Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Høst Venom toksiner fra Assassin Bugs og andre Heteropteran insekter

Published: April 21, 2018 doi: 10.3791/57729
Automatic Translation
1, 1, 2, 1
1Institute for Molecular Bioscience, The University of Queensland, 2Centre for Advance Imaging, The University of Queensland

Summary

Selv om mange insekter i underordenen tæger (Insecta: Hemiptera) er giftige, deres venom sammensætning og funktioner af deres venom toksiner er for det meste ukendte. Denne protokol beskriver metoder til at høste heteropteran venoms for yderligere karakterisering, ved hjælp af elektrostimulation, chikane og kirtel dissektion.

Abstract

Heteropteran insekter som assassin bugs (Reduviidae) og gigantiske vand bugs (Belostomatidae) nedstammer fra en fælles predaceous og giftige forfader, og størstedelen af bevarede heteropterans bevarer denne trofiske strategi. Nogle heteropterans har skiftet til fodring på hvirveldyr blod (såsom kysse bugs, Triatominae; og væggelus, Cimicidae) mens andre have vendt tilbage til fodring på planter (de fleste Pentatomomorpha). Dog er med undtagelse af spyt bruges af kysse bugs til at lette blod-fodring, lidt kendt om heteropteran venoms sammenlignet med venoms edderkopper, skorpioner og slanger.

En hindring for karakterisering af heteropteran venom toksiner er struktur og funktion af venom/labial kirtler, som er både morfologisk komplekse og udføre flere biologiske roller (forsvar, bytte opsamling og ekstra mundtlig fordøjelsen). I denne artikel vil beskrive vi tre metoder vi har med succes brugt til at indsamle heteropteran venoms. Først, vi præsenterer elektrostimulation som en praktisk måde at indsamle venom, der er ofte dødelig, når injiceres bytte dyr, og som overflødiggør kontaminering af kirtelvæv. For det andet viser vi, at blide chikane af dyr er tilstrækkeligt til at producere venom ekstrudering fra Snabel og/eller venom spytte i nogle grupper af heteropterans. For det tredje, vi beskriver metoder til at høste venom toksiner ved dissektion af bedøvet dyr at få gift kirtler. Denne metode er et supplement til andre metoder, som det kan tillade høstning af toksiner fra taxa hvor elektrostimulation og chikane er ineffektive. Disse protokoller vil sætte forskerne til at høste toksiner fra heteropteran insekter til struktur-funktion karakterisering og mulige anvendelser inden for medicin og landbrug.

Introduction

Heteropteran venoms er potent bioaktive stoffer1. For eksempel, letter venom/spyt sekreter af blod-fodring tæger som kysse bugs (Triatominae) og væggelus (Cimicidae), fodring af forstyrre hæmostase2. Toksiner i disse venoms målrette flere veje herunder koagulation, trombocytaggregation og vasokonstriktion, samt smerter og kløe veje. Venoms fra de fleste andre heteropteran arter er tilpasset til at lette prædation snarere end blod-fodring. Deres venoms forårsage lammelse, død og væv flydendegørelse når injiceres hvirvelløse dyr3,4. Når injiceres i hvirveldyr, kan deres gift også har drastiske virkninger. For eksempel, forårsager injektion af venom fra assassin bug Holotrichius indre i hvirveldyr smerte, muskellammelse og blødning; mus røgter ved denne bug dør hurtigt på grund af respiratorisk lammelse5.

Transkriptom og proteom undersøgelser har afsløret nogle heteropteran venoms protein sammensætning. Venoms predaceous arter er rig på proteaser, andre enzymer, og peptider og proteiner af ukendt struktur og funktion6,7,8. Tægen venom er rig på triabin protein familie, hvis medlemmer dybt påvirker koagulation, trombocytaggregation og vasokonstriktion2,9. Det vides dog ikke, hvilke toksiner ligge til grund for de fleste bioactivities af venom. For eksempel, venom af tægen Triatoma infestans er blevet rapporteret at være smertestillende og hæmmer natrium kanaler10, men de ansvarlige komponenter mangler at blive belyst. Ligeledes, det er ikke kendt hvad komponent(er) af assassin bug venom forårsage lammelse eller smerte. En forudsætning for at identificere de ansvarlige for særlige venom bioactivities samt kendetegner struktur og funktion af roman venom toksiner, giftstoffer er at få gift.

