Summary
Este relatório descreve um método rápido e confiável para validar alvos de mRNA de miRNAs celulares. O método usa biotinilado sintético baseado no LNA de ácido nucleico trancado miRNA imita para capturar o alvo do mRNA. Posteriormente, grânulos magnéticos streptavidin-revestidas são empregados para pulldown o alvo mRNA para quantificação por qPCR reação em cadeia da polimerase.
Abstract
MicroRNAs (miRNAs) são uma classe de pequenos RNAs não-codificante que regulam a expressão gênica celular post-transcriptionally. Os MiRNAs ligam a 3' untranslated região (UTR) do alvo do mRNA para inibir a tradução de proteínas ou em alguns casos causar degradação do mRNA. A ligação do miRNA para o 3' UTR do mRNA é mediada por uma sequência de semente 2 – 8 nucleotídeos na extremidade 5' de miRNA de destino. Embora o papel dos miRNAs como moléculas reguladoras celulares está bem estabelecido, identificação dos mRNAs alvo com relevância funcional permanece um desafio. Ferramentas de Bioinformatic têm sido empregadas para prever sequências dentro a 3' UTR de mRNAs como alvos potenciais para vinculação de miRNA. Essas ferramentas também têm sido utilizadas para determinar a conservação evolutiva de tais sequências entre espécies relacionadas na tentativa de prever o papel funcional. No entanto, estes métodos computacionais frequentemente geram resultados falso-positivos e limitam-se a prever canônica interação entre miRNA e mRNA. Portanto, procedimentos experimentais que medem a vinculação direta de miRNA ao seu alvo de mRNA são necessários para estabelecer a interação funcional. Neste relatório, nós descrevemos um método sensível para validar a interação direta entre o miRNA celular miR-125 e o 3' UTR de PARP-1 mRNA. Elaboramos um protocolo em que imita biotinilado-miRNA sintético foram transfectadas em células de mamíferos e o complexo de miRNA-mRNA no celular lisado foi puxado para baixo com grânulos magnéticos streptavidin-revestido. Finalmente, o destino de que mRNA no ácido nucleico puxado para baixo complexo foi quantificada utilizando uma estratégia baseada em qPCR.
Introduction
MicroRNAs (miRNAs) são pequenos RNAs que regulam negativamente a expressão de proteínas1não-codificante. Precursores de miRNA residem em clusters através de muitas regiões do genoma, mais frequentemente nas regiões intergênicas e intrões de2,de genes codificantes de proteínas3. Biogênese dos miRNAs envolvem a transcrição dos pri-miRNAs de miRNA-codificação de genes4. Os pri-miRNAs passam por processamento sequencial, primeiro no núcleo e em seguida no citoplasma para gerar o único encalhado miRNAs maduro4,5. Posteriormente, os maduros miRNAs são incorporados o complexo silencioso induzido por RNA (RISC): um complexo proteína-RNA multiméricas que inclui um membro da família Argonaute de proteínas para alvo reconhecimento4,5, 6,7. MiRNAs maduros no complexo do RISC predominantemente ligar os 3' UTR de alvo mRNAs8,9,10 , mas pode também ligar ocasionalmente na codificação e a região 5' UTR do mRNA10,11 . A ligação de miRNA para o mRNA sequências resultados translacional silencioso12,13,14 e em alguns casos mRNA desestabilização15. Desde que um único miRNA pode direcionar muitos mRNAs, estas moléculas reguladoras estão envolvidas em quase todos os processos celulares e têm sido implicadas em várias doença condições16,17,18.
Conhecimento detalhado de como os miRNAs regulam vias celulares requer a identificação dos mRNAs alvo. Múltiplas plataformas de Bioinformática estão disponíveis para prever miRNA:mRNA putativo interações19,20. Estas previsões dependem de emparelhamento base em Watson-Crick perfeito entre a sequência de semente de nucleotídeos de 2 – 8 da miRNA e uma sequência complementar dentro do alvo do mRNA4,21. Além disso, essas ferramentas geram estrutura secundária de duplex miRNA:mRNA, calcular parâmetros termodinâmicos desta interação molecular e mostram conservação dos sítios de ligação entre espécies para melhorar a relevância funcional do alvo Previsão. Infelizmente, essas ferramentas também tem a limitação de prever alvos falsos positivos, em uma taxa muito alta (~ 27 – 70%)15,22. Mais importante ainda, essas plataformas em silico não reconhecem as interações não-canônicos de miRNAs com seus alvos de23. Portanto, essas análises preditivas são muitas vezes combinados com métodos experimentais para validar alvos funcionalmente relevantes.
