H., et al. Anticoagulant activity of Triatoma infestans and Panstrongylus megistus saliva (Hemiptera/Triatominae). Acta Tropica. 61, 255-261 (1996).
- Ribeiro, J. M., Marinotti, O., Gonzales, R. A salivary vasodilator in the blood-sucking bug, Rhodnius prolixus. British Journal of Pharmacology. 101 (4), 932-936 (1990).
- Ribeiro, J. M., Schneider, M., Guimarães, J. A. Purification and characterization of prolixin-S (nitrophorin 2), the salivary anticoagulant of the blood-sucking bug Rhodnius prolixus. Biochem Journal. 308 (1), 243-249 (1995).
- Swart, C. C., Deaton, L. E., Felgenhauer, B. E. The salivary gland and salivary enzymes of the giant waterbugs (Heteroptera; Belostomatidae). Comparative Biochemistry and Physiology A Molecular & Integrative Physiology. 145 (1), 114-122 (2006).
- Rasmussen, S., Young, B., Krimm, H. On the 'spitting' behaviour in cobras (Serpentes: Elapidae). Journal of Zoology. 237 (1), 27-35 (1995).
- Fink, L. S. Venom spitting by the green lynx spider, Peucetia viridans (Araneae, Oxyopidae). Journal of Arachnology. 12, 372-373 (1984).
- Herzig, V. Ontogenesis, gender, molting influence the venom yield in the spider Coremiocnemis tropix (Araneae, Theraphosidae). Journal of Venomous Research. 1, 76-83 (2010).
- Sahayaraj, K., Subramanium, M., Rivers, D. Biochemical and electrophoretic analyses of saliva from the predatory reduviid species Rhynocoris marginatus (Fab). Acta Biochimica Polonica. 60 (1), 91-97 (2013).