Venom er opnået fra heteropterans af elektrostimulation5,6,7,8,11,12,13, provokation af defensiv svar4,8, mekanisk klemme i thorax12,14,15,16, dissekere ud gift kirtler8,17 ,18,19,20,21,22, og anvendelsen af agonister muskarine acetylcholin receptor23. At dømme de potentielle fordele og ulemper ved enhver metode, der er kompliceret af morfologi af heteropteran gift kirtler, som består af en vigtigste kirtel med to separate lumen, forreste vigtigste kirtel (AMG) og posterior vigtigste kirtel (PMG), samt en tilhørende tilbehør kirtel (AG). Disse forskellige kirtel rum producere forskellige protein sekreter, som kan være specialiserede for forskellige biologiske funktioner herunder bytte capture, forsvar og ekstra mundtlig fordøjelsen8,17. I peiratine og ectrichodiine assassin bugs, har AMG været forbundet med bytte opsamling og PMG med ekstra mundtlig fordøjelsen17. Men i harpactorine bug Pristhesancus plagipennis PMG er specialiseret til bytte opsamling og fordøjelsen mens AMG er hypotese for at udskille defensive venom8. AG er blevet beskrevet som havende lille sekretoriske funktion i assassin bugs8 eller som en større site af protease opbevaring i gigantiske vand bugs23. Klart, yderligere arbejde er nødvendigt at klarlægge funktionen af hver kirtel rum blandt forskellige heteropteran undergrupper og bestemme funktionen af de fleste venom toksiner. I denne rapport beskriver vi protokoller for høst venom toksiner fra heteropterans mod dette mål.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Denne protokol i overensstemmelse med The University of Queenslands politik i ansvarlig pleje og brug af dyr i undervisning og forskning (PPL 4.20.11) samt National sundhed og Medical Research Council's australske kode for pasning og brug af dyr til videnskabelige formål (8th Edition 2013).

Forsigtig: Sørg for ikke for at være røgter ved håndtering af assassin bugs. Sørge for at beskytte øjnene ved håndtering af arter, der spytter venom defensivt. Tage sig overalt i ikke at skade de forsøgsdyr. Dette omfatter overvågning af pres på begrænsninger såsom gummi bands og sikre at Snabel ikke er brudt.

Bemærk: Du kan vælge anaesthetize dyr ved eksponering til CO2 for 0,5-2 min. eller køling til 4-10 ° C før venom høst i mål 1-3 til at lette sikker overførsel og tilbageholdenhed. Bedøvelse er ikke strengt nødvendigt men kan lette sikker tilbageholdenhed i agile eller stærk prøver. Dyrene skal dog vågen tillade venom høst. Husk downstream applikationer på, når det besluttes at tilføje proteasehæmmere eller ej.

1. høst Venom toksiner af elektrostimulation

  1. Få levende individer til at høste toksiner.
  2. Brug forberedte plast pincet med positive og negative elektroder monteret på enten tip. Tilslut elektrificeret pincet til en electrostimulator eller en kilde til konstant spænding, der giver mulighed for justering af spændingen.
    1. For lille (~ 10 mm) og store (~ 25 mm) assassin bugs, bruge peak spænding af 15 og 25 V henholdsvis.
    2. For større heteropterans som gigantiske vand bugs, brug op til 40 V.
  3. Dy levende bugs ved strapping dem til en platform, ved hjælp af en elastik over brystkassen.
  4. Sted spidsen af Snabel i et egnet indsamling tip. Assassin bugs, bruge en P200 pipette tip. For gigantiske vand bugs, skåret spidsen fra en P200 spids til at øge størrelsen af blænden.
    1. Forsigtigt løfte Snabel med en lukket par ren pincet og skubbe den åben blænde af samling tip over ende af Snabel.
    2. Hvis det ønskes, optagelse ~ 5 µL ultrarent vand før placere Snabel ind indsamling tip. Dette reducerer tab af venom resterende inde i spidsen, selvom den høstede venom vil blive udvandet.
  5. Anvende elektrostimulation. Dyp de stimulerende elektroder i ledende gel, som 2,5 M NaCl/50% glycerol. Anvende elektroderne på brystkassen. For belostomatids, skal du anvende de to elektroder til den dorsale posterior overfladen af hovedet.
  6. Gemme venom at forhindre autodegradation. Efter venom er ekstruderet, hurtigt overføre det til et rør på-20 ° C eller -60 ° C eller et rør, der indeholder protease hæmmer cocktail.
  7. Gentag trin 1.5 og 1.6, indtil tilstrækkeligt venom er erhvervet eller ingen yderligere venom er forestående.

