Summary
Hier beschreiben wir ein Protokoll zur Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) in dem Bewusstsein, frei beweglichen Mäuse mit einem transdermalen GFR Monitor.
Abstract
Transdermale Analyse der glomerulären Filtrationsrate (GFR) ist eine etablierte Methode, die verwendet wird, um die Nierenfunktion bei Maus und Ratte Modelle des akuten Nierenversagens Verletzungen und chronischen Nierenerkrankung zu beurteilen. Das Messsystem besteht aus einem miniaturisierten Fluoreszenz-Detektor, der direkt auf der Haut auf der Rückseite des bewussten, frei beweglichen Tieren befestigt, und misst die Ausscheidung Kinetik der exogenen GFR Tracer, Fluorescein-Herstellung (FITC) Konjugierte Sinistrin (eine analoge Inulin). Dieses System wurde in Ratten ausführlich beschrieben. Messung der Transkutane GFR bei Mäusen stellt jedoch aufgrund ihrer geringeren Größe, weitere technische Herausforderungen. In diesem Papier stellen wir daher die erste detaillierte praktische Leitfaden für die Verwendung der transdermalen GFR Monitore bei Mäusen, die basierend auf der Erfahrung von drei verschiedenen Forschern, die dieser Assay über etliche Jahre bei Mäusen durchgeführt haben.
Introduction
Die Verwendung von Transkutane Monitore bei Mäusen wurde erstmals im Jahr 2012 von Schreiber und Kollegen berichtet und wurde durch den Vergleich der GFR Messungen mit dieser Technik validiert GFR mit erhaltenen Ergebnisse durch direkte Messung der FITC-Sinistrin Bolus Abstand serielle Blutproben1. Bisher wurden 35 Peer-reviewed Publikationen in die Transkutane GFR Monitore bei Ratten und Mäusen benutzt worden (eine regelmäßig aktualisierte Liste der Zeitschriftenartikel und Conference Abstracts in der präklinische GFR-Monitor verwendet wurde finden Sie unter der MediBeacon Website (2). Transdermale GFR Messungen bei Ratten und Mäusen ist beschrieben worden, in einer Reihe von Publikationen1,3,4,5, und ein video-Tutorial zeigt seine Verwendung bei Ratten wurde veröffentlicht6. Messung bei Mäusen stellt jedoch zusätzliche technische Herausforderungen. Hier bieten wir die erste detaillierte praktische Anleitung zur Nutzung der transdermalen GFR Monitore bei Mäusen.
Es gibt eine Vielzahl von Gründen, warum Ermittler beginnen, die Verwendung von transdermalen GFR Monitore zur Bewertung der Nierenfunktion bei Nager-Modelle bevorzugen. Transdermale Messung der FITC-Sinistrin Abstand hat sich gezeigt, eine sensible und genaues Maß der Nierenfunktion im Vergleich zu den traditionellen Parameter der Nierenfunktion wie Serum Kreatinin und Blut Harnstoff Stickstoff (BUN)7zur Verfügung zu stellen, 8. Durch die Implementierung einer verbesserten Auswertealgorithmus, Friedemann und Kollegen gezeigt, dass das System vergleichbar mit dem Gold-Standard, die Konstante Infusion Technik für GFR Messung3Präzision erreicht. Neuere Studien haben auch gezeigt, dass sequenzielle Analyse mit Transkutane GFR-Monitore verwendet werden, um frühe Veränderungen in Nierenfunktion sowie Funktionelle Wiederherstellung nach Induktion des akuten Nierenversagens Verletzungen (AKI) zu studieren, ohne zu stören die Tiere Blut Volumen oder Hämodynamik, blood da der Test nicht sequenzielle erfordert Sampling9,10. Die Fähigkeit, GFR mit hoher Präzision und Sensibilität wiederholt im selben Tier Messen macht diese Technik für eine Vielzahl von verschiedenen Forschungsdisziplinen attraktiv. Transdermale GFR Monitore wurden von pharmazeutischen Unternehmen zur Bewertung der Toxizität der neuartige Substanzen sowie in Universitäten für Grundlagen- und Translationale Forschung.