Várias abordagens têm sido desenvolvidos para validar experimentalmente a interação miRNA:mRNA. Experimentos genéticos usando miRNA imita, esponjas e inibidores que alteram os níveis de miRNAs na célula fornecem pistas para seu efeito regulador sobre o alvo gene expressão24,25,26. Além disso, o repórter com base em ensaios através de transfeccao co de um clone que contém a região 3' UTR de imita de mRNA e miRNA o alvo ou inibidores em células fornecem evidência da função reguladora de miRNAs26. Enquanto esses métodos são cruciais para estudar a regulação pós-transcricional da expressão gênica por miRNAs, transfecção eficiência e pleotropic os efeitos de alterações nos níveis de miRNA celulares são maiores limitações dessas abordagens genéticas23, 26. Portanto, métodos bioquímicos complementares que sondam a interação direta entre miRNA e seu alvo são empregados para entender melhor a função celular de miRNAs.
Um método amplamente utilizado para estudar a interação direta entre miRNA e seu alvo é a imunoprecipitação do complexo do RISC, seguido de detecção de alvo de mRNA dentro do complexo27,28,29,30 . Recentemente, um método melhorado de armadilha RISC também foi utilizado para identificar alvos de miRNA; -casais estabilização de alvos dentro os intermediários de RNAm-miRNA-RISC com a purificação dos alvos de mRNA. No entanto, estes methodsface os desafios inerentes de interacções não-específicas entre proteínas RNA e RNA-obrigatórias que geralmente são segregadas por compartimentos celulares31,32. Além disso, estes ensaios são dependentes da presença da proteína AGO2 para a imunoprecipitação do complexo RISC.33. Dado que AGO2 não é a única argonaute para mediar as interações miRNA:mRNA eficiente, exclusão de outras argonautes pode levar a resultados tendenciosos34. Portanto, estratégias alternativas são necessários para estudar a ligação direta de miRNA para mRNA.
Neste relatório, elaboramos uma abordagem de uma etapa para sondar a interação direta entre uma miRNA e seu alvo mRNA. Primeiro, a 3' biotinilado trancado ácido nucleico (LNA) miRNA imita é transfectadas em células de mamíferos. Em seguida, o miRNA:mRNA complexo no celular lisado é capturada usando esferas magnéticas cobertas com estreptavidina. O alvo do mRNA vinculado a sua complementar miRNA é quantificado usando qPCR.
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Protocol
1. a transfeccao de 3'-biotinilado miRNA
Nota: Execute as seguintes etapas dentro de uma capa de estéril de fluxo laminar.
- Semente 4 x 105– 5 x 105 HEK-293T células por poço em 2 mL de completam modificado águia médio (DMEM de Dulbecco) [DMEM suplementado com 10% de soro Fetal bovino (FBS) e 1 x antibiótico caneta-estreptococos]. Cultura de células em uma incubadora que defina a 37 ° C, 5% CO2 durante a noite.
- No dia seguinte, verificar a integridade e a aderência das células chapeadas sob um microscópio de luz.
Nota: Certifique-se de que as células têm aderido e alcançou a morfologia apropriada antes de prosseguir para a próxima etapa. As células HEK-293T estão normalmente prontas para transfeccao 18 – 24 h postar chapeamento. - Em um tubo de microcentrífuga estéril 1,7 mL, dilua 75 picomoles de miRNA biotinilado em 200 µ l de media mínimos essenciais. Transfira esta mistura para outra 1,7 mL microcentrífuga tubo contendo lipossomas baseado reagente de transfeccao (8 µ l/poço) diluído em 200 µ l de media mínimos essenciais. Misturar cuidadosamente, mas delicadamente, pipetando e incube por 20 – 25 min à temperatura ambiente para permitir a formação dos complexos do transfection.