2. høst af Venom toksiner af chikane

  1. Forberede dyr for venom høst og placere spidsen af Snabel i en samling forhallen, som beskrevet i underafsnit 1.1 og 1.3-1.4.
  2. Hvis venom er ekstruderet spontant, gå til trin 2.3. Hvis ikke, chikanere dyrene ved forsigtigt at trykke det på benene, maven og antenner med pincet indtil venom er produceret.
  3. Hurtigt overføre venom til et rør på-20 ° C eller -60 ° C eller et rør indeholdende protease hæmmer cocktail, hvis det ønskes.

3. høst af Venom toksiner af chikane fra Venom "Spytte" arter

  1. Anaesthetize, eller delvist anaesthetize, insekt før du fjerner det fra sit bur at undgå enhver forhastet defensive spytte.
  2. Provokere venom spytte adfærd. Indeholder og flytte insektet ved hjælp af dybe låget af en standard 90 x 16 mm petriskål. Hold låget lidt posterior og 1-4 cm over insekt at forhindre fly. De fleste insekter vil spytte flere gange, ofte i hurtig rækkefølge. Sikre alle venom er indsamlet på undersiden af fadet.
  3. Indsamle giften på undersiden af petriskålen ved at skylle med 10 µL af ultrarent vand. Hurtigt overføre det til et rør på-20 ° C eller -60 ° C eller et rør, der indeholder protease hæmmer cocktail.