Protocol
Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit lokalen Richtlinien in Großbritannien und den USA durchgeführt. Experimente an der University of Liverpool wurden unter einer Lizenz bewilligt unter dem britischen Tiere (wissenschaftliche Verfahren) Act 1986 durchgeführt und wurden von der Ethikkommission der Universität Liverpool genehmigt. Alle Tierversuche durchgeführt am Vanderbilt University Medical Center wurden von der Vanderbilt institutionelle Animal Care und Use Committee genehmigt.
1. Vorbereitung der FITC-sinistrin
- 40 mg/mL FITC-Sinistrin in Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) vorzubereiten.
Hinweis: Aliquote können bei-20 ° C für mehrere Monate keine spürbaren Rückgang der Qualität gespeichert werden; jedoch mehrere Gefrier-tau-Zyklen sollte vermieden werden. FITC-Sinistrin ist lichtempfindlich - halten Sie das Rohr vor Licht geschützt werden. - Berechnen Sie das Volumen der FITC-Sinistrin für jede Maus erforderlich:
- Wiegen Sie jede Maus an jedem Tag der Messung.
- Die empfohlene Dosis beträgt 0,15 mg FITC-Sinistrin pro Gramm Körpergewicht.
(2) Maus-Vorbereitung
- Bereiten Sie separate Käfige für die Mäuse während GFR Messungen unterziehen. Bieten Sie saugfähiges Papierhandtücher und ein paar Pellets von Lebensmitteln.
3. Entfernen von Haaren aus der Maus (1-2 Tage vor der GFR-Messung)
- Betäuben Sie die Maus mit 3 % Isofluran zu, und sobald die Maus schläft, pflegen Sie Anästhesie mit Isofluran 1,5 – 2 %, abhängig von der Atemfrequenz der Maus. Platzieren Sie den Mauszeiger auf ein Heizkissen anfällig.
- Verwenden Sie einen elektrischen Rasierer, gegen die Richtung des Fells, um die meisten des Fells von einer Seite der Maus zurück zu entfernen. Rasieren Sie vom oberen Rand der Hinterbeine bis zum Hals und in die Rippen.
- Dünn auftragen der Enthaarung Creme auf den rasierten Bereich mit einem Wattestäbchen (Abbildung 1A). Verschieben Sie die Wattestäbchen gegen die Richtung des Fells um sicherzustellen, dass die Creme so nah an der Haut wie möglich angewendet wird.
- Entfernen Sie die Creme nach 1 – 3 min von Wattestäbchen mit warmem Wasser abwaschen. Führen Sie die Messung nicht, wenn die Haut sehr rot und gereizt nach der Messung erscheint und Epilation innerhalb von 72 h zur Vermeidung von Schäden der Haut nicht wiederholen.
4. Vorbereitung des transdermalen GFR Monitors
- Verwenden Sie eine der beiden Größen von Patches, die verfügbar sind. Die erste ist 2,5 x 3 cm2 groß und für Messungen bei Mäusen direkt genutzt werden kann. Die anderen Patches sind 6 x 3 cm2 in der Größe und in Ratten oder größere Tiere verwendet werden sollen aber können auf eine kleinere Größe für den Einsatz in Mäusen geschnitten werden.
- Entfernen Sie der Schutzfolie von einer Seite des Pflasters und kleben Sie der GFR-Gerät auf der Klebeseite, Positionierung der LEDs genau über das klare Fenster.
- Schneiden Sie die überschüssige Pflaster passen die Größe der Batterie und halten Sie eine Seite des Pflasters an die Batterie.
