Summary
Hier beschrijven we een protocol voor het meten van de glomerulaire filtratie snelheid (GFR) in bewuste, vrij bewegende muizen met behulp van een monitor transdermaal GFR.
Abstract
Transdermaal analyse van glomerulaire filtratie snelheid (GFR) is een gevestigde techniek die wordt gebruikt ter beoordeling van de nierfunctie in muis en rat modellen van acute nier letsel en chronische nierziekte. Het meetsysteem bestaat uit een verkleinde fluorescentiedetector die direct is aangesloten op de huid op de rug van bewuste, vrij bewegende dieren, en meet de kinetiek van de uitscheiding van de exogene GFR tracer, fluoresceïne-isothiocyanaat (FITC) geconjugeerd sinistrin (een inuline analoge). Dit systeem heeft zijn in detail beschreven in ratten. Meting van de transcutane GFR in muizen kampt echter wegens hun kleiner grootte, extra technische uitdagingen. In dit document bieden we daarom de eerste gedetailleerde praktische gids voor het gebruik van transdermale GFR monitoren in muizen op basis van de gecombineerde ervaring van drie verschillende onderzoekers die deze test in muizen hebben presteert gedurende een aantal jaren.
Introduction
Het gebruik van transkutane GFR monitoren in muizen werd voor het eerst gemeld door Schreiber en collega's in 2012 en werd gevalideerd door het vergelijken van de GFR metingen verkregen met behulp van deze techniek, met resultaten verkregen door rechtstreekse meting van de FITC-sinistrin bolus goedkeuring van seriële bloed monsters1. Tot op heden zijn er 35 collegiaal getoetste publicaties waarin transkutane GFR monitoren hebben gebruikt bij ratten en muizen (een regelmatig bijgewerkte lijst van artikelen en samenvattingen van de conferentie waarin de preklinische GFR-monitor werd gebruikt kan worden gevonden op de MediBeacon website2). Transdermaal GFR metingen bij ratten en muizen is beschreven in een aantal publicaties1,,3,,4,5is, en een video tutorial te tonen het gebruik ervan in ratten gepubliceerd6. Meting in muizen kampt echter met extra technische uitdagingen. Wij bieden hier, de eerste gedetailleerde praktische gids voor het gebruik van transdermale GFR monitoren in muizen.
Er zijn een aantal redenen waarom onderzoekers beginnen om de gunst van het gebruik van transdermale GFR monitoren te beoordelen van de nierfunctie in knaagdier modellen. Transdermaal meting van FITC-sinistrin klaring is aangetoond dat een meer gevoelige en nauwkeurige maat voor nierfunctie in vergelijking met de traditionele parameters van de nierfunctie zoals serum creatinine en bloed ureum stikstof (broodje)7, opleveren 8. Door de uitvoering van een betere evaluatie algoritme, Friedemann en collega's aangetoond dat het systeem precisie vergelijkbaar met de gouden standaard, de constante infusie techniek voor GFR meting3bereikt. Recente studies hebben ook aangetoond dat sequentiële analyse transkutane GFR monitoren gebruikt kan worden gebruikt om te studeren vroeg wijzigingen in zowel de nierfunctie als de functionele herstel na inductie van acute nier schade (AKI) zonder zich te mengen met de dieren bloed volume of hemodynamica, bloed aangezien de bepaling vereist geen sequentiële bemonstering9,10. De mogelijkheid voor het meten van de GFR met hoge precisie en gevoeligheid herhaaldelijk in hetzelfde dier maakt deze techniek aantrekkelijk voor een verscheidenheid van verschillende onderzoeksdisciplines. Transdermaal GFR monitoren zijn door farmaceutische bedrijven gebruikt om te beoordelen van de toxiciteit van nieuwe verbindingen, evenals in de universiteiten voor fundamenteel en translationeel onderzoek.