4. høst Venom toksiner af kirtel dissektion

  1. Ofre dyr. Stærkt anaesthetize eller dræbe dyr ved hjælp af > 5 min eksponering til CO2. Pibe ren CO2 direkte i lufthuller af dyrets boliger kabinet.
  2. PIN insekt til dissektion bakke. For assassin bugs, dissekere gennem den ventrale overflade (4.3). For gigantiske vand bugs, dissekere gennem den dorsale overflade (4.4).
  3. Ventrale dissektion
    1. Indsætte tre ben i posterior maven til at holde insekt uden punktering gift kirtler.
    2. Skære en kort midterlinjen indsnit i den ventrale overflade af maven ved hjælp af en miniature skalpel. Bruge miniature saks til at udvide midterlinjen indsnit anteriorly til hovedet, at tage sig at skære exoskeleton kun og ikke skade interne strukturer.
    3. For at afdække de indre strukturer, gøre flere laterale nedskæringer strækker sig fra midterlinjen indsnit til siden af insektet. Derefter pin tilbage hver flap af ventrale exoskeleton at afsløre interne strukturer.
    4. For store assassin bugs, gøre fire tværgående snit, i midten maven, forreste maven, mellem første og andet ben, og foran den første ben.
  4. Dorsale dissektion
    1. Fjern vingerne nær bunden. Indsætte tre ben i posterior maven til at holde insekt uden punktering gift kirtler.
    2. Skære en midterlinjen indsnit fra hovedet til maven bruger miniature saks og skalpel, pasning til at skære exoskeleton kun og ikke skade interne strukturer.
    3. Kraft fra hinanden de to halvdele af insektet. Placer flere ben sideværts langs længden af insekt at forlade det indre hulrum udsat.
    4. Fjerne flyvningen muskler ved hjælp af pincet.
  5. Oversvømmelse dissektion bakke. Tilføje PBS indtil fejlen er neddykket tillade interne strukturer flyde op og være mere nemt visualiseres.
  6. Ved hjælp af mikro-saks og pincet, forsigtigt fjerne bindevæv og nervevæv og luftrør. Gift kirtler vises som aflange, gennemskinnelige strukturer strækker sig langs hver side af fordøjelseskanalen.
    1. Identificere de vigtigste kirtel ved sin karakteristisk udseende, med anterior og posterior lapper og to kanaler møde på hilus.
    2. Hvis det ønskes, skal du identificere tilbehør kirtel ved at spore kanalen fra hilus. Gratis den vigtigste kirtel ved at skære de to kanaler fra hilus.
  7. Høste de ønskede kirtel lumen. Overføre kirtel til en microcentrifuge på isen indeholdende 30 µL af PBS eller PBS plus protease hæmmer cocktail. Lance kirtler med en ren skarp pin.
    1. Vortex for 10 s og centrifuge (1 min, 5.000 × g, 4 ° C) til at tømme kirtel lumen. Fjerne kirtelvæv med pincet.
  8. Afklare toksin ekstrakt. Der centrifugeres (5 min, 17.000 × g, 4° C) til at fjerne alle faste partikler, bevarer supernatanten og kassere pelleten. Opbevares ved-20 ° C eller -60 ° C for at forhindre forringelse af autoproteolytic.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Nogle heteropteran arter, som harpactorine P. plagipennis og reduviine Platymeris rhadamanthus, give pålideligt store mængder (5-20 µL) af venom svar til elektrostimulation (tabel 1). Generelt er udbytte de fleste peiratine, reduviine og harpactorine bugs venom som svar på denne metode. Blandt stenopodaine bugs fremkaldte elektrostimulation venom fra Oncocephalus sp., men ikke Thodelmus sp. Holoptiline og emesine bugs stikprøven ikke give betydelige venom (fx nok for analyse af massespektrometri) i svar til elektrostimulation. Elektrostimulation kan også bruges til høst venom fra belostomatid bugs og aggressiv stinkbugs. Dog induceret elektrostimulation af vand skorpioner (Nepidae) frigivelse af indholdet af cephalic kirtler kun, snarere end venom fra Snabel. Undladelse af at høste venom af elektrostimulation i nogle arter er mest sandsynligt på grund af gift kirtler og fysiologiske mekanismer kontrollere frigivelsen af venom8morfologiske kompleksitet.

Ud over at frigive venom elektrostimulation, reduviids P. plagipennis, Havinthus rufovarius, P. rhadamanthus og belostomatid Lethocerus distinctifemur, vil spontant skubbe venom fra Snabel under håndteringen. Sådanne venom udslyngning er ofte ledsaget af defensive skærme. P. rhadamanthus også spytter venom defensivt4, en funktionsmåde, der forekommer i slanger24 og edderkopper25 , men som vi er ikke klar over i andre reduviid arter.

SDS-PAGE og proteomics eksperimenter viser, at venoms høstet af elektrostimulation og chikane er proteinrige6,7,8. Proteiner udgør en stor del af den materielle nuværende, men det er også sandsynligt, at venoms indeholde uorganiske ioner og andre stoffer. Assassin bug venom fremstillet af elektrostimulation og chikane typisk indeholder over hundrede peptider og proteiner (figur 1, figur 2). Belostomatid gift er tidligere blevet rapporteret at være rig i lysophospholipids13. Infrarød absorbans spektre af venom fra belostomatine vand bug Diplonychus Lene er i overensstemmelse med et indhold af både proteiner og lysophospholipids. For lethocerine L. distinctifemur, blev der fundet beviser kun for protein og ikke lysophospholipids6.

