Summary
Представленные протокол производит постоянные сенсорные конфликт для экспериментов, направленных на изучение долгосрочного обучения. Постоянно носить устройство фиксированной на их головы, мышей, непрерывно подвергаются сенсорные несоответствие между визуальной и вестибулярные входы свободно перемещаясь в клетках, дома.
Abstract
Долгосрочные протоколы сенсорного конфликта являются ценным средством изучения Мотор обучения. Представленные протокол производит постоянные сенсорные конфликт для экспериментов, направленных на изучение долгосрочного обучения у мышей. Постоянно носить устройство на их головы, мышей, непрерывно подвергаются сенсорные несоответствие между визуальной и вестибулярные входы свободно перемещаясь в клетках, дома. Таким образом этот протокол легко позволяет исследования зрительной системы и Мультисенсорная взаимодействия через расширенный сроки, которые не будут доступны в противном случае. В дополнение к снижению экспериментальной стоимость долгосрочных сенсорные обучения в естественно поведение мышей, этот подход предлагает сочетание в vivo и in vitro экспериментов. В примере сообщалось видео oculography производится для количественного определения и вестибуло глазной рефлекс (VOR) оптокинетический рефлекс (ДКР) до и после обучения. Мышей подвержены этой долгосрочной сенсорные конфликт между визуальные и вестибулярные входов, представил сильное снижение прибыли VOR но выставлены несколько изменений ДКР. Подробное описание шагов устройство Ассамблеи, Уход за животными, и рефлекс измерения настоящим сообщается.
Introduction
Сенсорные конфликты, например визуального, присутствуют в повседневной жизни, например, когда один носит очки, или в течение всего жизненного цикла (развития роста, изменения в сенсорной остроты зрения и т.д.). Благодаря хорошо описанной схеме анатомии, легко контролируемых сенсорные входы, мотор количественной и точную количественную оценку методов1, взгляд стабилизации рефлексы были использованы как модели двигателя обучения многих видов. В организме человека и обезьян вестибуло глазной адаптация рефлекс (VOR) изучается с помощью призмы, которые этому вопросу носит несколько дней2,3,4,5. Так как грызун модель позволяет сочетание поведенческих и клеточных экспериментов, мы разработали новый метод для создания долгосрочных сенсорного конфликта в свободно себя мышей с шлем подобные устройства. Вдохновленный методологии, используемой в организме человека и обезьян, протокол создает несоответствие между вестибулярных и визуальные материалы (т.е., зрительно вестибулярные несоответствие, VVM), которые приводит к снижению прибыли VOR.
Классическая протоколы, вызывая усиления вниз адаптации VOR грызунов состоят из Вращающиеся головы Исправлена животных на проигрыватель при вращении зрительного поля в фазе. Эта парадигма создает зрительно вестибулярные конфликт, который делает VOR контрпродуктивным. Долгосрочная адаптация протоколы состоят из итерации этой процедуры в течение нескольких дней подряд6,,7-8. В результате когда большая группа животных должен испытываться, классическая методология требует большое количество времени. Кроме того потому что животное, голова исправлена, обучение главным образом ограничивается дискретные частоты/скорости и состоят из разрывными тренингов, прервано intertrial интервалы различной продолжительности6. Наконец классической протоколы использования пассивного обучения, как вестибулярной стимуляции не активно формируется животного добровольных движений, ситуации, которая значительно формирует вестибулярного обработки9,10.
Вышеупомянутые ограничения экспериментальной превзошли представленные новаторские методологии. Необходимые хирургический подход прост, и материалы, используемые легко доступны коммерчески. Единственная часть, которая опирается на более дорогих материалов является количественная оценка поведения; Тем не менее основы протокола может использоваться для любого эксперимента, от в vitro исследования на другие поведенческие исследования обучения. В целом создавая временное нарушение зрения и зрительно вестибулярные конфликт в течение нескольких дней, эта методология легко могут быть перенесены для любого исследования, соответствующие с сенсорными возмущения или Мотор обучения.
Protocol
Все животные процедуры положениям животных Париж Декарт университет.
1. устройство Ассамблея
Примечание: Устройство, используемое в настоящем Протоколе является шлем как структура, зафиксировано на мышей черепа с помощью имплантированных headpost.