5. Anbringen des transdermalen GFR Monitors
- Betäuben Sie die Maus mit Isofluran, wie unter Punkt 3.1 beschrieben, und platzieren Sie den Mauszeiger auf ein Heizkissen anfällig. Betäuben Sie Mäuse nur für die Platzierung des transdermalen GFR Monitors und Injektion von FITC-Sinistrin; erlauben Sie, um aus der Narkose für die Messung der FITC Verfall zu erholen.
- Reinigen Sie die Pre-rasierte Haut mit 70 % Ethanol. Ca. 12 cm hypoallergen Seide Band unter der Maus platzieren (Abbildung 1 b; die Breite des Bandes auf 1,5 – 2 cm reduziert werden sollte, damit es nicht zu breit für die Maus ist).
- Positionieren Sie das Band, so dass nur ca. 2 cm ist die Maus rechts auf, und der Rest auf der linken Seite ist. Über eine Kante auf der rechten Seite des Bandes für die einfache Platzierung und Entfernung nach der Messung. Die Links-rechts-Anweisungen für Schritte 5.3 und 5.6 sind für Gerät Platzierung auf der rechten Seite des Tieres und können bei Bedarf für die Platzierung der Geräte auf der linken Seite des Tieres ausgetauscht werden.
- Schließen Sie den Akku an das Gerät, entfernen Sie das Schutzpapier von der Batterie und legen Sie es sicher auf dem Gerät. Das Gerät ist einsatzbereit und Datenerfassung beginnt, wenn die blauen Leuchtdioden (LEDs) beginnt zu blinken.
- Entfernen Sie das Schutzpapier vom Gerät und legen Sie auf die rasierte Haut. Stellen Sie das Gerät so, dass die Fenster Freilegung der LEDs ist über die Rippen – haben es nicht zu nah an der Wirbelsäule oder Extremitäten (Abbildung 1).
- Sichern Sie das Gerät mit dem weißen Band. Sichern Sie die Rechte Seite erste (Abbildung 1), wickelte sie dicht an allen Rändern der das Gerät dann wickeln Links rund um die Maus und Gerät (Abbildung 1E). Im Idealfall die linke Seite des Bandes umfasst nur das Gerät, und rechts unter der Maus Bauch endet.
- Befestigen Sie das Klebeband durch Drücken der Taste neben dem Umfang der Körper der Maus. Das Band muss fest, aber nicht fest angebracht werden. Wenn es zu locker, dann sich das Gerät bewegt um zu viel und Bewegungsartefakte verursachen. Jedoch sollte es nicht so eng, dass es Atmung oder Bewegung schränkt oder zu viel auf die Haut Druck.
- Lassen Sie das Gerät für 3 Minuten vor der Injektion FITC-Sinistrin erlauben einen sicheren Hintergrund lesen um zu treffenden unberührt. In dieser Zeit warm das Heck mit einem Heizkissen oder Handschuh mit warmem Wasser gefüllten Schweif Vene Injektion vorbereiten, (wenn diese Route verwenden).
(6) FITC-Sinistrin Injektion
- Bereiten Sie eine Insulin-Spritze mit der berechneten Menge an FITC-Sinistrin Injektionslösung (Dies kann auf die nächsten 10 μL gerundet) erforderlich.
- Verabreichen Sie FITC-Sinistrin durch Rute Vene oder Retro-Orbital Injektion. FITC-Sinistrin sollte in eine glatte, aber schnellen Bolus mehrere Peaks auf der Freigabe-Kurve zu vermeiden verabreicht werden. Es ist besser, nur eine partielle Dosis als zu haben mehrere Versuche zur Verwaltung der FITC-Sinistrin verwalten.
7. Messung der GFR
- Platzieren Sie den Mauszeiger in einem Käfig, von Isofluran-Narkose und für die Dauer der Messung wieder eigenständig.
- Beobachten Sie die Maus in den Käfig für 1,5 h und dann entfernen Sie das Gerät. Entfernen das Gerät aus der bewussten Maus ist schnell, effizient und allgemein gut verträglich mit der Maus, aber neue Benutzer können es vorziehen, die Maus für diesen Schritt zu betäuben.