- Remova a placa de cultura de 6 pipetando suave a velha mídia e reabastecer a cada poço com 1,6 mL de DMEM completa recentemente preparada (sem 1 x antibióticos caneta-estreptococos).
- Adicione os complexos de transfeccao (de 1,3) drop-wise para as células a placa 6 usando uma pipeta bem calibrada. A placa agitar suavemente o frasco ao adicionar os complexos para garantir a sua distribuição uniforme em toda a placa.
Nota: Este passo é muito crítico para alcançar alta eficiência do transfection e deve ser realizado com cuidado e paciência. - Cultura de células em 37 ° C e 5% CO2 pelo menos 36 h.
2. preparação do Streptavidin revestido grânulos magnéticos — eu
- Resuspenda as esferas magnéticas streptavidin completamente vortexing. Transferi 30 µ l de suspensão de conta (por exemplo) para um tubo de microcentrífuga nuclease-livre de 2 mL.
- Coloca o tubo contendo a suspensão do grânulo no stand separador magnético do grânulo ("ímã" daqui em diante) por 2 min. Depois de garantir que as contas são atraídas para o lado do tubo em contato com o ímã, remova cuidadosamente o sobrenadante utilizando uma micropipeta.
- Adicione 100 µ l de tampão de lavagem do grânulo (10 mM Tris-Cl pH 7,5, EDTA de 0,5 mM, 1 M NaCl) para as contas. Retire o tubo do ímã. Vórtice por 15 s à temperatura para lavar os grânulos.
- Colocar o tubo contendo esferas sobre o ímã por 2 min e cuidadosamente remover e descartar o sobrenadante.
- Repita as etapas 2.3 e 2.4 para um total de três lavagens. Após a etapa de lavagem final, retire o tubo do ímã.
- Adicione 100 µ l de RNase liberando solução (0.1 M NaOH, 0,05 M NaCl) para as contas, misture bem vortexing por 15 s, incubar a temperatura ambiente por 5 min. Coloque o tubo contendo esferas sobre o ímã por 2 min e cuidadosamente remover e descartar o sobrenadante.
- Repita a etapa 2.6 para um total de três vezes.
- Adicionar a solução de ressuspensão do grânulo (0,5 M NaCl) aos talões, vórtice 15 s e incubar a temperatura ambiente por 5 min. Coloque os grânulos ressuspensão sobre o ímã por 2 min e retire com cuidado o sobrenadante.
- Adicione 200 µ l de grânulo obstrui a solução (1 µ g / µ l BSA, 2 µ g / µ l fermento tRNA) para as contas. Mix vortexing suave por 15 s à temperatura ambiente. Incube a 4 ° C, durante 16 h (durante a noite) em tubo multi rotacao.
3. preparação de lisados celulares
- Colheita de células transfectadas HEK-293T por raspagem suave com uma espátula estéril célula dentro do capô laminar e, em seguida, transferir cada amostra para um tubo de microcentrífuga estéril de 2 mL.
- Granule as células raspadas por centrifugação a 1.500 x g por 5 min. resuspenda o pellet em 1X PBS estéril (salina tampão de fosfato), pH 7,2. Centrifugue novamente a 1.500 x g por 5 min obter uma pelota de mídia residual. Imediatamente, mergulhe o tubo contendo a pelota no gelo.
- Preparar o tampão de lise celular completa fresco (150 mM NaCl, 25 mM Tris-Cl, pH 7,5, 5mM DTT, 0,5% IGEPAL, 60 U/mL Superase, 1 x inibidor da Protease).
Nota: Um estoque de tampão de lise celular falta coquetel de inibidor de Protease, Superase e IGEPAL pode ser preparado com antecedência e armazenado à temperatura ambiente. Prepare uma nova fornada de tampão de lise celular completo adicionando os suplementos acima nas concentrações finais recomendadas para a lise celular das ações e armazená-lo em gelo. - Adicionar 260 µ l de tampão de lise celular completa gelada para cada amostra no tubo de microcentrífuga (ou seja, cada tubo de microcentrífuga contém células colhidas de um poço da placa de 6-poços) e ressuspender as células em uma suspensão homogénea pipetando.