Protocol
Alle dierproeven werden uitgevoerd volgens lokale richtsnoeren in het Verenigd Koninkrijk en de Verenigde Staten. Experimenten aan de Universiteit van Liverpool werden uitgevoerd onder een licentie die is verleend onder de UK dieren (wetenschappelijke Procedures) Act 1986 en zijn goedgekeurd door de Universiteit van Liverpool ethische commissie. Alle dierproeven uitgevoerd in Vanderbilt University Medical Center werden goedgekeurd door het Vanderbilt institutionele Animal Care en gebruik Comité.
1. voorbereiding van de FITC-sinistrin
- Bereiden van 40 mg/mL FITC-sinistrin in fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS).
Opmerking: Aliquots kunnen worden achtergelaten bij-20 ° C voor verscheidene maanden met geen merkbare afname van de kwaliteit; echter meerdere bevriezen-ontdooien cycli moeten worden vermeden. FITC-sinistrin is lichtgevoelig - houdt de buis beschermd tegen licht. - Bereken het volume van de FITC-sinistrin vereist voor elke muis:
- Weeg elke muis op elke dag van meting.
- De aanbevolen dosis is 0,15 mg FITC-sinistrin per gram lichaamsgewicht.
2. muis voorbereiding
- Aparte kooien voorbereiden door de muizen terwijl ondergaan GFR metingen. Absorberend keukenpapier en een paar pellets van voedsel voorzien.
3. verwijderen van haren uit de muis (1-2 dagen vóór de meting van de GFR)
- Anesthetize van de muis met 3% Isofluraan, en zodra de muis in slaap is, onderhouden anesthesie met 1,5 – 2% Isofluraan, afhankelijk van de snelheid van de ademhaling van de muis. Op een warmte pad plaatst u de muisaanwijzer naar voren gebogen.
- Gebruik een elektrisch scheerapparaat, gaan tegen de richting van de vacht, allermeest naar de vacht van de ene kant van de rug van de muis verwijderen. Scheren van de bovenkant van de achterpoten tot de nek, en tussen de ribben.
- Breng een dunne laag van ontharing crème aan het geschoren gebied met behulp van een wattenstaafje (figuur 1A). Verplaats het wattenstaafje tegen de richting van de vacht om ervoor te zorgen dat de crème zo dicht mogelijk bij de huid mogelijk is toegepast.
- Verwijder de crème na 1 – 3 minuten door het wassen af met katoenen wissers en warm water. Voer de meting niet uit als de huid zeer rood en geïrriteerd na meting lijkt, en herhaal niet ontharing binnen 72 uur om te voorkomen beschadiging van de huid.
4. voorbereiding van de Monitor van de GFR transdermaal
- Gebruik een van de twee formaten van patches die beschikbaar zijn. De eerste is 2,5 x 3 cm,2 in grootte en kan direct worden gebruikt voor metingen bij muizen. De andere patches zijn 6 x 3 cm,2 in grootte en zijn bedoeld om te worden gebruikt in ratten of grotere dieren maar kunnen worden teruggebracht tot een kleiner formaat voor gebruik in muizen.
- Schil de steun van één kant van de patch en de GFR apparaat vasthouden aan de zelfklevende kant, positionering van de LED's precies boven het duidelijke venster.
- Snijd de overtollige lijm patch past de grootte van de batterij en vasthouden van één kant van de patch op de accu.
5. koppelen de transdermale GFR Monitor
- De muis met Isofluraan anaesthetize zoals beschreven in stap 3.1 en plaatst u de muisaanwijzer op een warmte pad naar voren gebogen. Anesthetize muizen alleen voor plaatsing van de monitor van de GFR transdermaal en injectie van FITC-sinistrin; toestaan om te herstellen van anesthesie voor de meting van FITC verval.
- Reinig de vooraf geschoren huid met 70% ethanol. Plaatsen van circa 12 cm van hypoallergene zijde tape onder de muis (figuur 1B; de breedte van de band mag worden verminderd tot 1,5-2 cm dus het is niet te breed voor de muis).