- Als eine Möglichkeit betäuben Sie die Maus mit Isofluran.
- Als die andere Option platzieren Sie den Mauszeiger auf den Gitterrost auf den Käfig, so dass die Maus, die Metallstäbe zu erfassen, während das Gerät entfernt wird.
- Ziehen Sie den weißen Putz Band aus unter dem Bauch in eine schnelle, reibungslose Bewegung, und entfernen Sie das Gerät und schwarzem Gips aus der Haut. Achten Sie darauf, dass die Batterie nicht aus dem Gerät noch trennen.
- Die Maus zu seinem Hause Käfig zurück.
(8) auslesen und Auswerten der Daten
- Sorgfältig trennen Sie den Akku aus dem Gerät
- Schließen Sie das Gerät am USB-Kabel und schließen Sie dann das Kabel an den computer
- Öffnen Sie die Lese-Software (Sensor_ctrl_app.exe)
- In Ordnung klicken Sie auf "verbinden", "lesen", "umbenennen" und "Speichern", dann schließen Sie das Programm
- Verarbeiten und Auswerten von Daten in die Analyse-Software, wie in der jeweiligen Anleitung beschrieben
Representative Results
In diesem Abschnitt präsentieren wir Ihnen repräsentative Ergebnisse des Einsatzes von transdermalen GFR Monitor. Die transdermale Monitor wurde in einer Vielzahl von Mausstämme und Modelle von AKI und CKD2verwendet.
Abbildung 2 zeigt repräsentative FITC-Sinistrin Abstand Kurven bei männlichen Mäusen BALB/c vor und nach der Ischämie Reperfusion Verletzungen (IRI) mit gleichzeitiger kontralateralen Nephrektomie. FITC-Sinistrin ist schnell aus dem Kreislauf bei gesunden Mäusen (Abbildung 2A) gelöscht, aber Abstand erheblich verzögert sich bei Mäusen mit AKI (Abb. 2 b, C). Bei Mäusen mit sehr schweren AKI möglicherweise keine Änderung FITC-Sinistrin Fluoreszenz während der 90-minütigen Messperiode anzeigt ein völliges Fehlen der glomerulären Filtration (Abbildung 2).
Transdermale GFR Messung ist minimal invasiv und kann verwendet werden, um Änderungen der Nierenfunktion in den gleichen Mäusen über mehrere Zeitpunkte zu überwachen. Abbildung 3 zeigt Änderungen in GFR bestimmt durch sequentielle transdermale FITC-Sinistrin Abstand Messungen bei Studienbeginn und 1, 2 und 4 Tage nach Induktion IRI (einseitige Ischämie mit gleichzeitiger kontralateralen Nephrektomie). Angezeigten Daten umfasst FITC-Sinistrin Spiel Half-Life (Abbildung 3A) und GFR (Abb. 3 b) anhand der gemessenen FITC-Sinistrin Abstand Halbwertszeit, als Schreiber Et al.1beschrieben.
In Abbildung 4wurde chronische Niereninsuffizienz (CNI) bei männlichen Mäusen BALB/c induziert durch längere einseitige IRI gefolgt von verzögerten kontralateralen Nephrektomie als beschrieben11durchführen. GFR wurde von transdermalen FITC-Sinistrin Abstand am Tag 26 nach der anfänglichen IRI bewertet. Die Zunahme der FITC-Sinistrin Halbwertszeit (Abb. 4A), und damit die Abnahme der GFR (Abbildung 4 b) zeigt beeinträchtigte Nierenfunktion bei diesen Mäusen. Diese Daten zeigen, dass Transkutane GFR-Messung verwendet werden kann, um Veränderungen der Nierenfunktion bei Mäusen mit CKD zu messen.