- С помощью 3D-принтер и белый непрозрачный поли (молочная кислота) (НОАК) пластиковых, печать с использованием дизайна и спецификации файлов, входящих в здесь (см. Таблицу материалы) для устройства и headpost.
Примечание: Размеры устройства показаны на рисунке 1 и размеры headpost, показан на рисунке 2. - Полосатый, а также Шам устройства должны быть проверенные (рис. 2A11). Для получения полосатые модели, используя черный лак, нарисуйте 3 мм крупные вертикальные полосы на внешней поверхности устройства. Шам условие не требует каких-либо изменений в печатные устройства.
2. Headpost хирургия имплантации
Все материалы, используемые в настоящем протоколе подробно в списке материалов в дополнительной информации. Шаги использования 2,7-2,9 биоматериалов в имплантации комплекта (см. Таблицу материалы). Обеспечить использование стерильных инструментов и организовать хирургии и восстановления в различных зонах. Как только освоил, имплантации процедура длится около 30 минут.
- Для обезболивания, 30 мин до начала операции подкожно вводить бупренорфин (0,05 мг/кг) и вернуть животное в клетке, его дома.
Примечание: Бупренорфина и обезболивающий эффекты длиться около 12 ч, долго после окончания процедуры. По нашему опыту мышей не показывают каких-либо признаков бедствия, связанные с этой интервенции, но последующая доза бупренорфина 0,05 мг/кг рекомендуется 24 ч после операции. - Анестезировать животного в камере с 2,5% - 3% изофлюрановая газом. Подождите 3 минуты и проверить, если мышь должным образом наркоз, наблюдая дыхания и отсутствие движения внутри камеры. Передайте указатель мыши для носовой конус на операционном столе с грелку и в межпальцевых щипать, убедитесь, что есть не рефлекс вывод и Нижняя изофлюрановая до 1,5%.
- Бритье головы мыши, с помощью электрической бритвой. Чтобы получить стерильную среду, руб бритая области раствором йода и после с 70% спирта. Повторите эту процедуру еще два раза.
- Придать лидокаина гидрохлорид (2%, 2 мг/кг) под кожу головы для местной анестезии и подождать 5 мин для эффектов начать. Чтобы избежать повреждения глаз из-за сухости, покрывают мыши глаза с актуальным офтальмологический ветеринар мазь.
- С парой тупым щипцы захватить кожи задней части головы и с парой тупыми ножницами (или скальпеля), сделать продольный разрез около 1,5 см подвергать черепа.
- С помощью скальпеля поцарапайте надкостницы. Будьте осторожны, чтобы не поцарапать слишком крепко, как фиксации headpost может быть нарушена, если череп начинает кровоточить немного.
- Нанесите каплю зеленой активатор на середине черепа. Это позволит улучшить фиксацию цемента путем увеличения проницаемости кости.
- Подготовьте цемент: Смешайте одну ложку (поставляется в комплекте имплантации в) полимера с 5 капель мономера и одна капля катализатора. С помощью кисти применить щедрое количество смеси цемента между ориентирами череп лямбда и bregma;
- Быстро место headpost на цемент с swiping движение происходит из лямбда в bregma. После того, как был сделан headpost, повторно больше цемент вокруг нижней части, чтобы обеспечить, что headpost правильно прилипает к черепу. Для обеспечения правильной фиксации, убедитесь, обильно применяется Цемент и что он высохнет, прежде чем переходить к следующему шагу.
Примечание: С этой процедурой фиксации, headpost будет не оторваться и позволяют для долгосрочных, повторных испытаний; в наших руках, является headpost удаления < 10%. - Подготовьте смесь смолы, применяя коэффициент порошок и жидкость, которая позволяет гладкой консистенции смеси. Примените смолы, где применяется Цемент, а также вокруг headpost для того чтобы защитить ее поверхности.
- Подождите 3 минуты для смолы сухая и закрыть кожи задней уши с Мононить швом. Ватным тампоном применять разреженных (10% - 20%) раствор йода в области эксплуатации.
Примечание: Убедитесь, что кожа не застревают в смолу. - Выключить анестезии и поместите животное под Красный теплый свет, чтобы избежать гипотермии. Место смоченной пищи и Гидрогель или другой источник воды, основанный в геле в клетке этаж. Не оставляйте мыши без присмотра, до тех пор, пока он приходит в сознание. Как только животное полностью оправится от процедуры (как правило, 30 мин до 1 часа после), поместите его в клетку с группы из трех или четырех для стимулирования социальных взаимодействий.
