Summary
Taille d’acinus glandes hypopharyngiennes est une mesure fiable d’infirmière nutrition de miel abeille. Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour la dissection, coloration, imagerie et mesurer les acini de glande infirmière abeille laryngée.
Abstract
Les glandes hypopharyngiennes infirmière produisent la fraction protéique du travailleur et la gelée royale qui est alimentée au développement des larves et des reines. Ces glandes jumelés qui sont trouvent dans la tête de l’abeille sont très sensibles à la quantité et qualité de pollen et de pollen suppléants que l’infirmière abeille consomme. Les glandes deviennent plus petits quand les infirmières sont nourris avec une alimentation déficiente et sont grands lorsqu’ils sont nourris avec une alimentation complète. Taille de glandes hypopharyngiennes infirmière étant un indicateur robuste de nutrition de l’infirmière, il est essentiel que ceux qui étudient le miel abeille nutrition savent comment mesurer ces glandes. Ici, nous fournissons des méthodes détaillées pour disséquer, coloration, imagerie et mesurer les glandes hypopharyngiennes d’infirmière abeille. Nous présentons des comparaisons des tissus incolores et colorées et les données qui ont été utilisées pour étudier l’impact du pollen sur la taille de la glande. Cette méthode a été utilisée pour tester comment alimentation impact sur la taille des glandes hypopharyngiennes mais a utilisation ultérieure pour comprendre le rôle de ces glandes en santé de la ruche.
Introduction
Abeilles à miel sont essentielles pour l’agriculture car ils pollinisent une variété de cultures qui sont consommés par les humains et les animaux. Beaucoup d’attention a été payé au déclin des populations d’abeilles de miel comme stationnaire de pertes de colonies autour de 30-40 % chaque année dans les États-Unis d’Amérique1 et 10 à 15 % en Europe2,3. Plusieurs facteurs, y compris la réduction de l’accès à la haute qualité de fourrage, probable acte ensemble pour nuire à la santé des abeilles miel. Monoculture, la sécheresse, les pratiques non durables de l’apiculture et autres facteurs diminuent la diversité et la quantité de pollen naturel disponible aux colonies4,5. Parce que les abeilles la quasi-totalité de leurs protéines alimentaires et lipides dérivent de pollen, accès réduit au pollen peut limiter sévèrement santé individuelle et de la colonie.
Les glandes hypopharyngiennes sont des structures sécrétrices situés en tête de l’abeille entre les yeux et le cerveau6. Dans des circonstances normales, la trajectoire développementale et fonctionnelle des glandes refléter celle de l’abeille se trouvent bien dans. Environ 5 à 10 jours après la naissance, l’abeille effectue des comportements de soins infirmiers dans la ruche. Dans ce même temps, les glandes hypopharyngiennes atteignent leur taille maximale et la capacité sécrétoire, produisant la fraction de protéine majeure de la couvée alimentaire ou la gelée nourri au développement des larves et autres adultes, tels que la Reine. À cette taille maximale, les glandes ressemblent à une grappe de raisin où chaque raisin est une structure discrète lobe appelée l’acinus (pluriel : acini). Comme l’abeille d’ouvrier ages et prend sur les différentes tâches dans la ruche, les glandes hypopharyngiennes rétrécissement et assumer des fonctions différentes, comme faire tomber les sucres dans le nectar7,8. Les glandes hypopharyngiennes sont donc en corrélation avec l’âge de l’abeille et leur tâche liée à l’âge.