Abbildung 5A zeigt, dass FITC-Sinistrin Halbwertszeit eng mit semi-quantitative histologische Bewertung der röhrenförmige Verletzungen über die volle Palette der GFR-Messungen bei unverletzten Mäusen und bei Mäusen mit verschiedenen Schweregrade von IRI-induzierten AKI korreliert. Im Gegensatz dazu Serum Kreatinin und Blut Harnstoff-Stickstoff (BUN) zeigten eine Positive, aber schwächere Korrelation mit FITC-Sinistrin Abstand (Abb. 5 b, C), darauf hinweist, dass Transkutane GFR-Messungen ein zuverlässigeres Maß für renale liefern Verletzungen (tubuläre Schädigung Punkte) nach IRI-induzierten AKI als entweder Serum-Kreatinin oder Brötchen.
Abbildung 1: Befestigung des transdermalen GFR Monitors. Fotos der Haarentfernung (A), Platzierung des Bandes unter der Maus (B), Platzierung des Geräts auf der Maus Haut (C) und sichern das Gerät durch umwickeln das Band um die Maus und das Gerät (D-E) bitte hier klicken eine größere Version dieser Figur sehen.
Abbildung 2: Beispiel FITC-Sinistrin Abstand Kurven bei männlichen BALB/c Mäusen vor und nach der Ischämie Reperfusion Verletzungen (IRI) mit gleichzeitiger kontralateralen Nephrektomie. Clearance Kurven bei Baseline (A) und einen Tag nach IRI Chirurgie (B) in der gleichen Maus, Angabe Beeinträchtigung der Nierenfunktion in diese Maus. (C) Clearance Kurve von einer mehr Schwerverletzten Maus einen Tag nach der Operation IRI. Es gab kein Spiel der FITC-Sinistrin während der Messperiode anzeigt Nierenversagen. Schwarzen Datenpunkte Rohdaten, blaue Linien repräsentieren die 3-fach-Passform und grüne Linien darstellen 95 %-Konfidenzintervall. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 3: männliche BALB/c Mäuse, Alter 8-10 Wochen unterzog sich einseitige Ischämie mit gleichzeitiger kontralateralen Nephrektomie (n = 5). GFR bewertet an der Basislinie und auf 1, 2 und 4 Tage nach der Operation war, und verglichen mit Schein-betrieben kontrollmäusen (n = 5). FITC-Sinistrin Halbwertszeit in (A) wurde zusammen mit dem Körpergewicht der Mäuse verwendet GFR (B) berechnen. Datenpunkte Einzeltier und Fehlerbalken darstellen Mittelwert und Standardfehler. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 4: männliche BALB/c Mäuse Alter 8-10 Wochen unterzog sich einseitige Ischämie mit verzögerter kontralateralen Nephrektomie am Tag 8 (n = 5). GFR wurde am 26. Tag vom bewertet und war im Vergleich zu gesunden kontrollmäusen Alter abgestimmt (n = 5). FITC-Sinistrin Halbwertszeit in (A) wurde zusammen mit dem Körpergewicht der Mäuse verwendet GFR (B) berechnen. Datenpunkte Einzeltier und Fehlerbalken darstellen Mittelwert und Standardabweichung. Tubuläre Schädigung war 0-50 basierend auf den Grad der Nekrose und Besetzung Bildung durch eine verblendete Beobachter (l.r.) auf Niere Perjodsäure-Schiff-gefärbten Sektionen erzielte. Diese Methode wurde von Wang und Kollegen12angepasst. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Abbildung 5: Korrelation von drei Maßnahmen einer Funktion/Nierenschädigung (histologische Auswertung der röhrenförmigen Verletzungen (n = 39), Serum-Kreatinin (n = 30) und Blut-Harnstoff-Stickstoff (BUN) (n = 30)) FITC-Sinistrin Freiraum (Halbwertszeit). Männliche Mäusen BALB/c unterzog sich unterschiedliche Zeiten der einseitige renale pedikels spannen (25 – 45 min) oder Schein Chirurgie, mit gleichzeitigen kontralateralen Nephrektomie unterschiedlichen Schweregrad von AKI, induzieren und Nierenfunktion Parameter und Histopathologie beurteilte am Tag 4 nach IRI. Die tubuläre Schädigung Partitur zeigte eine starke positive Korrelation mit FITC-Sinistrin Abstand (A; R2 = 0,88), während Serum-Kreatinin (B) und BUN (C) beide positiv, aber schwächere Korrelation mit FITC-Sinistrin Spiel zeigte (R2 = 0,64 und 0,52, beziehungsweise). Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.