- Lisar as células usando o método de congelamento-descongelamento: incubar os tubos a-80 ° C durante 10 a 15 min. Em seguida, permitir que as células para descongelar no gelo.
- Centrifugue a célula resultante lisada a 16.000 x g por 5 min em uma centrífuga de bancada refrigerada a 4 ° C.
- Transfira o lisado celular total apurado para um tubo de microcentrífuga estéril 1,7 mL no gelo. Descarte a pelota.
Nota: O volume final de apagado lisado deve ser ~ 240-250 µ l. - Adicionar 5 M em NaCl para o desmarcado lisado para uma concentração final de 1M e manter as amostras no gelo.
4. preparação dos grânulos magnético Streptavidin — II
- Preparar o tampão de lavagem de suspenso completa fresco (10 mM KCl, 1,5 mM de MgCl2, 10mm Tris-Cl pH 7,5, 5 mM DTT, 1 M NaCl, 0,5% IGEPAL, 60U/mL Superase e coquetel de inibidor de Protease 1x)
Nota: Um estoque de tampão de lavagem de suspenso falta coquetel de inibidor de Protease, Superase e IGEPAL pode ser preparado com antecedência e armazenado à temperatura ambiente. Prepare uma nova fornada de tampão de lise celular completo adicionando os suplementos acima nas concentrações finais recomendadas para a lise celular das ações e armazená-lo em gelo. - Coloque o tubo contendo os grânulos preparados (da etapa 2.9) sobre o ímã 2 min. Retire cuidadosamente e descartar o sobrenadante.
- Adicione 150 µ l de tampão de lavagem gelada de suspenso completa para os grânulos. Vórtice por 15 s e incubar a temperatura ambiente por 30 a 60 s. lugar dos tubos sobre o ímã 2 min. Retire cuidadosamente e descartar o sobrenadante.
- Repita a etapa 4.3 para um total de 3 vezes.
- Resuspenda as contas em 300 µ l de tampão de lavagem completa de suspenso.
5. suspenso de complexos de RNAm-miRNA alvo
- Transferência de 300 µ l do lisado celular (da etapa 3.8) para o tubo de microcentrífuga contendo 300 µ l de grânulos (da etapa 4.5).
- Incube a mistura em um misturador de oscilador por 1h à temperatura ambiente.
- Coloca o tubo sobre o ímã para 5 min. Retire cuidadosamente e descartar o sobrenadante.
- Adicione 300 µ l de tampão de lavagem gelada de suspenso completa para os grânulos. Vórtice por 15 s à temperatura ambiente e coloque o tubo sobre o ímã de 5 min. Retire cuidadosamente e descartar o sobrenadante.
- Repita a etapa 5.4 mais duas vezes.
- Resuspenda as contas em 100 µ l de água livre de nuclease e incubar no gelo.
6. total extração do RNA, síntese de cDNA e qPCR
- Extraia o RNA total da ressuspensa missanga (da etapa 5.6) usando um método adequado (ver Tabela de materiais). Resuspenda o RNA total extraído em 25 µ l de água livre de nuclease. Determine a concentração de RNA e a qualidade usando um espectrofotômetro (absorvância a 260/280). Prepare um estoque de trabalho do RNA em 50 ng / µ l.
- Realizar a síntese do cDNA, em triplica, usando 50 ng do RNA total (da etapa 6.1) usando uma síntese do cDNA apropriado kit (veja a Tabela de materiais) usando as primeiras demão do oligo dT em um volume final de 20 µ l (tabela 1). Em seguida, carga da polimerase dentro do instrumento de qPCR para executar a ciclagem térmica conforme as condições descritas na tabela 2.
-
Executar qPCR em CDNA (da etapa 6.2) usando química SYBR Green (ver tabela de materiais):
- Realize todas as reações de qPCR triplica em um prato fundo bem clara 96 em condições estéreis.
- Alíquota 9 μL de mistura de reacção com o mestre qPCR misturar (ver quadro 3) em cada poço da placa. Em seguida, adicionar 1 µ l do cDNA a cada poço para alcançar um volume final de 10 µ l. selar a placa do PCR usando selador de placa resistente ao calor do PCR e carregar para o instrumento de qPCR
- Execute a ciclagem térmica conforme as condições descritas na tabela 4.