Taille de glandes hypopharyngiennes infirmière est sensible à la quantité et la qualité des protéines dans leur alimentation9,10,11. Lorsque l’infirmière abeilles sont bien nourris, leurs glandes sont grandes. Considérant que les glandes sont petites quand l’abeille est privée de pollen, en particulier dans la première semaine de développement adulte. Afin de déterminer l’état nutritionnel d’une abeille d’infirmière, les chercheurs mesurent généralement les glandes hypopharyngiennes, soit en mesurant directement la glande acinus taille11,12,13,14 ou protéine contenu15,16 ou par la mesure de la protéine contenu11 ou poids frais17 de la tête entière où ils se trouvent. Chaque méthode a ses propres avantages et inconvénients. Nous préférons la résolution obtenue de mesurer les acini des glandes, bien que cette méthode peut être difficile de deux manières principales. Le premier défi consiste à identifier correctement et de disséquer la glande. La seconde est d’obtenir une mesure exacte de chaque acinus. Sous un microscope photonique dissection, les glandes apparaissent blanc transparent ou laiteux et des frontières des acini peuvent être difficiles à définir. Avoir des outils pour mieux définir le bord des acini et d’augmenter la probabilité d’obtenir des mesures précises de la glande est bénéfique à quiconque étudie miel abeille nutrition.
Ici, nous montrons les chercheurs intéressés comment disséquer, Angiome, image et mesurer les glandes hypopharyngiennes afin que des mesures précises de la taille de l’acinus est possible. La méthode que nous décrivons offre aux chercheurs une méthode facile, précise et reproductible pour la réalisation de multiples mesures de glande dans une période relativement courte de temps une fois que l’expérimentateur est suffisamment pratiqué. On pourrait en toute confiance mesurer les glandes de près de 10 personnes en un peu plus d’une heure. Nous offrons des détails sur la méthode et le matériel nécessaire à l’obtention de ces mesures. Les aspects les plus importants des méthodes décrites ci-dessous sont la bonne dissection et coloration des glandes. Bien que nous capturer les images grossies et mesurer les acini avec des logiciels commerciaux, les méthodes que nous présentons peuvent facilement être adaptés à d’autres plates-formes18.
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Protocol
1. dissection et coloration des glandes hypopharyngiennes des travailleurs de l’infirmière
- Faire une plaque de dissection de cire de fondre la cire de réglage froid dans un petit (60 mm x 15 mm) ou un verre de grande taille (100 mm x 15 mm) boîte de Pétri. Laisser refroidir complètement la cire avant d’utiliser la plaque pour les dissections.
- Pour chaque abeille à traiter, préparer 20 µL d’une 01:20 Giemsa solution de travail (01:20 v/v de préparé la coloration de Giemsa dans une solution saline tamponnée au phosphate (PBS : 137 mM NaCl, KCl, 10 mM Na2HPO4, 2,7 mM 1,8 mM KH2PO4)).
ATTENTION : La coloration de Giemsa contient méthanol et est inflammable. Il est toxique si ingéré, inhalé, ou si elle vient au contact de la peau. Il doit être détruit selon les exigences de l’institution locale.
NOTE : Toujours faire une nouvelle solution de travail juste pour la série actuelle d’essai parce que la coloration de Giemsa se dégrade rapidement une fois qu’il est dilué. Jeter la tache diluée si un précipité apparaît. - Pipeter 20 µL Giemsa tache dans les puits des lames de microscope et de 50 à 100 µL solution saline sur le toboggan adjacent au puits.
- Détacher la tête d’une abeille, en utilisant les ciseaux micro-printemps de 10 mm et incorporer la tête face avant vers le haut dans la plaque de dissection de cire à l’aide de pinces et un crayon de cire-sculpture. Épingler la tête vers le bas dans la plaque de cire pour plus de stabilité en insérant des épingles dans les yeux et l’autre dans la bouche.
- À l’aide d’une lame de rasoir tranchant cassable fixée dans un étau de broche, faire un petit (~ 2-3 mm) incision entre les yeux et les mandibules de chaque côté de la plaque frontale. Doucement, exécuter les ciseaux micro sous la têtière et couper le nerf antennaire qui s’étend entre les antennes et le cerveau.
- À l’aide de pinces fines, prenez la plaque frontale de la bouche, renversez-le vers le haut et épingler dans la plaque de cire avec pointe fine pince et d’une broche. Si nécessaire, retirez complètement la plaque frontale.
