Summary
Este estudio utiliza una técnica de microscopía (LSFM) de hoja de luz fluorescencia iluminación doble cara combinada con la compensación óptica para estudiar el corazón murino.
Abstract
Microscopía de fluorescencia de la hoja de luz ha sido ampliamente utilizado para la adquisición rápida de la imagen con una resolución axial de micrómetro a escala milimétrica. Técnicas tradicionales de la hoja de luz incluyen el uso de un haz de iluminación único dirigido ortogonalmente en el tejido de muestra. Imágenes de muestras grandes que se producen con un rayo de iluminación solo contienen rayas o artefactos y sufren una resolución reducida debido a la dispersión y la absorción de luz por el tejido. Este estudio utiliza un haz de iluminación de doble cara y una simplificada claridad óptica compensación técnica al corazón murino. Estas técnicas permiten la proyección de imagen profunda mediante la eliminación de lípidos desde el corazón y producen un gran campo de imágenes, superior a 10 x 10 x 10 mm3. Como resultado, esta estrategia nos permite cuantificar las dimensiones ventriculares, rastrear el linaje cardiaco y localizar la distribución espacial de proteínas cardiacas específicas y canales iónicos de la post-natal a corazones de ratón adulto con suficiente contraste y resolución.
Introduction
Microscopía de fluorescencia de luz-hoja técnica desarrollado en 1903 y se utiliza hoy como un método para el estudio de expresión génica y también para producir modelos 3D o 4D de las muestras de tejido1,2,3. Este método de imagen utiliza una hoja fina de la luz para iluminar un solo plano de una muestra para que sólo ese plano es capturado por el detector. La muestra entonces puede mover en la dirección axial para capturar cada capa, una sección a la vez y renderizar un modelo 3-d después de post-procesamiento de las imágenes adquiridas4. Sin embargo, debido a la absorción y dispersión de fotones, LSFM se ha limitado a las muestras que son ópticamente transparente1o sea unos pocos micrones de espesor.
Las limitaciones de LSFM han conducido a estudios de organismos que tienen los tejidos que son ópticamente transparentes, como el pez cebra. Que implica la diferenciación y desarrollo cardíaco son a menudo estudios en pez cebra ya que hay genes conservados entre los seres humanos y de pez cebra5,6. Aunque estos estudios han llevado a avances en la investigación cardiaca miocardiopatías6,7, todavía hay una necesidad para llevar a cabo investigaciones similares en organismos superiores como los mamíferos.
Tejido cardiaco mamífero presenta un desafío debido al grosor y opacidad de los tejidos, la absorción debido a la hemoglobina en los glóbulos rojos y las bandas que se produce debido a la iluminación de un solo lado de la muestra bajo tradicional LSFM métodos1 , 8. para compensar estas limitaciones, nos propone utilizar iluminación de doble cara y una versión simplificada de la claridad técnica9 combinado con un índice de refracción que solución (bordes). Por lo tanto, este sistema permite la proyección de imagen de una muestra que es mayor que 10 x 10 x 10 mm3 , mientras que mantener una buena calidad de resolución axial y lateral planos8.
Este sistema primero se calibró usando perlas fluorescentes dispuestas en diferentes configuraciones dentro de los tubos de vidrio. Entonces, el sistema fue utilizado para corazones murinos postnatales y adulto de la imagen. En primer lugar, el corazón postnatal del ratón era reflejado en 7 días (P7) a la cavidad ventricular, el espesor de la pared ventricular, las estructuras de la válvula y la presencia de trabeculación. En segundo lugar, se realizó un estudio para identificar las células que se diferencian en cardiomiocitos usando un corazón de ratón después del parto en 1 día (P1) con cardiomiocitos Cre-etiquetados y proteína fluorescente amarilla (YFP). Finalmente, fueron imágenes de ratones adultos a los 7,5 meses para observar la presencia de potasio medular externo renal canales (ROMK) después de la terapia de gene8.
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Protocol
Todos los procedimientos que implican el uso de animales han sido aprobados por los comités de revisión institucional (IACUC) en la Universidad de California, Los Ángeles, California.
1. proyección de imagen de configuración del sistema
Nota: Ver figura 1 y figura 2.
- Recuperar láser onda continua (CW) con 3 longitudes de onda: 405 nm, 473 nm y 532 nm. Poner 2 espejos (M1 y M2) 150 mm aparte y alinearlos con sus planos del espejo a 45° a la viga.