- Normalize os níveis de expressão (valores de Ct) de cada amostra para os níveis de expressão do controle ovos mexido. Use esses valores para calcular prega mudanças na expressão.
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Representative Results
Os MiRNAs regulam processos celulares, ligando-se alvo de mRNAs. Portanto, identificando alvos de mRNA são uma chave para entender a função de miRNA. Aqui, elaboramos um método para identificar o alvo do mRNA de miRNA celular. Este protocolo é adaptado do Wani et al 35 , com a modificação da utilizando biotinilado baseado no LNA miRNA imita a pulldown alvo do mRNA. O uso do LNA-baseado do oligonucleotide imita realça a especificidade da ligação de destino devido a maior estabilidade do anel de ribose modificados sem efeitos tóxicos36,37,38. Utilizamos este método para puxar para baixo o mRNA PARP-1 como o destino de miRNA celular miR-125. O mais alto nível de expressão de miR-125 é detectado no tecido do cérebro que regula a função neuronal39,40. Na tentativa de identificar os alvos da miR-125 em células neuronais, recentemente informou que miR-125 negativamente regula a expressão de PARP-1, ligando-se a 3' UTR de PARP-1 mRNA41.
Pendente de miRNA:mRNA complexo
Usamos as células HEK-293T para estudar a interação entre miR-125 e mRNA de PARP-1, uma vez que estas células são amplamente utilizadas em estudos de biologia molecular e celular, bioquímica. Um esquema do protocolo usado para o destino de mRNA é retratado na Figura 1. Em primeiro lugar, células HEK-293T (4 x 105– 5 x 105 células por poço) foram semeadas durante a noite em uma placa de cultura de tecidos de 6-poços e incubadas a 37 ° C com 5% de CO2 para 18-24 h. Daí em diante, 75 picomoles do imita de miR-125 biotinilado 3' e 3'-biotinilado mexido controles foram transfectadas para as células usando o método de transfeccao lipossoma baseado. Células transfectadas foram incubadas a 37 ° C e 5% CO2 para um adicional 36h e colhidas. Lisados posteriormente celulares de células transfectadas foram preparados pelo método de lise de gelo-degelo. O lisado celular recentemente preparado foram incubado com contas bloqueadas cobertas com estreptavidina magnético em um misturador de bancada superior oscilador por 1h à temperatura ambiente. A seguir, os grânulos foram processados e lavados com recém preparada, tampão de lavagem de suspenso fria como o gelo sobre o separador magnético. Finalmente, os grânulos foram resuspended em 100 µ l de água livre de nuclease para posterior análise.
Deteção do mRNA alvo no suspenso miRNA:mRNA complexo
Para detectar o alvo mRNA de miR-125 da mistura suspenso, utilizamos um ensaio de qPCR (Figura 1). Nós projetamos para diante e reversos primeiras demão (FP e RP) dentro a ORF para amplificar o mRNA de PARP-1 (Figura 2tabela 5b). Também projetamos conjuntos de primers para detecção de mRNA de p53, um destino conhecido de miR-12542, como um controle positivo e incluiu primers para amplificar a actina mRNA como um controle negativo não-específica. Além disso, para confirmar ainda mais a especificidade da amplificação, nós projetamos primers para detectar as regiões 3' UTR de PARP-1, p53 e actina. Realizamos qPCR usando os métodos descritos no protocolo (secção 6).
A Figura 3 mostra a amplificação de qPCR com base de destino do mRNA é em relação a controles mexidos de grânulos purificados. O nível de PARP-1 mRNA foi significativamente maior em amostras puxado para baixo com biotinilado miR-125 imita quando comparados aos controles de ovos mexidos. Como esperado, maiores níveis de mRNA do positivo controlam p53 mRNA e ampliação mínima da actina de controlo negativo que mRNA foi observada nestas amostras. Níveis semelhantes de amplificação foram obtidos utilizando os primers visando a 3' UTR de PARP-1 e p53 em comparação com a actina de controlo negativo (Figura 3B). O qPCR resulta das regiões ORF (Figura 3A) e a 3' UTR regiões (Figura 3B) de mRNA de PARP-1 e p53 mRNA mostrou alguns níveis de variabilidade. Vários fatores, incluindo a afinidade de ligação, o número de locais obrigatórios de miRNA e as diferenças na sequência da primeira demão, amplificação dependente pode contribuir aos níveis variáveis de amplificação na Figura 3. No entanto, estes dados apoio fortemente a viabilidade e a especificidade do método de validação de alvos de mRNA de miRNAs celulares.