- Plaats de tape zodat slechts ongeveer 2 cm aan de rechterkant van de muis is, en de rest aan de linkerkant is. Vouw de rand van de meer dan één van de rechterkant van tape voor eenvoudige plaatsing en verwijdering na de meting. De links-rechts instructies voor stap 5.3 en 5.6 zijn voor plaatsing van het apparaat aan de rechterkant van het dier en kunnen worden geruild voor plaatsing van het apparaat aan de linkerzijde van het dier indien nodig.
- Sluit de accu aan op het apparaat, de steun van de batterij verwijderen en veilig plaats deze op de top van het apparaat. Het apparaat is klaar voor gebruik en data-acquisitie wordt gestart wanneer de blauwe licht emitterende diodes (LEDs) beginnen te knipperen.
- De steun uit het apparaat verwijderen en plaatsen op de geschoren huid. Plaats het apparaat zodanig dat het venster bloot de LEDs is voorbij de ribben – niet hebt te dicht aan de wervelkolom of de ledematen (Figuur 1 c).
- Beveilig het apparaat met de witte tape. Beveiligen van de rechterkant eerste (Figuur 1 d), strak te verpakken rond alle randen van het apparaat, dan wrap de linkerzijde rond de muis en het apparaat (figuur 1E). In het ideale geval de linker kant van de band alleen betrekking heeft op het apparaat, en de rechterkant eindigt onder de buik van de muis.
- Bevestig de tape door te drukken naast de omtrek van het lichaam van de muis. De band moet worden gehecht, stevig, maar niet strak. Als het te los dan het apparaat zal verplaatsen rond teveel en bewegingsartefacten veroorzaken. Echter, het mag niet zo strak dat het beperkt ademhaling of beweging of te veel druk op de huid zet.
- Laat het apparaat ongewijzigd gedurende 3 minuten vóór de FITC-sinistrin injectie om een stabiele achtergrond lezing worden genomen. In deze tijd, warme de staart met een warmte pad of handschoen gevuld met warm water te bereiden voor staart-veneuze injectie (als u deze route).
6. FITC-sinistrin injectie
- Bereiden een insuline spuit met de berekende hoeveelheid FITC-sinistrin vereist voor injectie (dit kan worden afgerond op de dichtstbijzijnde 10 μL).
- Beheren FITC-sinistrin door de staart ader of retro-orbitaal injectie. FITC-sinistrin moet worden beheerd in een strak maar snelle bolus om te voorkomen dat meerdere pieken op de curve van de goedkeuring. Het is beter om slechts een gedeeltelijke dosis dan om meerdere pogingen tot het beheren van de FITC-sinistrin beheren.
7. het meten van de GFR
- Plaats de muis in een kooi op haar eigen om te herstellen van Isofluraan anesthesie en voor de duur van de meting.
- Observeren van de muis in de kooi voor 1,5 h en verwijder vervolgens het apparaat. Het verwijderen van het apparaat uit de bewuste muis is snel, efficiënt, en over het algemeen goed verdragen door de muis, maar nieuwe gebruikers kunnen verkiezen te anaesthetize de muis voor deze stap.
- Anaesthetize als een optie, de muis met Isofluraan.
- Als de andere optie, plaatst u de muisaanwijzer op het draadrek op de top van de kooi, waardoor de muis te begrijpen van de metalen staven, terwijl het apparaat is verwijderd.
- Trek de tape van de witte pleister van onder de buik in één snelle, vloeiende beweging, en verwijder het apparaat en zwarte gips uit de huid. Wees voorzichtig dat de batterij nog niet uit het apparaat loskoppelen.
- De muis terug naar haar kooi.