- Pipeter 20 µL PBS sur la coupe ouvrir la section de la tête.
Remarque : Les glandes peuvent flotter vers le haut à ce stade ou on doit chercher pour eux. Les glandes ressemblent à un collier de perles et sont situés sur le dessus du cerveau si intact. - Utiliser la pointe super fine pince pour retirer délicatement une des glandes hypopharyngiennes (la glande peut se briser, qui l’oblige à être supprimé dans les segments) et transférer immédiatement la glande à la coloration de Giemsa sur la lame de microscope.
- Permettre la glande à incuber dans la solution de Giemsa pendant 5 min et ensuite utiliser des pinces pour transférer la glande au pool de sérum physiologique sur la même lame. Si nécessaire, couper la glande en petits morceaux avec les ciseaux micro.
Remarque : Cela contribue à rendre les glandes se trouvent dans un plan plus plat, ce qui rend plus facile d’obtenir des images claires des acini des glandes.
2. mesurer la hypopharyngiennes Acini des glandes
- Mettez sur le microscope et ouvrez le programme de mesures. Allumez la source de lumière pour le microscope si ce n’est pas déjà sur. 10 X la valeur du grossissement du microscope.
- Trouver les glandes et concentrer l’image agrandie dans l’oculaire, sans l’ordinateur. Augmenter le grossissement à 60 – 80 X et mettre l’image dans l’oculaire.
- Sous l’onglet «acquérir», ajuster et concentrer les glandes sur l’image en direct sur l’ordinateur.
- Image nom/exemple de description de type dans la zone « Nom de l’Image » et cliquez sur « Acquérir l’Image » pour prendre une image des glandes pour davantage de mesures.
- Sélectionnez l’onglet « Analyse » sélectionner la « zone tool » (mis en évidence Supplémentaire Figure1 a) et désélectionner «valeur» sous «Étiquettes», qui sera également désélectionner «unité». Tous les autres paramètres de la valeur par défaut (Supplemental Figure 1 a).
Remarque : Le logiciel étalonne automatiquement les mesures de surface selon le niveau d’agrandissement afin que la zone obtenue à partir d’un grossissement inférieur est le même que celui obtenu à partir d’un grossissement plus élevé. - Mesurer chaque acinus en cliquant en continu ou en permanence maintenant enfoncé le bouton gauche de la souris lors du traçage du périmètre de l’acinus aussi soigneusement que possible. Mesurer au moins 10 acini par abeille.
Remarque : Plus peuvent être nécessaires selon l’expérience (voir la Discussion). Il peut exiger plusieurs images/sections de la glande de trouver assez acini claires, bien orientées pour la mesure. - Une fois tous les acini à partir d’une image unique ont été mesurées, sélectionnez «Créer un rapport». Assurez-vous que les options sont sélectionnées, comme illustré à la Figure supplémentaire 1 b et cliquez sur «Exporter».
- Enregistrez le rapport tel que désiré. Si un fichier a déjà été créé pour l’ensemble des échantillons et des mesures supplémentaires sont ajoutés, vérifiez que le fichier de rapport n’est pas ouvert pour que les nouvelles données sont ajoutées au fichier existant.
- Lorsque vous avez terminé, éteignez la caméra microscope et la source lumineuse. Essuyez le liquide et les glandes enlever les lames de la microscopie et éliminer en toute sécurité de n’importe quel matériel utilisé. Rincer les lames avec de l’eau distillée et essuyer avec éthanol (70 % v/v dans l’eau) pour les réutiliser.
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Representative Results
Glandes hypopharyngiennes ont été disséquées de travailleurs de l’infirmière et visualisées avec et sans tache un grossissement de X 60 à 80 (Figure 1). Dans les tissus sans tache, il est difficile de trouver le bon contraste de pleinement se concentrer et de définir les bords des acini. Le tissu taché, les bords des acini sont affûtées en raison du contraste amélioré entre les tissus colorés et le fond blanc.