Discussion
Dieses Manuskript und das dazugehörige Trainingsvideo liefern praktische Leitlinien für den Einsatz von transdermalen GFR Monitore bei Mäusen. Die wichtigsten Schritte des Verfahrens sind die korrekte Befestigung des Gerätes am Rücken des Tieres, und sicher wickeln das Band um den Bauch. Die beste Position ist entweder leicht nach links oder rechts von der Mittellinie über den Brustkorb. Den Patch und das Gerät fest auf der Haut angebracht werden müssen, aber sie sollten nicht so eng, dass sie einschränken, Atmung, Bewegung, oder beeinträchtigen die Durchblutung der Haut unter dem Gerät sein, da dies zu fehlerhaften/ungenauen Messergebnissen führen würde. Darüber hinaus da Überwachung in bewusste Mäuse auftritt, nachdem sie aus der Narkose erholt haben, korrigieren Sie Platzierung des Geräts auf einem Körperteil mit geringsten Störungen durch Bewegung führt zu transdermalen Messungen mit wenig Bewegungsartefakte. Aus diesem Grund ist es wichtig, dass das Gerät nicht ist zu nah an der oberen Gliedmaßen, so dass die Mäuse ihre Schultern frei bewegen können.
Es ist wichtig, die Mäuse ein bis zwei Tage vor der GFR Messung enthaaren wie Epilation wirkt sich auf die Messung der FITC-Sinistrin Abstand, mit vorläufigen Daten, die darauf hinweist, dass Enthaarung unmittelbar vor der Messung der transdermalen GFR erhöht die scheinbare Halbwertszeit von FITC-Sinistrin. Der Mechanismus hierfür ist nicht bekannt. Deshalb, um zuverlässige Messungen über mehrere Zeitpunkte und zwischen Experimente zu erhalten, empfiehlt es die Mäuse im Voraus zu enthaaren, um die Haut wieder aus dieser Prozess vor dem Fortfahren mit GFR Messungen zu ermöglichen. Enthaarung Creme sollte nicht auf den gleichen Bereich der Haut innerhalb von 72 Stunden eine vorherige Bewerbung chemische Schäden an der Haut zu vermeiden aufgetragen werden. In vielen Fällen das Fell nachwachsen dauert mehrere Tage oder bis zu einer Woche, und so Wiederbewerbung Enthaarung Creme innerhalb von 72 h leicht vermieden werden.
Da bis zu 50 % der Serum-Kreatinin durch Rohrprofil in Mäusen13ausgeschieden wird, und gibt es erhöhte Resorption von Harnstoff aus Nierentubuli, wenn Mäuse sind dehydriert14, sind Serum-Kreatinin und BUN schlechte Markierungen der Nierenfunktion. Wegen ihrer Bequemlichkeit weiterhin diese Tests jedoch als Hauptindikator für die Nierenfunktion in präklinischen Studien von AKI und CKD in Mäusen verwendet werden. Jedoch zeigte in Übereinstimmung mit den wesentlichen Beitrag der tubuläre Sekretion zu Kreatinin-Ausscheidung bei Mäusen mit normaler oder in der Nähe von normaler Nierenfunktion13, Serum-Kreatinin geringe Korrelation mit FITC-Sinistrin Clearance bei hohen Heilungsraten (niedrig FITC-sinistrin Half-Life), darauf hinweist, dass Kreatinin ist eine unempfindliche Maßnahme der Nierenfunktion bei Mäusen mit milden Niere Verletzungen. Im Gegensatz dazu während Brötchen gut mit FITC-Sinistrin Clearance bei Mäusen mit milde Niereninsuffizienz korreliert, gibt es schlechte Korrelation zwischen Brötchen und FITC-Sinistrin Clearance bei Mäusen mit schwerer Nieren-Verletzungen (hohe FITC-Sinistrin Halbwertszeit). Dies wird wahrscheinlich durch Effekte der Harnstoff Resorption verbunden mit Austrocknung bei kranken Tieren mit schweren Nieren-Verletzungen verursacht.