Figura 1: representação esquemática do protocolo para o ensaio de captura de destino usando biotinilado-miRNA imita. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: projeto da primeira demão para amplificação de alvos mRNA. Representação esquemática dos primers usados para detectar o alvo mRNA do miR-125. Um conjunto de primers (conjunto eu) foi projetado dentro da região ORF as transcrições e o outro conjunto de primers (conjunto II) foi projetado da região 3' UTR do gene-alvo. FP e RP representam primers direta e inversa para cada conjunto. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: identificação do alvo miR-125 por qPCR. (A) os níveis de mRNA usando primer conjunto I, que amplifica a região ORF do mRNA do alvo. Altos níveis de expressão de PARP-1 e p53 mRNA (controle positivo) foram observados quando comparado a actina mRNA (controle negativo). (B) amplificação 3' UTR região alvo mRNA usando primer conjunto II. Sem amplificação foi observada em nenhum controle de modelo (NTC). Todas as reações foram realizadas em triplica e os dados foram analisados utilizando o software de análise de dados apropriado baseado no método 2-ΔCt . Barras de erro representam o erro padrão da média. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Componente de | Estoque | Volume final de reação de 20 μL |
| Modelo (RNA) | 50 ng / µ l | 1,0 ΜL |
| Amortecedor da reação | 5 x | ΜL 4.0 |
| Cartilha de oligo dT | Estoque de mestre | 2 ΜL |
| Transcriptase reversa | Estoque de mestre | 1 ΜL |
| Água destilada livre de nuclease | - | 12 ΜL |
| Volume total de reação | 20 ΜL |
Tabela 1: mistura de reacção de síntese do cDNA.
| 105 ° C = 30 s |
| 42 ° C = 60 min |
| 95 ° C = 5 min |
| 10 ° C = Hold |
Tabela 2: cDNA síntese ciclismo condições térmicas.
| Componente de | Estoque | Volume final de reação de 10 μL |
| produto de cDNA | - | 1,0 ΜL |
| iTaq mistura Universal SYBR | 2 x | ΜL 5.0 |
| Alvo (ORF/3 ' UTR) F.P. | 10 ΜM | 0,5 ΜL |
| Alvo (ORF/3 ' UTR) R.P. | 10 ΜM | 0,5 ΜL |
| Água destilada livre de nuclease | - | 3 ΜL |
| Volume total de reação | 10 ΜL |
Tabela 3: mistura reacional de qPCR.
| 95 ° C = 10 min |
| 30 ciclos de: |
| 95 ° C = 10 s |
| 56 ° C = 30 s |
| 72 ° C = 30 s |
| Análise da curva de derreter |
| 65 ° C = 31 s |
| Taxa de rampa linear = 0.5 ° C/s |
| Aquisição = intervalos de 0,5 ° C |
Tabela 4: qPCR de condições de ciclagem térmica.
| (A): Biotinylated Oligos | ||
| Biotinlyated Oligos | Estoque | Sequência (5' para 3') |
| tem-miR-125 | 25 ΜM | UCCCUGAGACCCUAACUUGUGA-biotina |
| Controle de ovos mexido | 25 ΜM | GAUGGCAUUCGAUCAGUUCUA-biotina |
| (B) primers | ||
| Alvo primário (ORF) | Estoque | Sequência (5' para 3') |
| PARP-1 (FP) | 100 ΜM | GAGGTGGATGGGTTCTCTGA |
| PARP-1 (RP) | 100 ΜM | ACACCCCTTGCACGTACTTC |
| p53 (FP) | 100 ΜM | TGTGACTTGCACGTACTCCC |
| p53 (RP) | 100 ΜM | ACCATCGCTATCTGAGCAGC |
| ACTINA (FP) | 100 ΜM | GCTCGTCGTCGACAACGGCTC |
| ACTINA (RP) | 100 ΜM | CAAACATGATCTGGGTCATCTT |
| (C) primers | ||
| Alvo primário (3' UTR) | Estoque | Sequência (5' para 3') |
| PARP-1 (FP) | 100 ΜM | ATTGGGAGAGGTAGCCGAGT |
| PARP-1 (RP) | 100 ΜM | CTACCCATCAGCAACTTAGCG |
| p53 (FP) | 100 ΜM | GGCCCATATCTGTGAAATGC |
| p53 (RP) | 100 ΜM | CTGCAGGAAGGCAGGTTTT |
Tabela 5: Nomes do Oligonucleotide e sequências.