Som rapporteret for spider venoms26, er venom høstet fra heteropteran insekter tilbøjelige til at variere i koncentration og sammensætning, afhængigt af insektet bruges og den metode, hvormed de er høstet. UV spektroskopi af fortyndede venom prøver antyder absorbans værdier (en280) i 50-250 (10 mm lysvej) for ufortyndet venom, i overensstemmelse med en høj proteinkoncentration af ~ 50-250 mg/mL7,12,19. Bytte afsavn er blevet rapporteret at forårsage efterfølgende stigning i venom koncentration og lamme potentielle3 samt efterfølgende fald i pH27. Men længerevarende sult vil resultere i tab af tilstand og død. Samt koncentration, kan metoden som venom er høstet fra heteropterans påvirke dets sammensætning. Toksin sammensætningen af venom fra assassin bug P. plagipennis afveg markant afhængigt af om det var høstet af elektrostimulation eller chikane8. I tilfælde af P. plagipennis, var det vist være elektrostimulation giver indholdet af PMG, hvorimod chikane givet indholdet af AMG. Venom fremstillet af elektrostimulation, men ikke chikane, potent lammet bytte insekter (figur 3). Det er dog uklart, i hvilket omfang dette resultat kan generaliseres til andre Reduviidae eller andre tæger.

Høst venom direkte af dissekere gift kirtler tillader kontrolmekanismer af gift kirtler til at omgås, på bekostning af forurening med kirtelvæv (ikke-venom) proteiner. Uanset hvad, kan ekstrakter fremstillet fra dissekeret materiale anvendes til bioactivity/toksicitet assays. For eksempel, blev uddrag af PMG, AMG og AG af P. plagipennis, udarbejdet ved hjælp af den ovennævnte protokol, analyseret ved hjælp af liquid chromatography/tandem massespektrometri8. Denne proces identificeret i alt 182, 114 og 71 proteiner i alt, hvoraf 45, 51 og 12 blev klassificeret som formodede venom proteiner baseret på aminosyre sekvens egenskaber, med de resterende proteiner klassificeret som formodede husholdning proteiner. Injektion af uddrag af PMG, men ikke AMG eller AG, i insekter resulterede i lammelse og død8.

Infraorder Familie Underfamilie Artsnavn Fælles navn Elektrostimulation Chikane Dissektion
Cimicomorpha Reduviidae Harpactorinae Pristhesancus plagipennis Fælles Brisbane assassin bug √ √ √
Havinthus rufovarius Rød tiger assassin bug √ √ √
Scipinia arenacea Rød spiny assassin bug √ nd √
Gminatus spp. Store orange assassin bug √ nd √
Trachylestes aspericollis Små røde assassin bug √ nd nd
Reduviinae Platymeris spp. Kæmpe afrikanske assassin bug √ √ √
Psytalla horrida Tornede assassin bug √ nd √
Peiratinae Ectomocoris spp. Orange jorden assassin bug √ nd √
Peirates spp. Sort assassin bug √ nd nd
Stenopodainae Oncocephalus spp. - √ nd √
Thodelmus spp. - x nd √
Holoptilinae Ptilocnemus lemur Fjer-benede bug x x nd
Emesinae Stenolemus spp. Tråd-benede bug x x x
Pentatomomorpha Pentatomidae Asopinae Amyotea hamata Gul aggressiv stank bug √ nd nd
Nepomorpha Nepidae Ranatrinae Ranatra dispar Vand scorpion x, cg x √
Belostomatidae Belostomatinae Diplonychus Lene Vand bug √ nd nd
Belostomatidae Lethocerinae Lethocerus sp.  Gigantiske vand bug √ √ √
kryds, vellykket; Kors, mislykket; nd, ikke fastlagt; CG, cephalic kirtel decharge kun

Tabel 1: Taxon specificiteten af metoderne til at høste venom fra heteropterans.

Figure 1
Figur 1 : Proteiner opdaget af LC-MS/MS analyse af 2D SDS-PAGE steder og HPLC brøkdele af venom indsamlet fra P. plagipennis af elektrostimulation (protokol 1), viser rigelige proteaser, CUB-domæne proteiner og heteropteran Venom familie 1 proteiner. (A) 2D SDS-PAGE gel af rå P. plagipennis venom, viser protein familier identificeret af LC-MS/MS af gel steder. (B) HPLC kromatogrammet fraktioneringen af P. plagipennis venom, viser protein familier identificeres med LC-MS/MS analyse af indsamlede fraktioner. Gengivet med tilladelse7. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2 : Andel af sekvenser tilhører hver store protein klasse i giften af P. plagipennis. Gengivet med tilladelse7. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3 : P. plagipennis venom fremstillet af elektrostimulation, men ikke chikane, lammer insekter. (A) virkning af indsprøjtning venom fremstillet af elektrostimulation eller chikane eller vand, på cricket undslippe. For hver venom betingelse, 0,17 µL venom tilsvarende blev sprøjtet ind i maven og tid til at undslippe en opadvendt petriskål låg (s, op til 300 s, gennemsnit ± SD) blev scoret. (B) dosis-respons kurve for hæmning af flygte succes ved venom fremstillet af P. plagipennis elektrostimulation. Gengivet med tilladelse8. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Den mest afgørende skridt i høst assassin bug venom er at vælge den passende metode afhængig af i forbindelse med undersøgelsen. Hver af de tre metoder præsenteres for høst heteropteran venoms har fordele og ulemper afhængigt af downstream applikationer.