Ein großer Vorteil der transdermalen GFR Messung, im Vergleich zu anderen Bolus Clearance oder Konstante Infusion Techniken für GFR-Messung ist, dass sie nicht sorgfältig zeitgesteuerte Blut oder Urin Sammlungen erfordert. Diese können bei Mäusen besonders schwierig sein, da sie niedrige total Blut Volumen und Harn Ausgabe im Vergleich zu Ratten haben. Mäuse müssen darüber hinaus nur zur Befestigung des Gerätes sowie die Injektion, aber nicht für mehrere Venipunctures, je nach Bedarf für klassische Bolus Abstand Experimente15behandelt werden. Darüber hinaus die Dauer der Anästhesie ist kurz, und als solche, es ist möglich, wiederholte Messungen bei einzelnen Mäusen im Laufe der Zeit zu führen. Die Frequenz, bei der vor allem Messungen durchgeführt werden können, hängt von wiederholten Narkose Sitzungen über den Gesundheitszustand von den Mäusen, die Forscher Begabung für intravenöse Injektionen und lokalen institutionellen Regelungen. In gesunden, unverletzten Mäuse können transdermale GFR Messungen täglich mit minimal oder keine nachteiligen Auswirkungen auf die Maus durchgeführt werden. Jedoch verletzte Mäuse AKI oder CKD Leiden sind unwahrscheinlich, wiederholte Anästhesie-Sessions sowie die gesunde Mäuse zu tolerieren, und damit die Häufigkeit der Messungen sollte reduziert werden.
Die wichtigste Einschränkung der transdermalen GFR Messung gegenüber Bolus Abstand Methoden, GFR bei Mäusen zu messen ist, dass die Ausscheidung Kinetik werden nur als Änderung der relativen Fluoreszenzintensität im Laufe der Zeit und nicht als absolute Tracer Konzentrationen gemessen. Aus diesem Grund ist es nur möglich ist, die Rate konstant von der einzigen exponentiellen Zerfall der kinetischen, Ausscheidung zu messen, die eine sehr enge Schätzung der GFR auf extrazelluläre Volumen16normalisiert ist. GFR in mL/min zum Ausdruck bringen, muss das extrazelluläre Volumen des Tieres geschätzt werden, dass mit einem Umrechnungsfaktor, der in früheren Studien gegründet wurde die gleichzeitige Messung der Plasmakonzentrationen von FITC-Sinistrin wurden1durchgeführt. Aber dieser Umrechnungsfaktor kann nicht richtig einschätzen extrazelluläre fluidvolumina gleichermaßen gut in alle Mäuse, da Flüssigkeitsvolumen durch eine Vielzahl von äußeren Faktoren wie Alter betroffen sein könnten, sex, Flüssigkeitszufuhr Status (die durch chirurgische betroffen sein kann Interventionen sowie Verletzungen der Niere), und das Gewicht17. Im Gegensatz zu den Bolus Dosierung Methode zur Bestimmung der GFR bei Mäusen, unterliegt Transkutane GFR Messung weniger Betreiber-abhängige Variabilität, da es nicht durch Dosierung Fehler oder Fehler im Timing von Blut Sammlungen betroffen ist.