Figure 1 : non souillées enregistré (A, B) ou teinté (C, D) glandes hypopharyngiennes des travailleurs d’âge infirmière. Notez que tandis que les glandes sont visibles dans les deux cas, les glandes colorées sont plus précis et donc plus faciles à mesurer. Remarque que le peu ondulés et enroulé de la morphologie de la glande entière se traduit également par différents plans focaux. La glande peut être sectionnée pour empêcher cette situation. Barreaux de l’échelle = 500 µm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Miel abeille travailleurs ont été recueillis à ≤ 18 h après la levée et ont été assignés à deux différents régimes alimentaires : un régime de pollen printemps naturellement présent à Tucson, Arizona, USA mélangé avec du miel ou miel juste avec aucun pollen. Afin de limiter les abeilles à ces régimes tandis que dans la ruche, cages à pression métallique ont été utilisées, comme indiqué dans précédentes études13,14 — limitant les abeilles à une densité d’environ une abeille par centimètre carré. Chaque traitement diététique se répétait dans trois ruches (N = 3). Les abeilles exposées à un régime alimentaire ont été recueillis au 5D et 8d d’âge pour l’analyse de leurs glandes hypopharyngiennes. À l’aide de la dissection, coloration et en mesurant les méthodes décrites ci-dessus, les acini de glandes hypopharyngiennes des ces abeilles ont été mesurées et comparativement (Figure 2). Dans chacun des trois ruches, trois abeilles ont été mesurées pour chaque âge x combinaison de traitement alimentaire. Dix acini ont été mesurées pour chaque abeille. Les mesures des acini ont fait la moyenne pour chaque abeille obtenir une taille moyenne acinus par abeille. Ces valeurs ont ensuite étés pour obtenir une valeur pour l’ère x combinaison de traitement pour cette ruche. Analyse de variance sur les mesures de l’acinus a montré cette diète (F1,8= 2.65, p = 0,001), âge (F1,8 = 10.03, p = 0,013) et l’interaction entre le régime x âge (F1,8= 0,02, p = 0,020) avaient des effets significatifs. Nous avons observé que les glandes hypopharyngiennes a augmenté au fil du temps dans les abeilles qui ont été nourris de pollen, tel que déterminé par un de Tukey HSD. Ce modèle a été démontré précédemment9,11,19. La taille des acini des glandes ne diffère pas entre les 5D et les abeilles 8 jours quand les abeilles ont été privés de pollen.
Figure 2 : tailles glandes hypopharyngiennes des infirmières bien nourris et ceux privés de pollen. Travailleurs ont reçu une diète de pollen et de miel (barres grises) ou une alimentation du miel seul (barres blanches) pendant 5 à 8 jours. Pendant ce temps, les abeilles étaient à l’intérieur de la ruche et mis en cage au miel ou de miel et de pollen. Les acini de glandes hypopharyngiennes ont été mesurés comme décrit ci-dessus. Barres d’erreur représentent l’écart-type pour la taille de l’acinus moyenne échelle trois colonies (N = 3) testé. Trois abeilles ont été mesurées de chaque colonie pour chaque âge de traitement x combinaison de traitement alimentaire. Barres, reliées par un astérisque sont significativement différent les uns des autres selon un Tukey du HSD (α = 0,05). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Abeilles peuvent également être maintenus dans des cages séparées de la ruche et diètes déterminées. Miel abeille travailleurs ont été recueillis à ≤ 18 h après la levée et ont été assignés à des cages de verre acrylique (100 abeilles par cage) avec l’un des quatre régimes alimentaires : une alimentation ne contenant aucun pollen ou un régime alimentaire contenant un des trois Collector bee pollen : pollen « almond » d’une amande monoculture de verger, « désert » pollen provenant du désert de Sonoran contenant un mélange de plantes du désert ou « SE » pollen des colonies situées dans le sud-est des États-Unis, tel que décrit dans Corby-Harris et al. 12. saccharose (50 % p/v), l’eau et le pollen (le cas échéant) ont été fournis ad libitum. Cinq cages ont été construits pour chacun des quatre traitements diététiques, soit un total de 20 cages. À 8 jours d’âge, les glandes hypopharyngiennes des dix abeilles ont été recueillies et mesurées. Dix acini ont été mesurées pour chaque individu. La taille de l’acinus moyen a été calculée pour chaque abeille et ces valeurs sont utilisées pour obtenir une taille moyenne acinus pour chaque cage. Nous avons observé que la taille des glandes hypopharyngiennes est sensible à la présence de pollen dans l’alimentation (pollen versus aucun pollen : t1 = 5,64, p < 0,0001) et le type de pollen fourni (aux amandes vs désert vs pollen SE : F2 148 = 8.06, p = 0,0005 ; La figure 3). Abeilles nourries désert ou amande pollen ont tailles équivalentes de la glande. Abeilles nourries de pollen SE glandes qui étaient plus petits que les abeilles nourries pollen d’amande ou désertique.
Figure 3 : tailles glandes hypopharyngiennes des travailleurs d’âge infirmière nourris trois différents types de pollen ou privés de pollen. Abeilles d’infirmière ont été placées dans des cages après la levée et recevaient une alimentation composée de saccharose seul (aucun pollen) ou saccharose et l’un des trois pollens (amande, désert ou pollen SE) jusqu'à 8 jours d’âge. Barres d’erreur représentent écart-type pour la taille de l’acinus moyenne chez les abeilles échantillonnées dans cinq cages (N = 5). Dix des abeilles ont été échantillonnés et mesurées dans chaque cage pour obtenir une taille moyenne acinus pour la cage et de calculer la variation entre les cages. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Supplémentaire fichier 1 : captures du logiciel de mesure d’écran tout en mesurant les acini des glandes (A) et la création du rapport (B). S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Taille des glandes hypopharyngiennes est sensible à la quantité de protéines et de pollen dans le régime alimentaire et est un marqueur essentiel de l’alimentation chez les jeunes abeilles adultes. Nous démontrons ici, de façon reproductible et peu coûteuse, de disséquer et de mesurer ce tissu. Ces tissus peuvent être difficiles à disséquer, mais avec la pratique, on peut obtenir les dissections nettoyeur de plus en plus avec le tissu relativement intacte. Le principal avantage de la méthode présentée ici est que le tissu est taché, qui permet au chercheur de visualiser clairement les frontières de chaque acinus glande. Sans une tache, les frontières de ces acini sont difficiles à visualiser et à se concentrer au microscope qui diminue la capacité du chercheur à obtenir une mesure exacte acinus. Malgré la facilité de coloration et d’obtenir une image claire pour les acini, plusieurs points critiques sont à considérer afin d’obtenir des mesures précises ; elles sont examinées ci-dessous.
Grandes glandes proviennent d’infirmière bien nourris les abeilles qui sont environ 7 à 10 jours d’âge9,20. Il est toujours plus facile, surtout lors de l’apprentissage à disséquer ces tissus, à la première pratique dissection grandes glandes avant de passer à plus petites glandes car ils peuvent être petits, fragiles et difficiles à disséquer. Les tissus frais permettent également d’obtenir les meilleures dissections. Si on doit congeler l’abeille pour une période de temps avant la dissection, savoir que, plus qu’une abeille est gelée, plus fragile le tissu devienne. Cela peut rendre les dissections problématique. Avec la pratique et pince forte, le chercheur surmontera finalement ces questions. Nous n’avons pas remarqué une différence de coloration entre les tissus frais et surgelés.
Taches fraîches est nécessaire afin d’obtenir une coloration appropriée des glandes. Taches anciennes peuvent s’agglutiner, laissant la tache incapable d’imprégner correctement les tissus. Il est important qu’une tache fraîche disposé en petits lots, toutes les heures environ. Cela assurera un bon contraste entre le tissu et l’arrière-plan sous le microscope, ce qui conduit à des images nettes avec des bords acinus définis. Il est également utile de travailler avec une gamme de dilutions de tache, si la tache ne pas correctement imprègnent le tissu. Nous avons constaté qu’une 01:20 frais travail stock de tache fonctionne mieux, mais les autres dilutions peut également fonctionner si l'on veut une tache plus sombre ou plus claire.
Nous avons utilisé une caméra attachée au microscope à dissection et logiciel disponible dans le commerce pour mesurer et enregistrer les données des acini. L’appareil photo et les logiciels sont un peu coûteux et ne peuvent donc pas être disponibles à tous les laboratoires. Bien qu’il soit nécessaire d’avoir une caméra attachée au microscope à dissection afin d’obtenir l’image et de mesurer les acini il existe plusieurs options de coût inférieures, y compris les logiciels libres18, qui peut être utilisé.
Ici, nous montrons le basic étapes de coloration et de mesurer les acini des glandes hypopharyngiennes, mais soulignent qu’elle jusqu’au chercheur de décider combien acini à mesure, si vous voulez mesurer les acini sur une ou deux glandes et s’il faut mesurer plusieurs zones de chaque glande. Par exemple, afin de détecter des différences plus subtiles entre les traitements expérimentaux, on devrez mesurer plus de 10 acini par glande et plus de 10 abeilles par traitement. Nous n’avons pas remarqué des différences de taille des acini basée sur leurs emplacements sur la glande. Nous constatons également pas toutes les différences dans les tailles des acini qui se trouvent sur les glandes gauche ou à droite. Si le chercheur soupçonne des différences de taille, plusieurs zones des glandes hypopharyngiennes et peut-être les deux glandes doivent être mesurées.
Les chercheurs devraient être en mesure d’obtenir des mesures précises de la taille de glandes hypopharyngiennes utilisant le protocole décrit ici pour dissection et de coloration des tissus de la glande et de mesurer les acini. Avec la pratique, ces mesures peuvent être obtenus assez rapidement, ce qui permet au chercheur de traiter des échantillons multiples en une seule séance. Nous espérons que davantage de chercheurs utiliseront des méthodes exposées ici lorsqu’ils cherchent à mieux comprendre les facteurs qui influencent la taille des glandes hypopharyngiennes et comment ces glandes se rapportent à la santé de la colonie et le comportement individuel.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par des fonds internes de l’USDA-ARS (numéro de projet : 2022-21000-017-00-D). L’ARS/USDA est un employeur d’égalité des chances et le fournisseur.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cool setting wax | Grobet USA | 21.450 | |
| Glass petri dish, small | VWR | 89000-310 | |
| Glass petri dish, large | VWR | 89000-314 | |
| Super Max Wax Pen | Eurotool | PEN-520.00 | |
| Breakable razor blades | Electron Microscopy Sciences | 72004 | |
| pin vise | BioQuip | 4845 | |
| 2A-SA flat/rounded tip forceps | Rubis/BioQuip | 4522 | |
| Fine point forceps | Rubis/BioQuip | 4523 | |
| 5A-SA super fine point forceps | Rubis/BioQuip | 4525 | |
| 10 mm micro spring scissors | BioQuip | 4715 | |
| 3 mm micro spring Vannas scissors | Roboz | RS-5610 | |
| Glass Depression Slides, Single Cavity | GSC International | 4-13057-DZ-12 | |
| PBS tablets | VWR | 97062-730 | |
| Giemsa stain, modified solution | Sigma Aldrich | 32884 | |
| Insect pins | ENTO SPHINX S.R.O. | 02.02 | |
| Leica Applications Suite measurement software | Leica Microsystems | any measurement software, including free software, can be used |
References
- Kulhanek, K., et al. A national survey of managed honey bee 2015-2016 annual colony losses in the USA. Journal of Apicultural Research. 56 (4), 328-340 (2017).
- Jacques, A., et al. A pan-European epidemiological study reveals honey bee colony survival depends on beekeeper education and disease control. PLoS One. 12 (3), e0172591 (2017).
- Zee, R. vd, et al. Results of international standardised beekeeper surveys of colony losses for winter 2012-2013: analysis of winter loss rates and mixed effects modelling of risk factors for winter loss. Journal of Apicultural Research. 53 (1), 19-34 (2014).
- Decourtye, A., Mader, E., Desneux, N. Landscape enhancement of floral resources for honey bees in agro-ecosystems. Apidologie. 41 (3), 264-277 (2010).
- Vaudo, A. D., Tooker, J. F., Grozinger, C. M., Patch, H. M. Bee nutrition and floral resource restoration. Current Opinion in Insect Science. 10, 133-141 (2015).
- Snodgrass, R. E. Anatomy of the Honey Bee. , Comstock Pub. Associates. (1984).
- Winston, M. L. The Biology of the Honey Bee. , Harvard University Press. (1987).
- Johnson, B. R. Division of labor in honeybees: form, function, and proximate mechanisms. Behavioral Ecology and Sociobiology. 64 (3), 305-316 (2010).
- Crailsheim, K., Stolberg, E. Influence of diet, age and colony condition upon intestinal proteolytic activity and size of the hypopharyngeal glands in the honeybee (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 35 (8), 595-602 (1989).
- Pernal, S. F., Currie, R. W. Pollen quality of fresh and 1-year-old single pollen diets for worker honey bees (Apis mellifera L). Apidologie. 31 (3), 387-409 (2000).
- DeGrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Huang, E., Huang, M. H. The effect of diet on protein concentration, hypopharyngeal gland development and virus load in worker honey bees (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 56 (9), 1184-1191 (2010).
- Corby-Harris, V., Snyder, L., Meador, C., Ayotte, T. Honey bee (Apis mellifera) nurses do not consume pollens based on their nutritional quality. PLoS One. 13 (1), e0191050 (2018).
- Corby-Harris, V., et al. Transcriptional, translational, and physiological signatures of undernourished honey bees (Apis mellifera) suggest a role for hormonal factors in hypopharyngeal gland degradation. Journal of Insect Physiology. 85, 65-75 (2016).
- Corby-Harris, V., Jones, B. M., Walton, A., Schwan, M. R., Anderson, K. E. Transcriptional markers of sub-optimal nutrition in developing Apis mellifera nurse workers. BMC Genomics. 15, 134 (2014).
- Sagili, R. R., Pankiw, T., Zhu-Salzman, K. Effects of soybean trypsin inhibitor on hypopharyngeal gland protein content, total midgut protease activity and survival of the honey bee (Apis mellifera L). Journal of Insect Physiology. 51 (9), 953-957 (2005).
- Sagili, R. R., Pankiw, T. Effects of protein-constrained brood food on honey bee (Apis mellifera L.) pollen foraging and colony growth. Behavioral Ecology and Sociobiology. 61 (9), 1471-1478 (2007).
- Hrassnigg, N., Crailsheim, K. Adaptation of hypopharyngeal gland development to the brood status of honeybee (Apis mellifera L.) colonies. Journal of Insect Physiology. 44 (10), 929-939 (1998).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nature Methods. 9, 671 (2012).
- Jack, C. J., Uppala, S. S., Lucas, H. M., Sagili, R. R. Effects of pollen dilution on infection of Nosema ceranae in honey bees. Journal of Insect Physiology. 87, 12-19 (2016).
- Crailsheim, K. The protein balance of the honey bee worker. Apidologie. 21, 417-429 (1990).