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Discussion
Identificação de alvos de mRNA de miRNAs celulares é importante para a compreensão de sua função reguladora. Várias ferramentas computacionais são empregadas para prever alvos com base na complementaridade de sequência de sementes e conservação de alvo sequências19,20. Embora estas ferramentas são valiosas, podem gerar altos níveis de falsos positivos e falsos negativos. Portanto, estas previsões são acoplados com métodos experimentais, tais como imunoprecipitação de RISC complexo e pull-down de complexo de miRNA:mRNA para confirmar a ligação direta de miRNAs para seus respectivos destinos27,31. Este detalhes de relatório uma estratégia experimental que utiliza biotinilado miRNA imita a pulldown alvo do mRNA. Pulldown de biotina pode ser usado para identificação de alvos de miRNA com alta sensibilidade e baixa taxa de falsos positivos35,43. Portanto, esse método também pode ser explorado para identificação de alvos de miRNA por acoplamento triagem baseada na sequência da piscina RNA capturada. No entanto, existem várias limitações para este método44. Sobre-expressão de uma miRNA exógena poderia modificar a rede transcriptional de células, causando alterações consequentes no mRNA que não são devido ao regulamento de miRNA. Estes poderiam ser superados usando quantidades muito baixas de imita para não perturbar miRNA endógena regulamento. Além disso, controles adequados são necessários quando miRNAs são exogenamente expressas para evitar inespecificas. Cuidadosa lavagem e bloqueio de etapas podem efetivamente minimizar o ruído de fundo e aumentar a especificidade de miRNA o alvo. Alguns estudos têm mostrado que modificações de miRNA extremidades 3' ou 5' não são bem tolerados45, no entanto, vários estudos eficientemente usaram biotina com a tag miR-imita como uma ferramenta eficaz para explorar destinos de mRNA.
A outra vantagem deste método é a utilização de LNA-baseado (bloqueado ácido nucleico) miRNA imita. A modificação do ácido nucleico LNA permite a formação de duplex oligonucleotides estável com alta afinidade46,47. Além disso, a personalizado feito biotinilado LNA miRNA imita consiste em três vertentes de RNA. Uma vertente de miRNA de 3'-biotinilado com sequência de acordo com a anotação de miRBase e uma vertente de passageiros complementar para a miRNA que é dividido em duas vertentes de RNA LNA-modificado47. RISC incorpora apenas a vertente de miRNA enquanto o passageiro duas vertentes são rapidamente degradados reforçando assim a especificidade do alvo. Para aumentar a confiança dos nossos achados, incluímos também um alvo validado p53 de miR-125 como um controle positivo e β-actina, que não tem um sítio de ligação do miR-125 em seu mRNA como controlo negativo. Os resultados obtidos com este método com estes controles (Figura 3) mostraram a especificidade da identificação do mRNA alvo. Embora o LNA miRNA imita estabiliza e favorece grandemente pareamento de Watson-Crick base, deve ser salientar que o uso do LNA miRNA imita com rótulo de biotina irá eliminar falsos positivos nem negativos. Além disso, é provável que podem resultar em confirmação das previsões computacionais que não podem ser biologicamente relevantes. Por outro lado, se esse método é associado a sequenciação para identificar alvos de mRNA, falsos negativos podem ser gerados, porque LNA imita favor base canônica de emparelhamento que pode excluir da base não-canônicos emparelhamento de interações que ocorrem com os miRNAs nativos.