8. lezen en evaluatie van de gegevens
- Zorgvuldig het loskoppelen van de accu van het apparaat
- Sluit het apparaat aan op de USB-kabel en sluit de kabel aan op de computer
- Open de lezing-software (Sensor_ctrl_app.exe)
- In volgorde, klikt u op "connect", "Lees", "naam", en "opslaan", sluit het programma
- Verwerken en evalueren van gegevens in de analysesoftware zoals beschreven in de respectievelijke handleiding
Representative Results
In deze sectie presenteren wij representatieve resultaten van het gebruik van de monitor van de GFR transdermaal. De transdermale monitor is gebruikt in een verscheidenheid van muis stammen en modellen van AKI en CKD2.
Figuur 2 toont een representatieve FITC-sinistrin klaring curven in mannelijke BALB/c muizen vóór en na ischemie-reperfusie letsel (IRI) met gelijktijdige contralaterale Nefrectomie. FITC-sinistrin is snel gewist uit de omloop genomen in gezonde muizen (figuur 2A), maar klaring is dramatisch vertraagd in muizen met AKI (figuur 2B, C). Bij muizen met zeer ernstige AKI, er mogelijk niet elke wijziging in de fluorescentie van de FITC-sinistrin tijdens de periode van 90 minuten durende meting, met vermelding van een volledige afwezigheid van de glomerulaire filtratie (figuur 2C).
Transdermaal GFR meting is minimaal invasief en kan worden gebruikt voor het controleren van veranderingen in de nierfunctie in de dezelfde muizen over meerdere tijdstippen. Figuur 3 toont wijzigingen in GFR bepaald door sequentiële transdermaal FITC-sinistrin klaring metingen op basislijn, en 1, 2 en 4 dagen na het inducerende IRI (unilaterale ischemie met gelijktijdige contralaterale Nefrectomie). Gegevens omvat FITC-sinistrin klaring halfwaardetijd (figuur 3A), en GFR (figuur 3B) berekend op basis van de gemeten FITC-sinistrin klaring halfwaardetijd, zoals beschreven door Schreiber et al.1.
In Figuur 4, was chronische nierziekten (CKD) geïnduceerd in mannelijke BALB/c muizen door langdurige eenzijdige IRI gevolgd door vertraagde contralaterale Nefrectomie, als beschreven11uit te voeren. GFR werd beoordeeld door transdermaal FITC-sinistrin goedkeuring op dag 26 na de initiële IRI. De toename van de FITC-sinistrin halfwaardetijd (figuur 4A), en dus de daling in GFR (figuur 4B), geeft aan verminderde nierfunctie bij deze muizen. Deze gegevens tonen aan dat transkutane GFR meting kan worden gebruikt voor het meten van veranderingen in de nierfunctie in muizen met Cementovenstof.
Figuur 5A toont dat FITC-sinistrin half-life nauw met semi-kwantitatieve histologische beoordeling van de tubulaire schade over het volledige bereik van GFR metingen in ongedeerd muizen en muizen met verschillende severities van IRI-geïnduceerde AKI correleert. In tegenstelling, serum creatinine en bloed ureumstikstof (broodje) toonde een positieve maar zwakker correlatie met FITC-sinistrin klaring (figuur 5B, C), die aangeeft dat transkutane GFR metingen een meer betrouwbare maat voor renale opleveren letsel (tubulaire letsel scores) na IRI-geïnduceerde AKI dan ofwel serum creatinine of broodje.