Inducerende bugs at udvise venom fra Snabel (protokoller 1-3) undgår forurening af venom ved glandulær væv. Derudover disse metoder er ikke-dødelige og kan gentages mange gange i løbet af en bug's liv. Elektrostimulation normalt giver de største mængder af venom, og udbytter gift med potente toksicitet for bytte insekter ifølge flere undersøgelser5,8. Provokere en defensiv reaktion er en anden måde at fremkalde venom fra Snabel, og en, der kan give venom af forskellige proteinindhold til elektrostimulation8. Men elektrostimulation og provokation fungerer ikke for mange arter, og uden parallelle undersøgelser af sekretoriske output fra gift kirtler er det uklart, hvilken kirtel lumen (eller hvilken kombination af kirtel lumen) er høstet.

Høst venom af dissektion (protokol 4) er på mange måder supplerer hinanden. Dissektion repræsenterer en direkte måde at få adgang til lagrede venom, og hvert rum af venom kirtel kan høstes separat eller samlet (dvs.muligheden for, at den 'forkerte' venom er høstet undgås). Men metoden er dødbringende og forårsager desuden mindre forurening af venom af væv komponenter. Mange tæger er for lille (eller for langstrakt for Emesinae, tråd-benede bugs) at tillade venom høst af dissektion. Hvis dissektion bruges til at udtrække proteiner fra de enkelte kirtel rum særskilt, er det vigtigt at adskille lapper hurtigt og uddrag deres indhold separat for at undgå krydskontaminering.

De metoder, der præsenteres her skal ændres afhængigt af de særlige arter studerede. Til samling af venom af elektrostimulation er de vigtigste aspekter at optimere hvordan fejlen er tilbageholdende. For eksempel, er de fleste reduviids købedygtig forlænge deres Snabel over en bred vifte af bevægelse. Disse arter kan være blot behersket højre-måde-up på en platform ved hjælp af en elastik, og at Snabel everteret manuelt. For arter med mindre fleksible Snabel, såsom belostomatids, er det i stedet nødvendigt at begrænse insekter i en stilling, hovedet og sænke en samling beholder i den korrekte vinkel ved hjælp af en retort eller mekanisk arm. Omfang og mønster af elektricitet anvendt skal også være optimeret, og i dette tilfælde er det bedre at starte lavt og langsomt øge den anvendte spænding for at undgå dødelighed.

Hvis en undersøgelse sigter mod at opnå en detaljeret forståelse af, hvordan en bestemt art producerer og bruger venom, kan en dybtgående undersøgelse kombinerer flere høst metoder, samt teknologier såsom massespektrometri og RNA-Seq eksperimenter, være kræves. Hvis målet er at bruge heteropteran venoms som biblioteker af biologiske molekyler skal screenes for nogle ønskede biologiske aktivitet, derefter et panel af venom prøver fremstillet af elektrostimulation, chikane, og/eller dissektion kan være egnet. Men vi konstatere, at den normale biologiske rolle af venom høstet er tilbøjelige til at afgøre hvad bioactivities er til stede. For eksempel, er venom bruges til prædation mere tilbøjelige til at indeholde insektbekæmpelsesmidler forbindelser, venom bruges til forsvar er mere tilbøjelige til at indeholde algogenic (smerte-fremkaldende) agenter.