O protocolo aqui apresentado é uma adaptação de Wani et al, com várias modificações35. Para reduzir ainda mais o ruído de fundo, temos incorporado de etapas de lavagem extensa, modificado os parâmetros para eficiência de transfeccao, preparação de amortecedor e incubação, pulldown condições e aquisição de dados PCR e análise. Além disso, usamos dois conjuntos de cartilha para amplificar o alvo mRNA depois suspenso, aquele conjunto projetado para amplificar uma região ORF do mRNA e o segundo conjunto de primers para amplificar uma região dentro do 3' UTR do destino-alvo mRNA. Utilização de dois conjuntos de primers melhora a especificidade para o enriquecimento do mRNA alvo.
Deve notar-se que uma limitação deste método é um nível basal de ruído que surge de alvos não-específica. Modificações adicionais tais como melhorias no bloqueio, condições de incubação e lavagem podem fornecer sensibilidade e maior especificidade do alvo. Em resumo, o ensaio descrito neste relatório é um método rápido e confiável que pode ser adotado para validar alvos de mRNA de miRNAs usando um PCR com base em estratégia.
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Disclosures
Os autores declaram não concorrentes interesses financeiros e não financeiros.
Acknowledgments
Este trabalho foi parcialmente financiado pelo National Institutes of Health (NIH) subvenções DA037779 (para J.P.), DA024558, DA30896, DA033892, DA021471, AI22960 e MD007586 (para CD). O trabalho também foi apoiado pelo RCMI Grant G12MD007586, o Vanderbilt CTSA Grant UL1RR024975, a Meharry Translational Research Center (MeTRC) CTSA conceder (U54 RR026140 de NCRR/NIH, o U54 Grant MD007593 de NIMHD/NIH e o centro de Tennessee para AIDS Pesquisa (P30 AI110527).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell line- HEK293T cells | ATCC | CRL-3216 | |
| Heat-inactivated Fetal bovine serum (Hi-FBS) | GIBCO/Thermofisher | 10438-026 | |
| Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) | GIBCO/Thermofisher | 11995-065 | |
| Phosphate buffered saline (PBS) (1x) | GIBCO/Thermofisher | 20012-027 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%) | GIBCO/Thermofisher | 25200-056 | |
| Penicillin-Streptomycin solution (100x) | Cellgro/Mediatech | 30-002-CI | |
| DNase | Ambion | AM2238 | |
| Opti-MEM Reduced serum media | GIBCO/Thermofisher | 3198-088 | |
| Liopfectamine 2000 Transfection reagent | Invitrogen/ Thermofisher | 11668-019 | |
| Biotinylated hsa-miR-125b | Exiqon | 339178/ID-27281622 | |
| Biotinylated scrambled control | Exiqon | 479997-671/ID-714884 | |
| IGEPAL | Sigma-Aldrich | 18896 | |
| Streptavidin Magnetic beads | Pierce | 88816 | |
| Yeast tRNA | Invitrogen/Thermofisher | 15401-011 | |
| Bovine Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A2153 | |
| Potassium chloride (KCl) solution | Sigma-Aldrich | 60142 | |
| Magnesium chloride (MgCl2) solution | Sigma-Aldrich | M1028 | |
| Sodium hydroxide (NaOH) | Sigma-Aldrich | 795429 | |
| Ethylenediamine tetraacetic acid, disodium salt (EDTA) solution, 0.5 M, pH 8.0 | Sigma-Aldrich | E7889 | |
| Dithiothreitol (DTT) | Sigma-Aldrich | 43815 | |
| Superase | Ambion/Thermofisher | AM2694 | |
| Protease Inhibitor cocktail | Sigma-Aldrich | P8340 | |
| RNAse/DNAse free water | GIBCO/Thermofisher | 10977-015 | |
| RNeasy extraction kit | Qiagen | 74104 | |
| iScript-Select cDNA synthesis kit | Biorad | 170-8897 | |
| qPCR Primers | Invitrogen/Thermofisher | ||
| iTaq-Universal SYBR green supermix | Biorad | 172-5120 | |
| DynaMag-Spin Magnet | Invitrogen/Thermofisher | 12320D |
References
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