3. устройство фиксации
- 48 ч после операции, безопасный заказ головного устройства на headpost.
- Используя пару 1,2 мм шурупов и отвертки (1,3 мм hex), совместите отверстия в полоску устройство с отверстиями в headpost, место винты и закрепите их. Чтобы исправить состояние Шам, включите устройство вверх ногами и, с задней частью (рис. 1A) устройства, сталкивается с ростральной направление, совместите отверстия на устройстве с отверстиями в headpost.
Примечание: Рекомендуется, что этот шаг быть сделано двумя операторами, один холдинг мыши с Одноручные мыши сдержанность, а другой обеспечение устройства headpost. Если фиксация осуществляется одним оператором, устройство может находиться в то время как указатель мыши находится под наркозом газа. - Проверьте, что устройство хорошо обеспеченных и не могут быть удалены животного, и что устройство не прикладывайте давление непосредственно на нос мыши, которая потенциально может вызвать боль, затруднение дыхания, или кожи травмы.
Примечание: Это также важно, чтобы убедиться, что устройство вставляется симметрично на лице мыши, так что глаза полностью покрыты головного устройства. Проверьте, что животное не показывают каких-либо признаков ненормальной боли или страданий.
- Используя пару 1,2 мм шурупов и отвертки (1,3 мм hex), совместите отверстия в полоску устройство с отверстиями в headpost, место винты и закрепите их. Чтобы исправить состояние Шам, включите устройство вверх ногами и, с задней частью (рис. 1A) устройства, сталкивается с ростральной направление, совместите отверстия на устройстве с отверстиями в headpost.
- Оставьте устройство мыши на 14 дней.
4. животных уход и наблюдение
- После того, как вернуться в их клетках, мышей представят определенные отклонения в поведении. Во-первых животное может остаться нижайшие и попытаться удалить устройства с помощью его передними лапами, но это должно остановить после первого часа. В течении следующих часов животное будет обычно показывают трудности ориентировать себя внутри клетки и достижения для еды и воды. Таким образом в течение 48 ч после имплантации, контролировать мышей и обеспечивают легкий доступ к воде и продовольствию, помещая оба непосредственно на дне клетки, например.
- Keep track of весов мышей в течение срока действия протокола. Взвешивание мышей сразу после имплантации и снова каждые 24 ч. особое внимание следует уделять животных, носить полосатые устройства, как они обычно опыт потеря массы тела (1-2 г) в течение первых 48 часов, но начать набирать вес снова в нормальном темпе следующие Этот первоначальный период (см. Рисунок 2B11).
- После 2 дней мышей, как ожидается, вернуться к их регулярных факультетов. В зависимости от системы, используемые в животных зал устройство может предотвращения доступа к продовольствию и воде. Убедитесь, что животное находится в покое во время еды и питья, или соответствующим образом адаптировать систему дозирования.
Примечание: Диапазон движения головы, издаваемые животными после нескольких дней с устройством на устройство не изменяется (см. Рисунок 2-11) (т.е.., спектр движений головы производится остается похож на естественных движений головы). - Для дальнейшего обеспечения благополучия мышей, обеспечить ежедневное наблюдение и применять качественные шкалы (Таблица 1) благосостояния на протяжении всего срока действия протокола.
- Удалите из текущего протокола мыши, если применяется одно или несколько из следующих критериев:
- Мышей, которые имеют общее оценка выше, чем 4 балла по шкале вышеупомянутых качественных немедленно должны быть исключены из эксперимента (см. таблицу 1). Независимо от того, оценка если мышь не восстановить его первоначальный вес после 6 дней, процедура должна быть остановлена.
- Устройство не фиксируется правильно на headpost, если, к примеру, headpost качает при прикосновении или часть начинает оторваться. Это вызывает headpost оторваться от мыши голову и следовательно прерывает обучения, которая объясняет, почему необходимы ежедневные обследовании.
- Когда мышь свои headpost разорвал покинуть во время любой частью протокола. Из-за кровотечения черепа, связанные в этот отряд, реплантации хирургии имеет низкий показатель и не стоит пытаться.
5. Удаление устройства
- После периода обучения (в этом протоколе 14 дней) удалите устройство же инструкции для ее фиксации (раздел 3). Как только устройство удаляется, тест мышей с эксперименты, такие как видео oculography тесты, или, например, с в vitro электрофизиологии, как описано выше11.
Примечание: как только устройство снимается, мышей подвергаются обратно в стандартный, визуально беспрепятственный окружающей среды. Таким образом проводить эксперименты, которые призваны проверить обучения эффектов этого устройства непосредственно после ее удаления.
6. видео oculography сессий
Примечание: Видео oculography являются эксперименты для записи движения сгенерированный глаз, в то время как животное вращается в темноте (вестибуло глазной рефлекс, VOR) или вращая животного окрестности в то время как животное еще (оптокинетический рефлекс, ОКР). Каждая мышь была протестирована на оба эти рефлексы, до и после адаптации протокол. Для более подробной информации о настройке видео oculography см. ранее опубликованные отчеты12,13. Для того, чтобы приучать мышей сдержанной запись условий, за день до начала записи, место животное на трубе в центре turntable для 10 минут без выполнения каких-либо испытаний.
- Закрепите мыши на поворотном столе, голова фиксации его с помощью винтов, вставляется в headpost. Место экрана купол окружающих животного и выключить свет в комнате за исключением оптокинетический проектора.
Примечание: Видео oculography записи требуют животное, чтобы быть еще и с его открытыми глазами. Прерывания сессии записи и положил животное обратно на своей клетке в случае, если мышь не закрывайте добровольно ее глаза, или если ухудшается внешний вид глаз во время сеанса записи. Еще одна попытка может производиться после упокоения периода не менее 12 ч. - Начните ОКР полный поле стимуляции (белая точка шаблон проекции) и записи в нескольких различных скоростей в по часовой стрелке и счетчик по часовой стрелке направления. Как только закончились записи, удалите купол.
- Чтобы иметь возможность записать VOR в темно, примените капли 2% пилокарпин для глаз14. Подождите, по крайней мере 5 минут для того, чтобы действовать и аккуратно удалить ватным тампоном. Пилокарпин будет держать ученик, сократились с постоянным размером всей измерения, позволяя надлежащей количественной оценки движений в темноте.
- Выключить свет в комнате и добавьте поле поверх проигрывателя держать животное в поле темно. Начните горизонтальный VOR, с использованием синусоидального угловой вращение вокруг вертикальной оси с разными частотами и/или различных скоростей.
- После завершения сессии записи, возвращение мыши в клетке, должным образом освещается с инфракрасной лампой. Тепло будет профилактики гипотермии, вызванные вторичного сосудорасширяющего эффектов пилокарпин на корпусе мыши.
Примечание: Из-за животное быть сдержанным, запись сессий не может продолжаться более чем 90 мин. Когда необходимы дополнительные тестовые сеансы, пусть остальная животных на 24 часа между сессиями.
Representative Results
Следующие цифры являются иллюстрацией результаты, полученные с мышами, которые прошли 2 недели адаптация протокола, либо носить устройство полосатый или фиктивности. На рисунке 3 показан пример сырье следов во время записи сессий. Как показано, сравнивая следы, ответ VOR уменьшается после VVM протокол (рис. 3A, перед против после полоску). VOR Шам мышей оставались неизменными после адаптации (рис. 3A, перед vs. После Шам). ДКР мышей, носить полосатые устройство (рис. 3B) сопоставима с периодом до VVM протокол и липовые мышей. Рисунок 4 показывает пример количественной оценки средней прибыли VOR с фиксированной частотой 0,5 Гц и на 40 градусов в секунду, до и после VVM протокол, полосатые и Шам устройств. Существует сильный прирост уменьшение после мышей носили полосатые устройство, а Шам мышей не было изменения значительные выгоды. Carcaud et al.11 и15Idoux et al. сообщили эффекты снижения VOR, тестирование на разных скоростях/частотах.
Рисунок 1 : Устройство голова изображен с размерами в миллиметрах. Просмотров: Обратно (A), (B) сторона, дно (C) и (D) воздуха. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2 : Headpost, изображается с размерами в миллиметрах. Исправлено в имплантации хирургии, это света (0,2 грамма) пластиковые headpost поли (молочная кислота) позволяет фиксировать адаптации устройства мыши и фиксации головы животного на поворотном столе во время сессий видео oculography. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 : Пример сырья следы движения глаз во время VOR и ОКР стимуляцию. (, Слева) Слева: VOR исполнялась на 0,5 Гц при 40 ° / s и стимуляции (B, справа) оптокинетический постоянной скоростью 10 ° / s (черная линия), в направлении по часовой стрелке, до (зеленые линии) и после (желтый) носить полосатые или Шам (фиолетовый) устройства. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 4 : Пример означает VOR и ОКР получить значения после адаптации устройства полосатый или фиктивности. Успехи были построены согласно времени (в днях) для полосатый (n = 10) и Шам (n = 6) устройства на стимуляцию 40 ° / s и 0,5 Гц для VOR (слева) и 10 ° / s стрелке для ОКР (справа). На шкале времени, «до» день представляет день непосредственно перед адаптации и «день 0» представляет собой день, когда устройство будет удалено. Планки погрешностей представляют собой стандартное отклонение, *** p < 0,001, не значительные. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
| Очки | Изменения веса тела | Внешний вид | Поведение |
| 0 | нет или увеличение веса | стандарт | никаких признаков бедствия и нормального передвижения |
| 1 | Потеря веса < 10% | не тело уход | нарушением опорно или клетке ориентация |
| 2 | Потеря веса между 10% - 20% | обезвоживание | -- |
| 3 | Потеря веса > 20% | раны | нервных тиков (например царапин, кусаться) |
Таблица 1: качественные шкала для оценки благополучия. Приведены качественные параметры, которые должны быть оценены во время срока действия протокола. Сумма веса изменения, внешний вид и поведение оценки не должно быть больше, чем четыре очка.
Дополнительный файл 1. Device.STL. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.
Дополнительный файл 2. Headpost.STL. пожалуйста, нажмите здесь, чтобы загрузить этот файл.
Discussion
Долгосрочный сенсорные возмущений, описанные здесь состоит из несоответствие зрительно вестибулярные, производимых в свободно себя мышей. Для имплантации устройства, мышей носить в течение 14 дней, выполняется простой и короткий хирургии, использование коммерчески доступных Комплект хирургический. Мышей в менее чем 1 час от этой процедуры имплантации headpost восстановить и показать не связанные признаки бедствия от него. Впоследствии в данном примере применения настоящего Протокола, VOR и ДКР измеряются с помощью метода видео oculography. Тем не менее это устройство индуцированной долгосрочного обучения протокол может использоваться в различных экспериментов в vitro электрофизиологии1, нейронов изображений и различных поведенческих анализов. Суть развития этой техники был вдохновлен Призма-на основе методологии, используемой в организме человека и обезьян. Этот метод, однако, отличается, потому что он ухудшает, а не изменяет видения. Таким образом он (в его нынешнем виде) представляет собой крайний случай зрительно вестибулярные несоответствия. Авторы полагают, что предоставленный техническая информация может быть полезна для разработки призм как версия устройства или дальнейшей разработки конкретных особенность ограничение устройств16.
Изготовлены из легких (0,9 г) поли (молочная кислота) пластиковых, головного устройства был разработан по размеру головы молодых взрослых мыши, позволяя защиты морду и оставляя достаточно места для боков пусть животных жениха. В передней части этого устройства предоставляет конце рыла разрешить кормления и ухода поведения. Устройство является слегка непрозрачным, так что животное лишен четкое видение окружающих, но по-прежнему получает стимуляции яркости. Полосатый и Шам имплантации протестированы, чтобы гарантировать, что измеренная эффекты обусловлены главным образом зрительно вестибулярные несоответствия, вызванные высокой контрастностью визуального сигнала во время самостоятельной движений полосатый устройства и не проприоцептивной модификация (т.е., вес устройства, применяемые в mouse´s головы и шеи).
Экспериментально мышей, которые носили полосатые устройство, показали значительное VOR получить снижение на 50% после периода обучения; Тем не менее может быть межличностная изменчивость абсолютный прирост значений. Шам мышей показало, без существенных VOR получить изменения, продемонстрировав тем самым, что VOR сокращение вызвано конфликтом чувств и не двигательными нарушениями. Кроме того молодых мышей (< P26) показал VOR и ОКР получить значения меньше, чем пожилых животных17. По этой причине возраст животного должен приниматься во внимание при планировании эксперимента. Наконец критерии исключения вышеупомянутыми мышей (раздел 4.5) являются важным шагом, который следует использовать для обеспечения благосостояния, а также создать надежные результаты.
Одним из преимуществ этого протокола является время, которое она сохраняет экспериментаторов в период обучения, по сравнению с другими типами VOR/ОКР адаптации протоколов. Пока VOR адаптации в мышей изучена фиксации головы и обучение животных на вращающейся поворотный стол6,8,18,19, которая занимает много времени, особенно когда много животных должны быть обучение. Представленные протокол позволяет осуществлять подготовку нескольких животных сразу и экономит время. Кроме того в эти классические эксперименты тренинги, обычно ограничиваются 1 час в день, оставляя длительных периодов предполагаемого отучиться вызывающие адаптации к быть повторенной чередования обучения/отучиться с различными динамика20. Здесь руководитель фиксация устройства позволяет для непрерывного обучения. Еще одним преимуществом является, что поскольку период обучения генерируется в свободно себя свободной от головы ситуации, мышей способны узнать через широкий спектр естественных движений головы, которые активно создаются. В классических протоколов животное, голова исправлена в то время как пассивно вращается на поворотный стол так, что обучение происходит на решительные стимуляции (одной частоты, одной скорости)21 , который не отражает естественный диапазон движения головы. Важно отметить, что вестибулярный аппарат кодирует движений по-разному когда они активно создаются по теме или когда внешне применяется10; Таким образом клеточных механизмов, вызвали в обеих ситуациях также могут отличаться.
В целом описывается методология подходит для комбинированных/в vivo/в пробирке исследования на долгосрочный сенсорной адаптации после визуального конфликта и/или зрительно вестибулярные несоответствие в свободно себя мышей. Сенсорные конфликты являются признанным причиной болезни движения, который представляет собой поле, которое недавно привлекла использование мыши22,23. Недавно было продемонстрировано, что адаптация выгоды, вызванные использованием данного устройства предлагает защиту от укачивания когда мышей подвергаются воздействию провокационные стимулы15. Таким образом этот протокол может использоваться для определения клеточных механизмов, лежащих в основе адаптации к сенсорного конфликта, а также разработать процедуры против укачивания.
Disclosures
Авторы заявляют отсутствие конфликта интересов.
Acknowledgments
Мы благодарим Patrice Jegouzo для головных устройств и headpost разработки и производства. Мы также благодарим P. Кальво, а. Mialot и э. Idoux за их помощь в развитие предыдущих версий устройства и VVM протокола.
Эта работа финансировалась центром национального des этюды космических, CNRS и Университет Париж Декарт. J. C. и м. б. получают поддержку от французского АНР-13-CESA-0005-02. F. F. б. и м. б. получают поддержку от французского АНР-15-CE32-0007.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3D printer | Ulimaker, USA | S5 | |
| Blunt scissors | FST | 14079-10 | |
| Catalyst V | Sun Medical, Japan | LX22 | Parkell bio-materials, Kit n°S380 |
| Dentalon Plus | Heraeus | 37041 | |
| Eyetracking system and software | Iscan | ETN200 | |
| Green activator | Sun Medical, Japan | VE-1 | Parkell bio-materials, Kit n°S380 |
| Monomer | Sun Medical, Japan | MF-1 | Parkell bio-materials, Kit n°S380 |
| Ocrygel | TvmLab | 10779 | Ophtalmic vet ointment |
| Polymer L-type clear (cement) | Sun Medical, Japan | TT12F | Parkell bio-materials, Kit n°S380 |
| Sketchup | Trimble | 3D modeling software used for the device's ready-to-print design file | |
| Turntable | Not commercially available |
References
- Blazquez, P. M., Hirata, Y., Highstein, S. M. The vestibulo-ocular reflex as a model system for motor learning: what is the role of the cerebellum. Cerebellum. 3 (3), 188-192 (2004).
- Berthoz, A., Jones, G. M., Begue, A. E. Differential visual adaptation of vertical canal-dependent vestibulo-ocular reflexes. Experimental Brain Research. 44 (1), 19-26 (1981).
- Melvill Jones, G., Guitton, D., Berthoz, A. Changing patterns of eye-head coordination during 6 h of optically reversed vision. Experimental Brain Research. 69 (3), 531-544 (1988).
- Anzai, M., Kitazawa, H., Nagao, S. Effects of reversible pharmacological shutdown of cerebellar flocculus on the memory of long-term horizontal vestibulo-ocular reflex adaptation in monkeys. Neuroscience Research. 68 (3), 191-198 (2010).
- Nagao, S., Honda, T., Yamazaki, T. Transfer of memory trace of cerebellum-dependent motor learning in human prism adaptation: a model study. Neural Networks. 47, 72-80 (2013).
- Boyden, E. S., Raymond, J. L. Active reversal of motor memories reveals rules governing memory encoding. Neuron. 39 (6), 1031-1042 (2003).
- Raymond, J. L., Lisberger, S. G. Behavioral analysis of signals that guide learned changes in the amplitude and dynamics of the vestibulo-ocular reflex. Journal of Neuroscience. 16 (23), 7791-7802 (1996).
- Rinaldi, A., et al. HCN1 channels in cerebellar Purkinje cells promote late stages of learning and constrain synaptic inhibition. Journal of Physiology. 591 (22), 5691-5709 (2013).
- Roy, J. E., Cullen, K. E. Dissociating self-generated from passively applied head motion: neural mechanisms in the vestibular nuclei. Journal of Neuroscience. 24 (9), 2102-2111 (2004).
- Cullen, K. E. The vestibular system: multimodal integration and encoding of self-motion for motor control. Trends in Neurosciences. 35 (3), 185-196 (2012).
- Carcaud, J., et al. Long-Lasting Visuo-Vestibular Mismatch in Freely-Behaving Mice Reduces the Vestibulo-Ocular Reflex and Leads to Neural Changes in the Direct Vestibular Pathway. eNeuro. 4 (1), (2017).
- Stahl, J. S. Using eye movements to assess brain function in mice. Vision Research. 44 (28), 3401-3410 (2004).
- de Jeu, M., De Zeeuw, C. I. Video-oculography in mice. Journal of Visualized Experiments. (65), e3971 (2012).
- van Alphen, B., Winkelman, B. H., Frens, M. A. Three-dimensional optokinetic eye movements in the C57BL/6J mouse. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 51 (1), 623-630 (2010).
- Idoux, E., Tagliabue, M., Beraneck, M. No Gain No Pain: Relations Between Vestibulo-Ocular Reflexes and Motion Sickness in Mice. Frontiers in Neurology. 9 (918), (2018).
- Yoshida, T., Ozawa, K., Tanaka, S. Sensitivity profile for orientation selectivity in the visual cortex of goggle-reared mice. PloS One. 7 (7), 40630 (2012).
- Faulstich, B. M., Onori, K. A., du Lac, S. Comparison of plasticity and development of mouse optokinetic and vestibulo-ocular reflexes suggests differential gain control mechanisms. Vision Research. 44 (28), 3419-3427 (2004).
- Schonewille, M., et al. Purkinje cell-specific knockout of the protein phosphatase PP2B impairs potentiation and cerebellar motor learning. Neuron. 67 (4), 618-628 (2010).
- Kimpo, R. R., Rinaldi, J. M., Kim, C. K., Payne, H. L., Raymond, J. L. Gating of neural error signals during motor learning. eLife. 3, 02076 (2014).
- Kimpo, R. R., Boyden, E. S., Katoh, A., Ke, M. C., Raymond, J. L. Distinct patterns of stimulus generalization of increases and decreases in VOR gain. Journal of Neurophysiology. 94 (5), 3092-3100 (2005).
- Hubner, P. P., Khan, S. I., Migliaccio, A. A. Velocity-selective adaptation of the horizontal and cross-axis vestibulo-ocular reflex in the mouse. Experimental Brain Research. 232 (10), 3035-3046 (2014).
- Wang, J., et al. Storage of passive motion pattern in hippocampal CA1 region depends on CaMKII/CREB signaling pathway in a motion sickness rodent model. Scientific Reports. 7, 43385 (2017).
- Wang, Z. B., et al. Low level of swiprosin-1/EFhd2 in vestibular nuclei of spontaneously hypersensitive motion sickness mice. Scientific Reports. 7, 40986 (2017).