Figuur 1: koppelen van de monitor van de GFR transdermaal. Foto's van ontharen (A), plaatsing van de tape onder de muis (B), plaatsing van het apparaat op de muis van huid (C), en het apparaat beveiligen door inwikkeling van de tape rond de muis en het apparaat (D-E) gelieve Klik hier om te Bekijk een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: voorbeeld FITC-sinistrin klaring curven in mannelijke BALB/c muizen vóór en na ischemie-reperfusie letsel (IRI) met gelijktijdige contralaterale Nefrectomie. Klaring curven op basislijn (A), en een dag nadat IRI chirurgie (B) in de dezelfde muis, die aangeeft verminderde nierfunctie in deze muis. (C) Clearance curve van een meer ernstig gewonde muis een dag na de operatie van het IRI. Er was geen goedkeuring van de FITC-sinistrin tijdens de meetperiode, met vermelding van nierfalen. Zwarte gegevenspunten vertegenwoordigen onbewerkte gegevens, blauwe lijnen vertegenwoordigen de 3-vaks pasvorm en groene lijnen vertegenwoordigen 95%-betrouwbaarheidsintervallen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3: mannelijke BALB/c muizen, leeftijd 8-10 weken onderging unilaterale ischemie met gelijktijdige contralaterale Nefrectomie (n = 5). GFR werd beoordeeld op basislijn en dagen 1, 2 en 4 na de operatie en in vergelijking met controle sham bediende muizen (n = 5). FITC-sinistrin halfwaardetijd in (A) werd gebruikt, samen met het lichaamsgewicht van de muizen, voor het berekenen van de GFR in (B). Gegevenspunten vertegenwoordigen individuele dieren en foutbalken vertegenwoordigen gemiddelde en standaardafwijking. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 4: mannelijke BALB/c muizen leeftijd 8-10 weken onderging unilaterale ischemie met vertraagde contralaterale Nefrectomie op dag 8 (n = 5). GFR werd beoordeeld door op dag 26 en werd vergeleken met gezonde besturingselement leeftijd-matched muizen (n = 5). FITC-sinistrin halfwaardetijd in (A) werd gebruikt, samen met het lichaamsgewicht van de muizen, voor het berekenen van de GFR in (B). Gegevenspunten vertegenwoordigen individuele dieren en foutbalken vertegenwoordigen gemiddelde en de opgegeven standaarddeviatie. Buisvormige letsel werd 0-50 op basis van de mate van vorming van necrose en gegoten door een geblindeerde waarnemer (LR) gescoord op periodieke Zure Schiff-gebeitste nier secties. Deze methode werd aangepast van Wang en collega's12. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 5: correlatie van drie maatregelen van functie/nierschade (histologische evaluatie van buisvormige letsel (n = 39), serum creatinine (n = 30) en bloed ureumstikstof (broodje) (n = 30)) met FITC-sinistrin klaring (halfwaardetijd). Mannelijke BALB/c muizen onderging verschillende perioden van unilaterale renale stam klemmen (25-45 min) of sham chirurgie, met gelijktijdige contralaterale Nefrectomie voor het opwekken van verschillende ernst van AKI en nierfunctie parameters en histopathologisch onderzoek werden beoordeeld op dag 4 na IRI. De buisvormige letsel score toonde een sterke positieve correlatie met FITC-sinistrin klaring (A; R2 = 0.88), terwijl het serum creatinine (B) en BUN (C) beiden bleek positieve maar zwakker correlatie met FITC-sinistrin klaring (R2 = 0.64 en 0.52, respectievelijk). Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Discussion
Dit manuscript en de begeleidende trainingsvideo bieden praktische richtsnoeren voor het gebruik van transdermale GFR monitoren in muizen. De belangrijkste stappen in de procedure zijn de juiste bevestiging van het apparaat op het dier de rug, en veilig verpakken van de tape rond de buik. De beste positie is enigszins links of rechts op de middellijn, over de ribbenkast. De patch en apparaat moeten stevig worden bevestigd op de huid, maar ze moeten niet zo strak dat ze ademhaling beperken, beweging, of invloed op de doorbloeding van de huid onder het apparaat, omdat dit tot defect/onnauwkeurige metingen leiden zou. Bovendien, aangezien toezicht in bewuste muizen gebeurt nadat ze zijn hersteld van anesthesie, corrigeren plaatsing van het apparaat van de kant van het lichaam met laagste interferentie van verkeer resultaten in transdermaal metingen met weinig bewegingsartefacten. Om deze reden is het belangrijk dat het apparaat niet wordt gebracht te dicht bij de bovenste ledematen zodat de muizen hun schouders zich vrij kunnen bewegen.