Eine weitere Einschränkung der Transkutane GFR-Messtechnik ist, dass die Grundlinie Signal Verschiebungen im Laufe der Messung durch Bleichen der Haut Fluorophore und Anhaftung und Tracer Injektionslösung Gerät notwendige narkoseform auftreten können. Diese Einschränkung wurde von Friedemann und Kollegen durch Umsetzung einer Korrektur Algorithmus3behoben. Die Implementierung dieses Algorithmus führte zu einer Verbesserung der Genauigkeit der transdermalen Technik eine Konstante Infusion Technik der GFR Bewertung vergleichbar.
Eine häufig gestellte Frage ist, ob die Pigmentierung der Haut in verschiedenen Mausstämme transdermale FITC-Sinistrin Abstand beeinflusst. Pigmentierung der Haut reduziert die FITC-Sinistrin Signalintensität, da dunkle Pigmente absorbiert die blauen Erregung und die grüne Emission Signale von FITC-Sinistrin Messungen. Aber die Ausscheidung FITC-Sinistrin beträgt unabhängig von der gesamten Intensität zu signalisieren. Darüber hinaus, während das gemessene Signal niedriger ist, ist das Hintergrundsignal auch niedriger bei pigmentierten Mäusen. Weil das Hintergrundsignal eine Mischung der Autofluoreszenz der Haut Fluorophore und Reflexion des Lichtes Erregung ist, haben wir festgestellt, dass der Hintergrund-maximale Signalverhältnis vergleichbar oder sogar verbessert, bei pigmentierten Tieren. Darüber hinaus Bewegungsartefakte, verursacht durch die Einwirkung der umgebenden Haut zu reflektiertem Licht, werden bei pigmentierten Mäusen reduziert, da das reflektierte Licht auch durch pigmentierte Haut absorbiert wird.
Zusammenfassend kann die Technik, die wir vorgestellt haben genaue Messung der GFR im Bewusstsein, frei beweglichen Mäuse aller Hauttypen. Wie die Technik unabhängig von der Blutabnahme ist, kann es immer wieder verwendet werden auf dem gleichen Tier für längs-Beobachtungen in CKD-Modellen sowie für die Messung von schnellen Änderungen der GFR nach Induktion von AKI.
Disclosures
D-S-K, JF und YS sind Mitarbeiter der MediBeacon GmbH der Hersteller und Vertreiber von transdermalen GFR Monitor.
D-S-K und JF sind Erfinder auf Patente und Patentanmeldungen für die vorgestellten Technologie.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde unterstützt von der Vanderbilt-Center für Kidney Disease (VCKD) und wurde zum Teil durch die folgenden Zuschüsse finanziert: DOD PR161028 und R01DK112688 (Mark de Caestecker)
Wir anerkennen Unterstützung für LS, PM und BW der MRC, EPSRC BBSRC finanziert UK Regenerative Medizin Plattform und "Sicherheit und Wirksamkeit, mit Schwerpunkt auf Imaging-Technologien-Hub" (Herr/K026739/1).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Transdermal GFR monitor (comes with 1 device, 2 batteries and 1 charger) | MediBeacon GmbH | TDM-MH001 | Reading software: MPD Lab; Analysis software: MPD Studio |
| Additional Batteries | MediBeacon GmBH | PWR-BT0001 | |
| Attachment patches | MediBeacon GmbH | small: PTC-SM001; large: PTC-LG001 | |
| FITC-sinistrin | MediBeacon GmbH | FTC-FS001 | |
| Hypoallergenic silk tape | e.g. Durapore (1538-2), or Kendall (7138C), or Leukosilk (01032-00) | ||
| Anaesthesia chamber, isoflurane, oxygen | |||
| Heat pad | |||
| Electric shaver | |||
| Depilatory (hair removal) cream | e.g. Veet or Nair | ||
| Cotton buds | |||
| Cotton swabs | |||
| Timer | |||
| Scales | |||
| 70% ethanol wipes |
References
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