Vi har ikke medtaget venom høst af anvendelsen af muskarine acetylcholin receptor agonist pilocarpin i denne protokol. Fremtidige eksperimenter skal bestemme de karakteristiske træk af pilocarpin-induceret venom udvisning i forhold til ovenstående metoder.

I denne artikel har vi præsenteret metoder, der vil gøre det muligt for forskere at få venoms fra heteropteran insekter. Vellykket venom samling vil tillade yderligere undersøgelser af produktionen, sammensætning, funktion og udvikling af venom i tæger. Derudover kan nogle heteropteran toksiner finde nytte som miljøvenlige insektgifte, bly molekyler til at udvikle menneskelige therapeutics, eller videnskabelige værktøjer til at undersøge biologiske systemer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ikke noget at oplyse.

Acknowledgments

Vi anerkender finansiel støtte fra det australske Forskningsråd (tilskud DP130103813 og LP140100832 til G.F.K., DECRA Fellowship DE160101142 til EABU), den australske National Health & Medical Research Council (Principal Research Fellowship APP1044414 til G.F.K.), og University of Queensland (postdoc stipendium til A.A.W.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Electostimulator Grass Technologies S48 Square Pulse Stimulator Electrostimulator allowing pulsed electrostimulation
Featherlight tweezers Australian Entomological Supplies E122B For handling live venomous insects
Protease inhibitor cocktail Sigma 4693124001 For preventing autoproteolytic digestion of venom
Dissection equipment Australian Entomological Supplies E152Micro For fine dissections
Insect pins Australian Entomological Supplies E162 For fine dissections