Het is belangrijk om het ontharen van de muizen één tot twee dagen vóór de meting van de GFR, zoals ontharing is van invloed op de meting van de FITC-sinistrin van mijnen, met voorlopige gegevens waaruit blijkt dat ontharing onmiddellijk vóór de meting van transdermale GFR verhoogt de schijnbare halfwaardetijd van FITC-sinistrin. Het mechanisme hiervoor is onbekend. Daarom, om betrouwbare metingen over meerdere tijdstippen en tussen experimenten, is het raadzaam om te ontharen van de muizen op voorhand, zodat de huid om te herstellen van dit proces voordat u verdergaat met metingen van de GFR. Ontharing crème moet niet worden toegepast op het zelfde gebied van huid binnen 72 uur van een voorafgaande aanvraag om chemische schade aan de huid te voorkomen. In veel gevallen, de uitgroei van bont duurt verschillende dagen of tot een week, en dus opnieuw toepassing van ontharing crème binnen 72 h gemakkelijk vermeden worden.
Omdat omhoog tot 50% van het serum creatinine wordt uitgescheiden door het buisvormige gedeelte in muizen13, en omdat er is toegenomen reabsorptie van ureum uit de renale tubuli wanneer muizen zijn uitgedroogd14, zijn serum creatinine en BUN slechte markeringen van de nierfunctie. Echter, vanwege hun gemak blijven deze testen worden gebruikt als de belangrijkste maatregel van de nierfunctie in preklinische studies van AKI en CKD in muizen. Echter in overeenstemming met de belangrijke bijdrage van tubulaire secretie aan uitscheiding van creatinine in muizen met normale of bijna normale nierfunctie13, serum creatinine toonde weinig correlatie met FITC-sinistrin goedkeuring op hoge klaring tarieven (lage Half-life FITC-sinistrin), die aangeeft dat creatinine is een ongevoelig maat voor nierfunctie in muizen met milde nier schade. In tegenstelling, terwijl BUN goed met FITC-sinistrin mijnen in muizen met milde nierfunctiestoornis correleert, is er slechte correlatie tussen BUN en FITC-sinistrin mijnen in muizen met meer ernstige nier schade (hoge FITC-sinistrin half-life). Dit wordt waarschijnlijk veroorzaakt door de effecten van ureum reabsorptie uitdroging in zieke dieren met ernstige nier schade is gekoppeld.
Een groot voordeel van de transdermale GFR meting, in vergelijking met alle andere bolus goedkeuring of constante infusie technieken voor de meting van de GFR, is dat het niet nodig zorgvuldig getimede bloed- of urinetests collecties. Deze kunnen bijzonder uitdagende in muizen zijn zoals ze lage totale bloed volumes en urine uitvoer ten opzichte van de ratten hebben. Bovendien, muizen moeten worden behandeld, alleen voor de bevestiging van het apparaat en de injectie, maar niet voor meerdere venipunctures, zoals vereist voor klassieke bolus klaring experimenten15. Bovendien, de duur van de verdoving is kort, en als zodanig is het mogelijk metingen uit te voeren herhaaldelijk in individuele muizen na verloop van tijd. De frequentie waarmee voornamelijk metingenmogen hangt af van de gezondheidsstatus van de muizen, de onderzoeker van aptitude voor intraveneuze injecties en lokale institutionele regelingen op herhaalde verdoving sessies. In gezond, ongedeerd muizen, transdermaal GFR metingenmogen dagelijks, met minimale of geen nadelige effecten op de muis. Echter gewonde muizen die lijden aan AKI of Cementovenstof zijn onwaarschijnlijk te tolereren herhaalde verdoving sessies evenals de gezonde muizen, en dus de frequentie van de metingen moet worden verlaagd.
De belangrijkste beperking van transdermale GFR meting, ten opzichte van de bolus klaring methoden voor het meten van de GFR in muizen is dat de uitscheiding kinetiek alleen als de verandering in intensiteit van de relatieve fluorescentie na verloop van tijd, en niet als absolute tracer concentraties worden gemeten. Vanwege dit is het alleen mogelijk om te meten de constante tarief van de enkele exponentiële afname van de uitscheiding kinetische, dat een zeer nauwe schatting van de GFR genormaliseerd op extracellulaire volume16 is. Als u GFR uitdrukken in mL/min., heeft het extracellulaire volume van het dier worden geraamd met behulp van een conversiefactor die werd opgericht in voorafgaande studies waarin gelijktijdige metingen van de plasmaconcentraties van FITC-sinistrin werden uitgevoerd1. Echter, deze conversiefactor kunnen niet correct inschatten extracellulaire vloeistof volumes even goed in alle muizen, omdat vloeibare volume kan worden beïnvloed door een aantal externe factoren, met inbegrip van leeftijd, geslacht, hydratatie status (die kan worden beïnvloed door de chirurgische interventies evenals nier schade), en het gewicht van17. Echter, in tegenstelling tot de bolus toediening methode voor de beoordeling van de GFR in muizen, transcutane GFR meting is onderworpen aan minder variabiliteit van de exploitant-afhankelijke als het niet wordt beïnvloed door de dosering fouten of fouten in timing van bloed collecties.
Een andere beperking van de transcutane meettechniek van GFR is dat basislijn signaal verschuivingen kunnen optreden in de loop van de meting te wijten aan het bleken van de huid fluorophores en de narcose voor apparaat gehechtheid en tracer injectie nodig. Deze beperking werd aangepakt door Friedemann en collega's door de uitvoering van een correctie algoritme3. De implementatie van dit algoritme leidden tot een verbetering van de precisie van de transdermale techniek vergelijkbaar met de techniek van een constante infusie van GFR beoordeling.
Een vaak gestelde vraag is of huidpigmentatie in verschillende muis stammen de transdermale FITC-sinistrin klaring treft. Huidpigmentatie vermindert de FITC-sinistrin signaal intensiteit aangezien donkere pigmenten absorbeert de excitatie van de blauwe en de groene emissie signalen uit metingen van de FITC-sinistrin. Echter de uitscheiding van FITC-sinistrin is onafhankelijk van de totale signaal intensiteit. Bovendien, terwijl de gemeten signaal lager is, het signaal van de achtergrond is ook lager in gepigmenteerde muizen. Omdat het signaal van de achtergrond een mengsel van autofluorescence van huid fluorophores en reflectie van het licht excitatie is, hebben we ontdekt dat de achtergrond-aan-maximale signaalverhouding vergelijkbare of zelfs betere, in gepigmenteerde dieren. Bovendien bewegingsartefacten, die worden veroorzaakt door blootstelling van de omliggende huid te licht gereflecteerd, in gepigmenteerde muizen zijn verlaagd, aangezien het gereflecteerde licht wordt ook geabsorbeerd door gepigmenteerde huid.
Kortom, kan de techniek die wij hebben ingediend nauwkeurige meting van de GFR in bewuste, vrij bewegende muizen voor alle huidtypes. Als de techniek onafhankelijk van bloedmonsters is, kan het worden gebruikt herhaaldelijk op hetzelfde dier voor longitudinale waarnemingen in CKD modellen, evenals voor het meten van de snelle veranderingen van GFR die na de inductie van AKI optreden.
Disclosures
D S-K, JF en YS zijn medewerkers bij MediBeacon GmbH, de fabrikant en distributeur van de monitor van de GFR transdermaal.
D S-K en JF zijn uitvinders op octrooien en octrooiaanvragen voor de voorgestelde technologie.
Acknowledgments
Dit werk werd gesteund door de Vanderbilt-Center voor de ziekte van de nieren (VCKD), en werd gedeeltelijk gefinancierd door de volgende subsidies: DOD PR161028 en R01DK112688 (Mark de Caestecker)
Wij erkennen steun aan LS, PM en BW door het MRC, EPSRC en BBSRC-gefinancierde UK regeneratieve geneeskunde Platform "Veiligheid en werkzaamheid, scherpstellen op Imaging technologieën Hub" (heer/K026739/1).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Transdermal GFR monitor (comes with 1 device, 2 batteries and 1 charger) | MediBeacon GmbH | TDM-MH001 | Reading software: MPD Lab; Analysis software: MPD Studio |
| Additional Batteries | MediBeacon GmBH | PWR-BT0001 | |
| Attachment patches | MediBeacon GmbH | small: PTC-SM001; large: PTC-LG001 | |
| FITC-sinistrin | MediBeacon GmbH | FTC-FS001 | |
| Hypoallergenic silk tape | e.g. Durapore (1538-2), or Kendall (7138C), or Leukosilk (01032-00) | ||
| Anaesthesia chamber, isoflurane, oxygen | |||
| Heat pad | |||
| Electric shaver | |||
| Depilatory (hair removal) cream | e.g. Veet or Nair | ||
| Cotton buds | |||
| Cotton swabs | |||
| Timer | |||
| Scales | |||
| 70% ethanol wipes |
References
- Schreiber, A., et al. Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 303 (5), F783-F788 (2012).
- MediBeacon. Related Publications. , Available from: http://www.medibeacon.com/preclinical/publications/ (2018).
- Friedemann, J., et al. Improved kinetic model for the transcutaneous measurement of glomerular filtration rate in experimental animals. Kidney International. 90 (6), 1377-1385 (2016).
- Schock-Kusch, D., et al. Reliability of transcutaneous measurement of renal function in various strains of conscious mice. PLoS One. 8 (8), e71519 (2013).
- Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney International. 79 (11), 1254-1258 (2011).
- Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents. Journal of Visualized Experiments. (109), 53767 (2016).
- Cowley, A. W. Jr, et al. Progression of glomerular filtration rate reduction determined in conscious Dahl salt-sensitive hypertensive rats. Hypertension. 62 (1), 85-90 (2013).
- Scarfe, L., et al. Measures of kidney function by minimally invasive techniques correlate with histological glomerular damage in SCID mice with adriamycin-induced nephropathy. Scientific Reports. 5, 13601 (2015).
- Lazzeri, E., et al. Endocycle-related tubular cell hypertrophy and progenitor proliferation recover renal function after acute kidney injury. Nature Communications. 9 (1), 1344 (2018).
- Street, J. M., et al. The role of adenosine 1a receptor signaling on GFR early after the induction of sepsis. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 314 (5), F788-F797 (2018).
- Skrypnyk, N. I., Harris, R. C., de Caestecker, M. P. Ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (78), (2013).
- Wang, W., et al. Endotoxemic acute renal failure is attenuated in caspase-1-deficient mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 288 (5), F997-F1004 (2005).
- Eisner, C., et al. Major contribution of tubular secretion to creatinine clearance in mice. Kidney International. 77 (6), 519-526 (2010).
- Bankir, L., Yang, B. New insights into urea and glucose handling by the kidney, and the urine concentrating mechanism. Kidney International. 81 (12), 1179-1198 (2012).
- Qi, Z., et al. Serial determination of glomerular filtration rate in conscious mice using FITC-inulin clearance. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 286 (3), F590-F596 (2004).
- Peters, A. M. The kinetic basis of glomerular filtration rate measurement and new concepts of indexation to body size. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 31 (1), 137-149 (2004).
- Chapman, M. E., Hu, L., Plato, C. F., Kohan, D. E. Bioimpedance spectroscopy for the estimation of body fluid volumes in mice. American Journal of Physiology - Renal Physiology. 299 (1), F280-F283 (2010).