Nota: Este paso se realiza para dirigir el láser a la instalación de iluminación de doble cara. El haz resultante estará en la misma dirección que el rayo inicial. - Pasar el rayo a través de un diámetro de 25 mm diafragma iris/agujero de alfiler (PH), un filtro de densidad neutra de 50 mm de diámetro (FDN) con un rango de densidad óptica de 0 - 4.0, un expansor de haz (BE), una raja de 30 mm (S) con la anchura de ~ 0 - 6 mm y un espejo (M3) , todo colocado 150 mm unos de otros. Coloque el espejo con su plano de espejo a 45° a la viga.
- Pasar el rayo a través de un divisor de viga de 50: 50 a 150 mm de M3. Coloque un espejo (M6) 150 mm desde el divisor de viga y alinearlo para que sea su plano de espejo a 45° para la viga que se emite en la dirección de avance. Utilizar la viga reflejada para formar un lado de la hoja de luz de doble iluminación.
- Coloque un espejo (M4) 150 mm desde el divisor de viga y alinearlo para que sea su plano de espejo a 45° para la viga que fue emitida en un ángulo de 90° desde el divisor de viga. Coloque un segundo espejo (M5) 150 mm del M4 y alinearlo para que sea su plano de espejo a 45° a la viga reflejada de M6. Utilizar la viga emitida de M5 para formar el segundo lado de la hoja de luz de doble iluminación.
- Configurar el sistema de iluminación de doble cara de forma simétrica (ver figura 1). Coloque una lente cilíndrica (CL1) [diámetro (d) = 1; longitud focal (f) = 50 mm] 150 mm en línea con el haz emitido desde M5 a un lado y otra idéntica lente cilíndrica (CL2) 150 mm en la viga emitida por M6 en el otro lado de la doble iluminación setu p. Coloque 2 espejos (M7 y M8) cada uno en consonancia con las lentes cilíndricas a distancias de 50 mm para reflejar el haz a 90 °.
- Forman un doblete acromático de un par de lentes. Coloque la primera lente, L1 (d = 1; f = 100 mm), 100 mm de la M7 y la segunda lente, L2 (d = 1; f = 60 mm), 160 mm de L1. Repita que esto en el otro lado de la doble iluminación con lentes idénticas (L3, L4) colocado a la misma distancia de M8.
- Lugar los espejos, M9 y M10, 60 mm de lentes L2 y L4, respectivamente y en consonancia con la viga. Colocar los objetivos de la iluminación, OL1 y OL2 (d = 2; f = 150 mm), 150 mm de la M9 y M10 y de acuerdo con el rayo. El haz emitido desde los objetivos forma la ficha técnica de iluminación para las muestras de la proyección de imagen.
- Utilice una impresora 3D para imprimir el portamuestras de acrilonitrilo butadieno estireno (ABS). Embeber un trozo de vidrio de cubierta [índice de refracción (RI) = 1.4745] a cada lado de la cámara, perpendicular a la viga de la iluminación, para minimizar la disparidad entre el índice de refracción. Colocar uniformemente la cámara entre las vigas de las lentes del objetivo.
- Instalar un microscopio estéreo con 1 X objetivo de aumento y una cámara de semiconductor (sCMOS) científico del óxido de metal complementario perpendicular la iluminación del plano (ver figura 2).
2. proyección de imagen de la calibración del sistema
- Recuperar los granos del poliestireno fluorescentes que son 0.53 μm de diámetro.
- Preparar la muestra de grano fluorescente diluyendo la solución de grano en una solución de correspondencia para índice de refracción (llantas) con bajo-derretir de 1% agarosa señala a 1: 150, 000. Corte un trozo de tubo de vidrio de borosilicato con un diámetro interior de 12 mm y un diámetro exterior de 18 mm a 30 mm de longitud.
Nota: El tubo de vidrio de borosilicato se utiliza para que coincida con el índice de refracción (1,47). - Mezcle la muestra diluida del grano con agarosa al 1% y pipetear la solución de agarosa/grano en el tubo de borosilicato. Permita que la agarosa se solidifique a temperatura ambiente (23 ° C).
- Llene la cámara ABS (de paso 1.7) con una solución de glicerol 99.5%. Coloque el tubo de vidrio borosilicato que contiene los granos dentro de la cámara. Coloque la cámara ABS en el sistema de proyección de imagen que está en el centro de la viga Gaussian creado por el sistema de iluminación dual.
- Coloque una etapa traslación motorizada 3-d en el tubo de vidrio borosilicato para controlar el movimiento y la orientación de la muestra dentro de la cámara ABS (ver figura 1 complementaria).
- Adquisición de imágenes mediante la cámara sCMOS a una velocidad de 30 fotogramas por segundo (fps). Utilizando el controlador del motor, mover la muestra de 1 mm en dirección lateral y adquirir imágenes en cada incremento de 1 mm, usando la cámara sCMOS. Continúe hasta que toda la muestra ha sido reflejada.
- Las imágenes adquiridas mediante un software de visualización de la pila (véase Tabla de materiales). Medir la función de punto de extensión (PSF) del sistema usando estas imágenes de grano. Utilice este PSF para la deconvolución durante el procesamiento de imágenes en pasos posteriores.
3. preparación de la muestra
- Diseccionar el corazón de un ratón de tipo P1 y de doble heterozigótico sarcolipin-Cre knockin ratón con el gen Rosa26 YFP (SlnCre / +; R26reportero YFP / +) en P7.
Nota: La eutanasia fue realizada usando pentobarbital y la técnica descrita por Robbins et al. 10. la disección se realizó según la técnica descrita por el corazón nacional, pulmón y sangre Institute (NHLBI)10,11. - Realizar un producto claro de los corazones de ratón como descrito por Kevin Sung et al. 12.
Nota: Los pasos siguientes deben realizarse en una campana de humos ya que los productos químicos que se utilizan son tóxicos.- Enjuague los corazones 1 x solución salina tamponada con fosfato (PBS) 3 x 10 min. Después de enjuagar, colocar los corazones en una solución de paraformaldehído al 4% e incubar las muestras a 4 ° C durante la noche.
- Coloque las muestras en una solución de acrilamida del 4% que contiene 0.5% w/v de 2, 2'-Azobis diclorhidrato de. Permita que las muestras a incubar a 4 ° C durante la noche. Después de la incubación durante la noche, retire las muestras e incubar a 37 ° C durante 2-3 h.
- Enjuagar las muestras con PBS y luego colocarlos en una solución de 8% w/v sodio dodecil sulfato y el ácido bórico 1.25% w/v. Incubar las muestras a 37 ° C hasta que estén claras. Esto puede tomar varias horas dependiendo del grosor de la muestra. Después de la tala, sacar las muestras y en 1 x solución salina con tampón fosfato para 1 día.
- Preparar un índice de refracción que solución con 40 g de medio de gradiente de densidad no iónicos (véase Tabla de materiales) en 30 mL de tampón de fosfato de 0.02 M (PB), 0,1% Tween-20 y el 0,01% de azida sódica. Llevar la solución a un pH de 7,5 con hidróxido de sodio.
- Coloque la muestra limpia en los bordes con un índice de refracción de 1.46 1.48 y 1% agarosa. Inserte la muestra en tubos de vidrio de borosilicato y permitir que la agarosa se solidifique a temperatura ambiente (23 ° C).
- Coloque una etapa traslación motorizada 3-d en el tubo de vidrio borosilicato para controlar el movimiento y orientación de la muestra dentro de la 3D impreso cámara ABS (ver figura 1 complementaria).
4. proyección de imagen de corazón adulto
- Inyecte 8,7 x 1012 virus de vector de virus adeno-asociado tipo 9 (AAV9) que contiene un promotor específico cardiaco troponin T (cTnT) y la proteína verde fluorescente (GFP) en un volumen de 100 μL en la vena de la cola de un ratón de tipo salvaje de 2 meses (C57BL/6).
Nota: El AAV9 fue desarrollado según la técnica descrita por Yuan et al. 13. esto hace GFP enlazar con el canal medular externo renal del potasio (ROMK) produciendo AAV9-reposo-ROMK-GFP (véase Tabla de materiales). - Diseccionar el corazón de ratón adulto a 7,5 meses de edad según la técnica descrita por el NHLBI11. Preparar las muestras siguiendo pasos 3.1-3.3.
- Conectar el controlador del motor al actuador de motor. Fije el actuador a la tubería de vidrio borosilicato para controlar el movimiento y orientación de la muestra dentro de la 3D impreso cámara ABS.
- Coloque la muestra de modo que está en el centro de la viga Gaussian creado por el sistema de iluminación dual. Adquisición de imágenes con la cámara sCMOS a una tasa de 100 fps.
- Utilizando el controlador del motor, mover la muestra de 1 mm en la dirección axial y adquirir imágenes en cada incremento de 1 mm con la cámara del sCMOS. Continúe hasta que toda la muestra ha sido reflejada.
Nota: El sistema es controlado por un software de control de instrumentos desarrollados a medida. - Las imágenes adquiridas mediante un software de visualización de la pila (véase Tabla de materiales). Desarrollar imágenes 3-d usando las pilas de la imagen y el software de visualización14. Deconvolve el PSF del paso 2.6 con la pila de la imagen adquirida. Defina un valor de intensidad umbral de pixel a observar los contornos del corazón pseudo-color para las imágenes basadas en esta intensidad de escala de grises.
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Representative Results
La técnica descrita aquí utiliza un haz de iluminación de doble cara, combinado con una compensación óptica de las muestras de tejido de corazón de ratón para lograr una profundidad de imagen más profunda y mayor volumen de imágenes con suficiente resolución de imagen (figura 1). Para calibrar el sistema, perlas fluorescentes fueron colocados dentro del tubo de vidrio y dentro del sistema de proyección de imagen. Los granos fueron luego reflejados y visualizados en el plano XY, plano y-z, y en el plano x-z obtener el punto de función (PSF) para el sistema8. La calibración del sistema produce una resolución en la dirección laterallateral d ≈ 2.8 μm y una resolución en la dirección axial de dXZ ≈ 17.4 μm y dYZ ≈ 17.9 cuando se utiliza glicerol como medio empotrar8.
Después de los granos fluorescentes fueron utilizados para la calibración, el sistema de proyección de imagen se utilizó imagen corazones de ratón de 1 día y 7 días después del parto (figura 2)8. Las dimensiones de la cavidad ventricular, las válvulas del corazón y trabeculación ventricular son evidentes en estas imágenes del corazón de ratón. Para estudiar una diferenciación de cardiomiocitos en el corazón, ratones knockin heterozigóticos con cardiomiocitos Cre-etiquetados fueron imagen después del parto. Las imágenes de los cardiomiocitos Cre-etiquetados son en cada dirección del avión junto con una representación 3D del corazón8 (figura 3).
Además de estudiar ratones después del parto, el sistema de proyección de imagen también fue utilizado para estudiar el corazón de ratón adulto. Inicialmente, la terapia génica se utilizó para introducir canales ROMK etiquetadas de GFP en el corazón de ratón. En 7,5 meses, el corazón de ratón era reflejado y estos canales ROMK fueron visualizados en la pared ventricular (figura 4). Este paso en el procedimiento ilustra la capacidad de este sistema de muestras grandes de la imagen y diferenciar las estructuras no vistas con la tinción histológica en el corazón. La figura 4 muestra los canales ROMK de cada dirección de avión junto con una representación 3D del corazón8.
Figura 1 : Diagrama esquemático del sistema de microscopía de fluorescencia luz-hoja. Se trata de una representación de 3 dimensiones del sistema de microscopía de fluorescencia ficha técnica de iluminación, incluyendo las distancias entre los componentes y las longitudes focales de los componentes utilizados en el sistema. Esta figura ha sido modificada desde Yichen Ding et al. 8. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2 : Vista del sistema de microscopía de ficha técnica de iluminación con detección superior. Esta es la vista superior del sistema de microscopía de iluminación de doble cara donde la región azul oscura representa la viga en cada ubicación dentro del sistema. Está incluida una sección ampliada 2 dimensiones que muestra una de las regiones de los dobletes acromáticos y objetivo de la iluminación. Esta sección ampliada muestra también el principio de la formación de la hoja de luz y cómo se combinan las vigas a la iluminación de forma dual-sided. Esta figura ha sido modificada desde Yichen Ding et al. 8. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 3 : Imágenes 3D del corazón murino postnatal. (un) este panel muestra una imagen del corazón de ratón después del parto en el día 7 que muestra la cavidad del ventrículo. (b) este panel muestra una imagen del corazón de ratón después del parto en el día 7 que muestra el espesor de la pared del ventrículo. (c) este panel muestra la imagen del corazón de ratón después del parto en el día 1 que muestra la ubicación de las estructuras de la válvula. (d) esta imagen muestra una sección ampliada desde el corazón de ratón después del parto en el día 1 que muestra los músculos pectinados situado en la aurícula del corazón. (e) esta imagen muestra a trabeculación en el ventrículo del corazón de ratón después del parto en el día 1. Barra de escala: 1 mm. La región en un círculo rojo en el recuadro muestra dos corazones de ratón translúcido después de someterse a la técnica de claridad y se inserta en el tubo de vidrio borosilicato. Esta figura ha sido modificada desde Yichen Ding et al. 8. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 4 : Imágenes de los cardiomiocitos Cre-etiquetados en un ratón postnatal del corazón de cada plano. El corazón de ratón P1 fue fotografiado con cardiomiocitos Cre-etiquetados en cada plano transversal: (a) XY, (b) YZ y (c) XZ. Estas imágenes de corte transversales muestran la presencia de cardiomiocitos Cre-labeled en la aurícula y el ventrículo de ratón P1. (d) las imágenes también se fusionaron para crear una representación 3D del corazón. La región en un círculo rojo en el recuadro muestra dos corazones de ratón translúcido después de someterse a la técnica de claridad y se inserta en el tubo de vidrio borosilicato. Barra de escala: 1 mm. Esta figura ha sido modificada desde Yichen Ding et al. 8. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 5 : Imágenes del corazón de ratón adulto, mostrando los canales ROMK de cada plano. El corazón de ratón era reflejado en 7,5 meses de edad para mostrar la presencia y localización de canales ROMK. El corazón era reflejado en cada plano transversal: (a) XY, (b) YZ y (c) XZ. El valor de escala de grises indica la intensidad óptica dentro de la imagen, con las regiones más ligeras a más intensidad de la luz y las regiones más oscuras correspondientes a menos intensidad de luz. (d) las imágenes también se fusionaron para crear una representación 3D del corazón, y las imágenes originales de la escala eran pseudo coloreadas para que los canales ROMK aparecen verdes. La región en un círculo rojo en el recuadro muestra un corazón de ratón adulto translúcido único después de someterse a la técnica de claridad y se inserta en el tubo de vidrio borosilicato. Barra de escala: 1 mm. Esta figura ha sido modificada desde Yichen Ding et al. 8. haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Suplementario Figura 1: imagen de la cámara ABS con el tubo de borosilicato en la ficha técnica de iluminación del sistema de proyección de imagen. Haga clic aquí para descargar este archivo.
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Discussion
El sistema de LSFM y técnica descrita aquí utiliza un haz de iluminación de doble cara, combinado con una compensación óptica a imagen del corazón de ratón en etapas de su desarrollo postnatales y adulto. Un haz de iluminación única tradicional sufre de dispersión del fotón y la absorción a través de las muestras de tejido más grueso y más grande de1,3. Las vigas de doble cara ofrecen una iluminación más uniforme de la muestra, reduciendo así el efecto de rayas y otros artefactos que se ven a menudo en imágenes producidas por una iluminación unilateral. Esta técnica también aumenta el tamaño de la muestra que puede ser reflejada mediante el ajuste de la posición de las dos vigas Gaussian8. La separación máxima de estas vigas permite proyección de imagen una muestra de tejido de varios milímetros de tamaño, como el corazón de ratón adulto, mientras que una iluminación única limita el tamaño de la muestra a los corazones más pequeños tales como el corazón de pez cebra y Drosophila .
Fluorescencia en los tejidos que no son ópticamente transparentes es más difícil ya que la dispersión de la luz no puede ser uniforme a lo largo de la muestra de tejido. Esto limita la profundidad a la que una muestra puede ser reflejada y la efectividad de la proyección de imagen de fluorescencia. Por esta razón, es común el uso de organismos como el pez cebra, que naturalmente tienen tejido ópticamente transparente5. Sin embargo, para realizar estudios en organismos que no tienen naturalmente piel ópticamente transparente de imagen de la fluorescencia, son técnicas diferentes de compensación óptica que se han desarrollado para eliminar la coloración de los tejidos. Una tal técnica de compensación óptica es claridad, donde el tejido se coloca en un hidrogel, luego se incuba durante un período largo de tiempo y finalmente colocado en una solución de compensación que reduce la cantidad de reflexión y refracción entre la muestra y otros medios de1 ,9. En este estudio, esta técnica fue modificada para reducir la cantidad de compensación de reactivo utilizado y no requieren la adición de las bombas de vacío o de gas de nitrógeno8.
Aunque esta técnica proporciona una resolución mejorada de la imagen para más muestras opacas, hay limitaciones a esta estrategia que se podría mejorar en futuros estudios. Se han realizado estudios adicionales con vigas de Bessel y una excitación no lineal de dos fotones para proporcionar una mejor resolución en profundidad imágenes suficientes15,16. Estos métodos han utilizado actualmente para estudiar modelos cardíacos inferiores pero podrían adaptarse para el estudio de los procesos dinámicos dentro de un embrión en desarrollo. También, cambios en el método de claridad para muestras más grandes de tejido podrían mejorar la eficacia de la proyección de imagen fluorescente al reducir el número de fluoróforos que puede perderse durante la limpieza del proceso8. Recientemente, hemos integrado este sistema LSFM con realidad virtual para aclarar la mecánica cardiaca desarrollo17.
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Disclosures
Los autores no tienen nada que revelar.
Acknowledgments
Los autores desean agradecer a Thao Nguyen y Atsushi Nakano de UCLA para proporcionar la muestra de ratones a la imagen. Este estudio fue apoyado por subvenciones NIH HL118650 (a Tzung K. Hsiai), HL083015 (a Tzung K. Hsiai), HD069305 (y N. C. Chi Tzung K. Hsiai.), HL111437 (a Tzung K. Hsiai y N. C. Chi), HL129727 (a Tzung K. Hsiai), sistema universitario de Texas estrellas financiación (Juhyun Lee).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| CW Laser | Laserglow Technologies | LMM-GBV1-PF3-00300-05 | Excitation of fluorophores |
| Neutral density filter | Thorlabs | NDC-50C-4M | Controls amount of light entering system |
| Achromatic beam expander | Thorlabs | GBE05-A | Expands the beam of light |
| Mechanical slit | Thorlabs | VA100C | Controls width of beam |
| Beam splitter | Thorlabs | BS013 | Forms dual-illumination beam |
| Stereo microscope with 1X objective lense | Olympus | MVX10 | Used for observation of sample |
| ORCA-Flash4.0 LT sCMOS camera | Hamamatsu Photonics | C11440-42U | Used to capture Images |
| Acrylonitrile butadiene styrene (ABS) | Stratasys | uPrint | Material used to 3-D print a sample holder |
| Fluorescent polystyrene beads | Spherotech Inc | PP-05-10 | Used for imaging system calibration |
| Borosilicate glass tubing | Corning | Pyrex 7740 | Tubing for sample embedding |
| Glycerol | Fisher Scientific | BP229-4 | Fill for sample chamber |
| Phosphate-buffered saline | Fisher Scientific | BP39920 | Rinse solution for mouse hearts |
| Paraformaldehyde | Electron microscopy sciences | RT-15700 | First incubation solution |
| Acrylamide | Wako Chemicals | AAL-107 | Mixed with 2,2'-Azobis dihydrochloride for second incubation solution for mouse hearts |
| 2,2'-Azobis dihydrochloride | Wako Chemicals | VA-044 | Mixed with Acrylamide for second incubation solution for mouse hearts |
| Sodium dodecyl sulfate | Sigma Aldrich | 71725 | Mixed with Boric acid for third incubtion solution for mouse hearts |
| Boric acid | Fischer Scientific | A74-1 | Mixed with Sodium dodecyl sulfate for third incubtion solution for mouse hearts |
| Sigma D2158 | Sigma Aldrich | D2158 | Mixed with PB, Tween-20, and Sodium azide as a refractive index matching solution |
| Tween-20 | Sigma Aldrich | 11332465001 | Mixed with Sigma D2158, PB, and Sodium azide as a refractive index matching solution |
| Sodium azide | Sigma Aldrich | S2002 | Mixed with Sigma D2158, PB, and Tween-20 as a refractive index matching solution |
| Adeno-associated virus vector 9 with a cardiac-specific Troponin T promoter tagged with GFP | Vector Biolabs | VB2045 | Expresses GFP when bound to ROMK |
| DC Servo Motor Actuator | Thorlabs | Z825B | Used for movement of sample in axial direction within light sheet |
| K-Cube Brushed DC Servo Motor Controller | Thorlabs | KDC101 | Connects to motor actuator and controls movement of the actuator |
| Amira | FEI Software | N/A | Visualization software for producing 2-D and 3-D images |
References
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