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Walker, A. A., Weirauch, C., Fry, B. G., King, G. F. Venoms of heteropteran insects: A treasure trove of diverse pharmacological toolkits. Toxins. 8 (2), 43 (2016).
  2. Ribeiro, J. M. C., Assumpção, T. C., Francischetti, I. M. B. An insight into the sialomes of bloodsucking Heteroptera. Psyche (Stuttg). 2012, 1-16 (2012).
  3. Ambrose, D. P., Maran, S. P. M. Quantification protein content and paralytic potential of saliva of fed and prey deprived reduviid Acanthaspis pedestris Stål (Heteroptera: Reduviidae: Reduviinae). Indian Journal of Environmental Science. 3 (1), 11-16 (1999).
  4. Edwards, J. S. The action and compostion of the saliva of an assassin bug Platymeris rhadamanthus Gaerst. (Hemiptera, Reduviidae). Journal of Experimental Biology. 38, 61-77 (1961).
  5. Zerachia, T., Bergmann, F., Shulov, A. Animal and Plant Toxins. Kaiser, E. , Goldman. 143-146 (1973).
  6. Walker, A. A., Hernández-Vargas, M. J., Corzo, G., Fry, B. G., King, G. F. Giant fish-killing water bug reveals ancient and dynamic venom evolution in Heteroptera. Cellular and Molecular Life Sciences. , (2018).
  7. Walker, A. A., et al. Giant fish-killing water bug reveals ancient and dynamic venom evolution in Heteroptera. Cell. Mol. Life Sci. , (2018).
  8. Walker, A. A., et al. The assassin bug Pristhesancus plagipennis produces two distinct venoms in separate gland lumens. Nature Communications. 9 (1), 755 (2018).
  9. Hernández-Vargas, M. J., Santibáñez-López, C. E., Corzo, G. An insight into the triabin protein family of American hematophagous reduviids: Functional, structural and phylogenetic analysis. Toxins. 8 (2), 44 (2016).
  10. Dan, A., Pereira, M. H., Pesquero, J. L., Diotaiuti, L., Beirao, P. S. Action of the saliva of Triatoma infestans (Heteroptera: Reduviidae) on sodium channels. Journal of Medical Entomology. 36 (6), 875-879 (1999).
  11. Corzo, G., Adachi-Akahane, S., Nagao, T., Kusui, Y., Nakajima, T. Novel peptides from assassin bugs (Hemiptera: Reduviidae): isolation, chemical and biological characterization. FEBS Letters. 499 (3), 256-261 (2001).
  12. Sahayaraj, K., Kumar, S. M., Anandh, G. P. Evaluation of milking and electric shocks for venom collection from hunter reduviids. Entomon. 31 (1), 65-68 (2006).
  13. Silva-Cardoso, L., et al. Paralytic activity of lysophosphatidylcholine from saliva of the waterbug Belostoma anurum. Journal of Experimental Biology. 213 (19), 3305-3310 (2010).
  14. Noeske-Jungblut, C., et al. Triabin, a highly potent exosite inhibitor of Thrombin. Journal of Biological Chemistry. 270 (48), 28629-28634 (1995).
  15. Noeske-Jungblut, C., et al. An inhibitor of collagen-induced platelet aggregation from the saliva of Triatoma pallidipennis. Journal of Biological Chemistry. 269 (7), 5050-5053 (1994).
  16. Sahayaraj, K., Borgio, J. F., Muthukumar, S., Anandh, G. P. Antibacterial activity of Rhynocoris marginatus (Fab.) and Catamirus brevipennis (Servile) (Hemiptera: Reduviidae) venoms against human pathogens. Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases. 12 (3), 487-496 (2006).
  17. Haridass, E. T., Ananthakrishnan, T. N. Functional morphology of the salivary system in some reduviids (Insecta-Heteroptera-Reduviidae). Proceedings of the Indian Academy of Sciences. Animal Sciences. 90 (2), 145-160 (1981).
  18. Ignacimuth, A., Sen, A., Janarthanan, S. Biotechnological Applications for Integrated Pest Management. , Oxford Publishing. 125-131 (2000).
  19. Maran, S. P. M., Selvamuthu, K., Rajan, K., Kiruba, D. A., Ambrose, D. P. Insect Pest Management, A Current Scenario. Ambrose, D. P. , Entomology Research Unit. 346-361 (2011).
  20. Pereira, M. H., et al. Anticoagulant activity of Triatoma infestans and Panstrongylus megistus saliva (Hemiptera/Triatominae). Acta Tropica. 61, 255-261 (1996).
  21. Ribeiro, J. M., Marinotti, O., Gonzales, R. A salivary vasodilator in the blood-sucking bug, Rhodnius prolixus. British Journal of Pharmacology. 101 (4), 932-936 (1990).
  22. Ribeiro, J. M., Schneider, M., Guimarães, J. A. Purification and characterization of prolixin-S (nitrophorin 2), the salivary anticoagulant of the blood-sucking bug Rhodnius prolixus. Biochem Journal. 308 (1), 243-249 (1995).
  23. Swart, C. C., Deaton, L. E., Felgenhauer, B. E. The salivary gland and salivary enzymes of the giant waterbugs (Heteroptera; Belostomatidae). Comparative Biochemistry and Physiology A Molecular & Integrative Physiology. 145 (1), 114-122 (2006).
  24. Rasmussen, S., Young, B., Krimm, H. On the 'spitting' behaviour in cobras (Serpentes: Elapidae). Journal of Zoology. 237 (1), 27-35 (1995).
  25. Fink, L. S. Venom spitting by the green lynx spider, Peucetia viridans (Araneae, Oxyopidae). Journal of Arachnology. 12, 372-373 (1984).
  26. Herzig, V. Ontogenesis, gender, molting influence the venom yield in the spider Coremiocnemis tropix (Araneae, Theraphosidae). Journal of Venomous Research. 1, 76-83 (2010).
  27. Sahayaraj, K., Subramanium, M., Rivers, D. Biochemical and electrophoretic analyses of saliva from the predatory reduviid species Rhynocoris marginatus (Fab). Acta Biochimica Polonica. 60 (1), 91-97 (2013).

Tags

Miljøvidenskab spørgsmål 134 tæger sande bug Reduviidae Belostomatidae venom toksin spyt elektrostimulation chikane venom kirtel labial kirtel spytkirtel
Høst Venom toksiner fra Assassin Bugs og andre Heteropteran insekter
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Walker, A. A., Rosenthal, M.,… More

Walker, A. A., Rosenthal, M., Undheim, E. E. A., King, G. F. Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects. J. Vis. Exp. (134), e57729, doi:10.3791/57729 (2018).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter