Summary
Ici, nous décrivons le développement d'un modèle de murine médicalement pertinent du cancer du foie récapitulant les dispositifs immunisés typiques du cancer hépatocellulaire (HCC).
Abstract
L'absence d'un modèle animal cliniquement pertinent traitant des caractéristiques immunitaires typiques du cancer hépatocellulaire (HCC) a considérablement entravé l'élucidation des mécanismes sous-jacents et le développement de stratégies immunothérapeutiques novatrices. Pour développer un modèle animal idéal récapitulant le HCC humain, les souris mâles immunocompétentes C57BL/6J reçoivent d'abord une injection de tétrachlorure de carbone (CCl4) pour induire la fibrose hépatique, puis reçoivent des hépatocytes oncogènes histologiquement normaux de jeunes mâles Souris transgéniques d'antigène de T (TAg)-genos (MTD2) par inoculation intra-splénique (ISPL). Les androgènes produits chez les souris mâles destinataires à la puberté initient l'expression de TAg sous le contrôle d'un promoteur foie-spécifique. En conséquence, les hépatocytes transférés deviennent des cellules cancéreuses et forment des masses de tumeur dans le cadre de la fibrose/cirrhose de foie. Ce nouveau modèle imite l'initiation et la progression humaines de HCC dans le contexte de la fibrose/cirrhose de foie et reflète les dispositifs les plus typiques de HCC humain comprenant le dysfonctionnement immunisé.
Introduction
Le cancer hépatocellulaire (HCC) est le type de cancer le plus rapidement croissant aux États-Unis (US)1,2,3. Chaque année, environ 850 000 nouveaux cas sont diagnostiqués4,5 et 700 000 patients meurent de cette maladie mortelle6,7,8,9,10 , ce qui en fait la deuxième cause de décès lié au cancer dans le monde. La gestion de HCC inclut la résection chirurgicale, la transplantation, l'ablation, la chimioembolization, ou les thérapies systémiques, telles que le sorafenib11. Le diagnostic et la gestion tôt avec la résection ou la transplantation chirurgicale ont l'avantage global de survie le plus élevé4. Malheureusement, la majorité des patients présents à un stade ultérieur et nécessitent une prise en charge avec ablation, chimioembolisation ou sorafenib12. Sorafenib, un inhibiteur de la tyrosine kinase récepteur (RTKI), a été approuvé par la Food and Drug Administration en 2008 comme la seule thérapie médicamenteuse systémique disponible pour le traitement de HCC non résécable. Bien que le médicament ne prévoit qu'une légère augmentation de la survie globale, de 7,9 à 10,7 mois13, il a fourni une nouvelle stratégie thérapeutique qui pourrait être utilisé pour gérer HCC.
Manipuler le système immunitaire pour éliminer les cancers établis est un domaine en croissance rapide dans la recherche sur le cancer14. Les études de point de contrôle immunitaire ont considérablement avancé le développement de médicaments immunothérapeutiques dans le traitement du cancer15,16. La FDA a approuvé l'utilisation d'anticorps (Abs) contre l'antigène cytotoxique T-lymphocyte 4 (CTLA-4), la protéine de mort cellulaire programmée 1 (PD-1), et son ligand PD-L1 pour le traitement du mélanome, du cancer du poumon, du cancer de la tête et du cou, et du cancer de la vessie17, 18 ans, états-unis qui , 19 ans, états-unis qui , 20. Les essais cliniques de monothérapie ou de thérapie combinée utilisant un ou plusieurs anticorps contre PD-1, PD-L1, ou CTLA-4 pour le traitement du HCC avancé sont en cours21,22,23, et certains essais ont donné des résultats favorables. En 2017, la FDA a accordé l'approbation accélérée pour l'anticorps anti-PD-1 pour traiter les patients HCC, qui sont la résistance au sarafenib, mais le taux de réponse global de cette thérapie est seulement 14,3%. D'autres stratégies n'ont pas été traduites en pratique clinique pour le moment24,25. Surmonter la tolérance immunitaire profonde induite par la tumeur pour améliorer la thérapie de point de contrôle immunitaire26; prédire l'efficacité du traitement de contrôle immunitaire; prévenir les effets indésirables liés au système immunitaire; l'optimisation de l'itinéraire, de la posologie et de la fréquence de l'administration; et trouver des combinaisons efficaces de thérapies27,28,29 restent toutes des tâches extrêmement difficiles.
Il existe plusieurs approches conventionnelles utilisées pour induire HCC dans les modèles de souris actuellement et sont utilisés en fonction de la question de recherche particulière de l'enquêteur30. Les modèles chimiquement induits de souris de HCC avec des composés génotoxiques imitent la malignité injury-induite. Les modèles de xénogreffe par l'implantation ectopique ou orthotopic des lignées de cellules de HCC sont appropriés pour le criblage de drogue. Un certain nombre de souris génétiquement modifiées ont été conçues pour étudier la physiopathologie de HCC. Les souris transgéniques exprimant des gènes viraux, des oncogènes et/ou des facteurs de croissance permettent d'identifier les voies impliquées dans l'hépatocarcinogenèse. En raison des limitations inhérentes, ces modèles ne récapitulent pas les caractéristiques immunitaires typiques vues dans HCC humain, qui a considérablement empêché l'élucidation des mécanismes sous-jacents et le développement des stratégies immunothérapeutiques innovatrices14 ,15. Nous avons récemment créé un modèle de murine cliniquement pertinent. Ce nouveau modèle imite non seulement l'initiation et la progression humaines de HCC mais reflète également les dispositifs les plus typiques de la maladie humaine comprenant le dysfonctionnement immunisé. Nous avons caractérisé ses caractéristiques biologiques et immunologiques. S'appuyant sur ce nouveau modèle, nous avons exploré diverses stratégies immunothérapeutiques pour traiter HCC31,32,33,34,35,36, 37. Cette plate-forme unique nous permet d'étudier les mécanismes de l'immunotolérance induite par la tumeur et de développer des stratégies thérapeutiques de preuve de concept pour HCC vers la traduction clinique éventuelle.
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Protocol
REMARQUE: Toute la procédure, y compris les sujets animaux ont été approuvés par l'IACUC à l'Université du Missouri. Toutes les souris ont reçu des soins humains selon les critères décrits dans le «Guide pour le soin et l'utilisation des animaux de laboratoire». La procédure suivante pour l'isolement cellulaire et l'inoculation doit être effectuée dans une hotte. Tous les artistes interprètes ou exécutants doivent porter l'équipement de protection individuelle standard pour la manipulation des souris et des tissus.
1. Induction de la fibrose hépatique et de la cirrhose avec injection IP de tétrachlorure de carbone (CCl4)
REMARQUE : Voir la figure 1. (CCl4 est réactif très dangereux, il doit être manipulé avec soin et avec le port de gants résistants aux produits chimiques)
- Obtenir des souris mâles C57BL/6J âgées de six à huit semaines (voir Tableau des matériaux).
- Préparer une solution de 10 % CCl4 (v/v) dans de l'huile de maïs dans un tube de centrifugeuse. Déterminer le volume total en fonction du nombre de souris à injecter (voir l'étape 1.6).
- Utilisez la technique de manipulation appropriée des souris pour sélectionner une souris pour l'injection.
- Retenez manuellement la souris avec son côté dorsale (abdomen) vers le haut.
- Nettoyer le site d'injection sur la paroi abdominale de la souris en frottant avec 70% d'alcool.
- Injecter des souris mâles C57BL/6J avec 160 l de 10 % de solution CCl4 par injection intrapéritonéale (IP) à l'aide d'une aiguille jetable de calibre 25.
- Assurez-vous que l'aiguille pénètre juste à travers la paroi abdominale (environ 4-5 mm) avec le côté bevel vers le haut et légèrement incliné e à 15-20 degrés.
- Injectez des souris deux fois par semaine pour un total de quatre semaines - chaque souris recevra un total de huit injections.
REMARQUE : Deux semaines après la dernière injection, les souris traitées sont prêtes pour l'inoculation d'ISPL des hépatocytes oncogènes des souris de MTD2.
2. Isoler les hépatocytes tagogènes des souris Line MTD2
REMARQUE : Voir le tableau 1 pour les recettes de solutions.
| 10x Earle's Balanced Salt Solution sans Ca ou Mg (EBSS sans Ca ou Mg) | 4 g KCl 68 g NaCl 1,4 g de NaH2PO4 H2o 10 g de dextrose Ajouter de l'eau à 1 litre, pH à 4,32 Passer par le filtre |
| Solution 1 | 20 mL 10x EBSS sans Ca ou Mg 44 g NaHCO3 1,33 mL 1,5 M d'hélice 10 ml de 10 ml EGTA Ajouter de l'eau à 200 ml |
| Solution 2 | 100 mL 10x EBSS 2,2 g NaHCO3 6,67 mL 1,5 M Hepes Ajouter de l'eau à 1 litre |
| Solution de collagène de 0,75 % | 15 mg de collagène de type 1 20 ml de solution 2 |
| Moyen complet | 2 RPMI 50 mL FBS 5 mL 100x Pénicilline-Streptomycine |
Tableau 1 : Recettes de solution.
- Obtenir des souris MTD238 pour servir de source d'hépatocytes oncogènes.
- Anesthésiez les souris MTD2 de 5 semaines à l'aide d'isoflurane de 2,5 %.
REMARQUE : Une bonne anesthésiation sera vérifiée par la méthode de pincement des orteils. En bref, à l'aide de deux doigts, donner à l'orteil de la souris / pied une bonne pression. S'il n'y a pas de réaction de sevrage, l'animal est jugé assez profond pour commencer la chirurgie. - Lorsqu'ils sont suffisamment sédatifs, placez les souris en position de supine et fixez les extrémités avec du ruban adhésif pour fournir une exposition adéquate de la surface abdominale.
- Effectuer une incision laparotomie midline à l'aide de ciseaux le long de la ligne alba assez grand pour fournir une exposition adéquate du foie.
- Déplacer les intestins vers la gauche pour fournir une meilleure exposition du foie et triade portail.
- Disséquer au-dessus du foie pour exposer le cava de veine inférieur (IVC).
- Ligate l'IVC au-dessus du foie à l'aide d'une pince à artère.
- Pour en revenir à la bordure inférieure du foie, utilisez une aiguille de papillon (voir les matériaux) pour accéder IV à la veine du portail. Fixer le cathéter à la main.
- Perfil le foie de souris successivement à l'aide d'une seringue d'injection à 8,9 ml/min avec 15 ml de solution 1, 15 ml de solution de collagène de 0,75% 2, et 15 ml de solution 2 via le cathéter.
- Récoltez le foie perfusé en coupant et en prenant la masse tumorale des souris de MTD2 dans un tube conique de 50 ml avec 10-15 ml de PBS.
- Retirez PBS et lavez un temps supplémentaire avec PBS; ne pas centrifuger à cette étape.
- Couper le foie en petits morceaux à l'aide de ciseaux, puis laver à nouveau avec PBS 2x pour enlever le sang restant.
- Ajouter 5 ml de milieu COMPLET de RPMI au tube conique et hacher continuellement le foie avec des ciseaux en petits morceaux (lt;3 mm)-tissu devrait passer en douceur par une pipette de 5 ml.
- Ajouter RPMI complet à un volume final de 30 ml et suspendre le foie à l'aide d'une pipette de 5 ml.
- Filtrer la solution mixte à l'utilisation d'une passoire de 70 m dans un tube conique de 50 ml.
- Laver la passoire plusieurs fois avec RPMI complet et ajuster le volume final à 50 ml en ajoutant un support RPMI supplémentaire.
- Faire tourner rapidement la suspension par centrifugeuse jusqu'à un maximum de 500 tr/min; une fois que la vitesse est accélérée à 50 x g,la centrifugeuse doit être arrêtée.
- Décant le supernatant et suspendez les granulés dans 20 ml de PBS.
- Compter les cellules à l'aide de l'exclusion bleue Trypan et un hémocytomètre, puis ajuster la concentration cellulaire à 2,5 x 106/mL pour l'inoculation cellulaire suivante.
REMARQUE: Le rendement attendu de 5 grammes de tissu tumoral est de 80 millions d'hépatocytes avec la viabilité de 'gt;95%.
3. Inoculation des hépatocytes des souris MTD2 au foie des souris sauvages de type C57BL/6J par injection d'ISPL
- La technique aseptique doit être utilisée dans toutes les procédures
- Anesthésier les souris C57BL/6J mâles traitées cCl4avec 2,5% d'isoflurane, les souris doivent être traitées avec du lubrifiant pour les yeux pour empêcher les yeux de se dessécher.
- Préparer des seringues avec 200 l d'hépatocytes pour l'injection.
- Lorsqu'il est suffisamment sédatif, placez les souris avec le côté gauche vers le haut.
- Raser tout le flanc gauche des souris, puis frotter la zone, en alternant entre 70% d'alcool et de bêtadine trois fois.
- Administrer 5 mg/kg de carprofène sous-cutané ouly avant l'incision chirurgicale.
- Faire une incision de 1 cm sur le flanc gauche parallèle à la côte 13e de l'extrême dorsal début juste en dessous du muscle de la colonne vertébrale.
- Identifiez la rate, puis extériez-la à l'aide de forceps à pointe émoussée.
- Clip la rate avec deux clips de titane de taille moyenne. Placez les deux clips entre l'artère splénique et la veine, laissez de la place entre les clips pour couper plus tard après l'inoculation.
REMARQUE : L'objectif est d'isoler le pôle inférieur de la rate afin de réduire le risque d'ensemencement. - Injecter 200 L (0,5 million) d'hépatocytes préparés dans le pôle inférieur de la rate à l'aide d'une aiguille de 27 G.
- Clip la branche inférieure du pédicle (navires à pôles spléniques inférieurs) avec un clip de taille moyenne.
- Couper la rate entre les deux clips initialement placés.
- Enlever le poteau inférieur de la rate qui a été directement injecté avec des cellules tumorales.
- Utilisez 3-0 polyglactin 910 interrompu suturing pour fermer la couche musculaire interne.
- Utilisez des pinces à plaies en acier stérilisées pour fermer la couche externe de la peau.
REMARQUE : Les clips en acier sont préférés aux sutures pour éviter que les animaux ne mâchent des sutures, laissant une plaie béante. - Administrer 5 mg/kg de carprofène sous-cutané après la suture.
- Placez tous les animaux en convalescence sur un coussin chauffant à température contrôlée et surveillez de près jusqu'à ce qu'ils soient complètement remis de l'anesthésie.
- Donnez aux souris un accès gratuit à l'eau après la chirurgie. Si la souris se déshydrate pendant la chirurgie, administrez des liquides sous-cutanés (1 ml).
- Enlever les pinces de peau à 7-10 jours postopératoirement.
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Representative Results
Des hépatocytes oncogéniques isolés chez des souris transgéniques TAg (figure 2) ont été ensemencés dans le foie de souris de type sauvage par injection intra-splénique (figure 3). Les hépatocytes transplantés avec succès et fiable augmenté tumeurs orthotopiques HCC (Figure 4) avec la tumeur spécifique antigène SV40 TAg (Figure 5) dans le cadre de l'inflammation hépatique et la fibrose ( Figure1).
Figure 1: Schéma pour la préparation du modèle de souris de HCC. La conception expérimentale pour établir un modèle murine innovant de HCC. Les souris C57BL/6J sont d'abord traitées avec l'injection IP de CCl4 deux fois par semaine pendant quatre semaines pour induire la fibrose hépatique. Deux semaines après la dernière injection IP, les souris traitées par CCl4reçoivent des hépatocytes isolés chez de jeunes souris mâles MTD2 par inoculation ISPL. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Isolement et purification des hépatocytes des souris MTD2 en ligne. (A) Les hépatocytes isolés des souris MTD2 ont été préparés selon le protocole et tachés de bleu trypan pour détecter la viabilité et la pureté de l'isolement cellulaire. Le panneau gauche montre à la fois les hépatocytes (flèche noire) et les lymphocytes infiltrants tumoraux (flèches rouges) qui sont isolés pendant l'extraction cellulaire. Le panneau droit montre la population cellulaire restant après la centrifugation à basse vitesse, y compris les hépatocytes (flèche noire) et significativement moins de lymphocytes infiltrants de tumeur. Grossissement - 10x objectif, barre d'échelle de 100 m . (B) Les hépatocytes isolés chez les souris MTD2 sont tachés d'une solution bleu trypan avant l'inoculation de souris sauvages de type C57BL/6J. L'isolement cellulaire est déterminé pour être un succès si la viabilité est de 'gt;95%. Les cellules mortes seront tachées avec le bleu trypan (flèches rouges), tandis que les cellules viables ne seront pas tachées (flèche noire). Agrandissement 10x objectif, barre d'échelle de 100 m. Le graphique de droite montre les résultats de l'isolement cellulaire avec 'gt;95% des hépatocytes étant viables, les données statistiques proviennent de 5 différents champs observés sous microscope; les barres d'erreur représentent 'SD.S'il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Inoculation intrasplénique des hépatocytes dans le foie des souris sauvages de type C57BL/6J. La conception expérimentale pour l'inoculation d'ISPL des hépatocytes pour induire HCC dans les souris de C57BL/6J. (1) La rate est identifiée et extériorisée. (2) La rate est coupée avec deux clips en titane de taille moyenne. (3) Les hépatocytes préparés sont injectés dans le pôle inférieur de la rate. (4) La branche inférieure du pédicle (navires à poteaux spléniques inférieurs) est coupée à l'avec un clip de taille moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Développement progressif de tumeur dans les souris de C57BL/6J après l'inoculation avec Des Hepatocytes de MTD2. (A) le modèle orthotopic de tumeur orthotopic de carcinome hépatocellulaire (HCC) a été établi selon le protocole. Des images anatomiques ont été prises avant l'inoculation et aux cours de temps sous-séquentiels. (a) Affiche un foie sain avant l'inoculation avec des hépatocytes MTD2. (b) Foie de souris 3 mois après l'inoculation avec l'évidence du développement brut de tumeur. c) 3,5 mois après l'inoculation avec la charge de tumeur croissante. d) 4,5 mois après l'inoculation. (e) 6 mois après l'inoculation avec l'évidence de la tumeur dans tout le foie. (B) Les nodules tumoraux ont été récoltés et pesés aux moments indiqués après l'inoculation avec des hépatocytes MTD2. Les barres d'erreur représentent leSD.'P 'lt; 0.001, l'analyse statistique a été effectuée par t-tests. (C) Images représentatives de sections hépatiques wildtype et MTD2.MT2. La coloration de l'hématoxylin et de l'éosine (H et E) représente la formation de pseudogland (flèches noires). Il y a l'encombrement nucléaire, et les cellules de tumeur sont éosinophiles avec les rapports élevés noyau-à-cytoplasme (image magnifiée). Agrandissement de 20x objectif, barre d'échelle de 50 m. Les en-sets en haut à droite sont amplifiés manuellement. (D) coloration rouge de Sirius indiquant le dépôt anormal de collagène, compatible à la fibrose de foie. Agrandissement : objectif 40x, barre d'échelle de 20 m. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5 : Détection spécifique du gène d'antigène De SV40 T dans la tumeur. (A) Tissu tumoral et échantillons de tissu additionnels dans toutes les souris ont été rassemblés des souris tumeur-établies. L'ADN génomique a été isolé des tissus et des amorces pour SV40 T Ag et P53 (contrôle) ont été synthétisés pour PCR conventionnel. Le gène d'antigène de T de SV40 a été détecté dans le tissu de tumeur mais n'est pas présent dans le tissu normal ou d'autre tissu chez les souris. (B) Le tissu tumoral a été recueilli à partir de souris tumorales et taché d'anticorps anti-SV40 T. Le panneau gauche est un contrôle négatif du tissu sain de foie rassemblé des souris naïfs. Le panneau droit montre la coloration significative d'antigène de SV40 T du tissu de tumeur rassemblé des souris tumeur-portantes (couleur brune). Agrandissement de 40x objectif, barre d'échelle de 20 m. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Avec ce protocole, nous avons établi un modèle murine fiable et reproductible de HCC qui imite l'initiation et la progression humaines de HCC. Cliniquement, de nombreux facteurs de risque induisent successivement des lésions hépatiques, la fibrose hépatique, la cirrhose et l'étape finale de HCC. Dans notre protocole, l'injection IP de CCl4 est utilisée pour produire d'abord la fibrose hépatique chez les souris de type sauvage, ce qui permet aux hépatocytes oncogènes suivants de former les tumeurs dans le cadre de la fibrose hépatique. Nous avons constaté que la formation de tumeur s'est produite le plus avec succès chez les souris qui ont reçu l'inoculation d'hépatocyte deux semaines après le traitement de CCl4, comparé aux souris recevant des injections à d'autres points de temps. En outre, nous avons constaté que la fibrose hépatique peut être détectée jusqu'à quatre mois après l'injection de CCl4. Cette approche a comme conséquence plus de 90% de souris développant des tumeurs de HCC comparées aux souris sans exposition au CCl4. Dans notre modèle, les hépatocytes transférés de la lignée de souris MTD2 à des souris C57BL/6J, trafic vers le foie où ils deviennent incorporés comme hépatocytes qui expriment TAg comme un antigène tissulaire. L'isolement des hépatocytes de MTD2 est une étape critique au cours de ce protocole. Les foies de souris MTD2 sont perfus épandus à fond avec la solution 1 et 2 pour enlever complètement les globules rouges circulants dans le foie. La solution de collagène est utilisée pour perfuser le foie à la concentration et la vitesse indiquées pour générer une bonne digestion du foie pour libérer les hépatocytes. L'utilisation de concentrations plus faibles de collagène est insuffisante pour la digestion, ce qui entraîne des amas d'hépatocytes. En revanche, des concentrations élevées sont trop sévères sur le tissu, ce qui entraîne une réduction significative des hépatocytes viables. Nous constatons également que la centrifugation brève telle que décrite dans notre protocole est nécessaire pour améliorer la pureté des hépatocytes. La rotation inférieure que nous avons utilisée pour la centrifugation peut précipiter les hépatocytes et laisser les leucocytes dans le supernatant en fonction de la différence de densité de ces deux types de cellules.
La prochaine étape critique est la voie pour inoculer les hépatocytes en souris de type sauvage. Dans nos études pilotes, nous avons exploré diverses façons de procéder à l'inoculation des hépatocytes. La croissance orthotopic réussie de tumeur dans le foie est vue mieux chez les souris recevant l'inoculation intrasplinienne des hépatocytes oncogènes à une dose d'un demi-million de cellules par souris, comparées aux cellules de réception de souris administrées par l'intermédiaire de veine de queue et intrapéritonel injection à diverses doses. Ces résultats suggèrent que la croissance orthotopic de HCC soit route et dose-dépendante. La transformation maligne se produit graduellement et se limite à la sous-population des hépatocytes transplantés plutôt qu'au parenchyme de foie entier. La prolifération continue de cellules a comme conséquence les nodules de tumeur se développant dans tout le foie.
Pour que le HCC ou d'autres cancers progressent, il doit échapper au système immunitaire; en fait, éviter la destruction immunitaire est maintenant considéré comme une caractéristique du cancer39. Cependant, l'absence d'antigène tumeur-spécifique est un obstacle critique à élucider les mécanismes sous-jacents. Dans notre modèle, Le TAg s'exprime dans les tumeurs, et non dans d'autres organes, qui agissent comme un antigène spécifique à la tumeur. En outre, TAg a de nombreuses épitopes bien définies qui peuvent être reconnues par les lymphocytes T CD8 chez les souris C57BL/6J. En ce qui concerne tAg épitope-I, nous avons généré la ligne 416 souris qui expriment transgéniquement les récepteurs des lymphocytes T pour cette épitope34. Cibler TAg pour examiner la réponse immunitaire spécifique à l'antigène tumoral nous permet d'étudier la surveillance immunitaire des tumeurs pendant l'initiation et la progression des tumeurs, ce qui n'est pas possible à l'aide de modèles induits par le DEN ou la manipulation génétique. L'élucidation des mécanismes sous-jacents nous permet d'identifier les cellules critiques et les molécules qui caniquent la tolérance immunitaire induite par les tumeurs. Cibler ces facteurs clés peut faire progresser considérablement notre développement de stratégies immunothérapeutiques novatrices contre HCC. Utilisant ce modèle unique de HCC et outils établis, nous avons étudié les mécanismes sous-jacents à la tolérancetumorale-induite 25,35 et avons exploré diverses immunothérapies immunotumorales basées sur le système immunitaire31,32 , 36 Annonces , 37.
En résumé, notre modèle murin établi de HCC reflète quelques dispositifs typiques de la maladie humaine. Dans notre article précédemment édité, nous avons pu établir ceci comme modèle cliniquement pertinent de tumeur qui a eu des dispositifs typiques de HCC humain. Nous avons montré que les souris traitées avec des hépatocytes CCl4 et MTD2 ont développé des tumeurs qui exprimaient des antigènes associés à HCC, AFP et GPC336. La pathologie a déterminé que les lésions dans notre modèle de murine sont semblables macroscopiquement et pathologiquement au HCC humain. En tirant parti de ce modèle fiable et des outils développés, nous pouvons étudier cette maladie humaine complexe, y compris un aperçu des mécanismes de développement de HCC et du traitement cliniquement disponible.
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Disclosures
Il n'y en a pas à déclarer.
Acknowledgments
Ce travail est soutenu par NIH/NCI R01 CA164335-01A1 (K. F. Staveley-O'Carroll, PI) et NIH/NCI R01CA208396 (Mark Kester, Guangfu Li, Kevin F. Staveley-O'Carroll).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Anesthesia machine | VETEQUIP | IMPAC6 | anesthesia machine for surgery |
| Butterfly needle | BD | 8122963 | Needle used for liver perfusion |
| C57BL/6 mice | Jackson Lab | 000664 | mice used in prototol |
| Carprofen | CRESCENT CHEMICAL | 20402 | carprofen for pain release |
| Cell Strainer | CORNING | REF 431751 | Cell strainer, 70µm, for hepatocytes isolation |
| Centrifuge | Beckman Coulter | Allegra X-30R | centrifuge for cell isolation |
| Clips | Teleflex Medical | REF 523700 | Titanium Clips for spleen |
| Microscope | Zeiss | Primovert | microscope for cell observation |
| Mtd2 mice | N/A | Gift from Dr. William A Held at roswell Park Cancer Institute in 2002, maintained in our lab | |
| Needle | BD | REF 305109 | BD precisionglide needle, 27G x 1/2 (0.4mm x 13mm) |
| Suture | ETHICON | J303H | coated VICRYL suture |
| SV40 T Ag antibody | Abcam | ab16879 | anti-SV40 T-antigen antibody for IHC |
| Syringe | BD | REF 309626 | 1 mL TB syringe for cell injection |
| Trypan blue | SIGMA | T 8154 | Trypan blue solution for cell viability test |
| Wound clips | Reflex | reflex9, Part. No. 201-1000 | stainless steel wound clips for wound close |
References
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