Summary
Здесь представлен протокол экс естественных материнских сосудистой перфузии сосудов, позволяющий администрацию тестовой статьи в материнские сосуды и оценить плацентарный перенос ксенобибиотических частиц или фармакологического вещества в дополнение к изменениям в Физиология плаценты.
Abstract
Плацента является ключевым органом во время беременности, которая служит барьером для плода ксенобибиотических воздействия и посредником обмен питательных веществ для отходов. Анализ описан здесь для того чтобы периспользовать изолированную плаценту крысы и оценить транположение матери к плоду ксенобиотиков ex естественных условиях. Кроме того, с помощью этой методологии можно проводить оценку физиологических процессов, таких как поток жидкости для плода и плацентарный метаболизм. Этот метод подходит для оценки кинетики от матери к плоду фармацевтических кандидатов или загрязняющих веществ в окружающей среде. В отличие от нынешних альтернативных подходов, эта методология позволяет оценки изолированных материнских сосудов плода, с системной нервной или иммунной участие удалены, что позволяет любые наблюдаемые изменения в физиологическую функцию, чтобы быть связаны с локальными факторами в изолированной ткани.
Introduction
Поддерживая морфологическую структуру и физиологическую отзывчивость, перфузии органов была принята система или тканевой подход на основе анализа метаболических функций. Эти методы перфузии позволяют ex в естественных условиях исследование нетронутыми ответы ткани на различные фармакологические и механические стимулы. Перфузии человеческой плаценты первоначально была описана в 1958 для того чтобы определить гормональные влияния на метаболически деятельности цикла лимонной кислоты; ранее идентифицированных в тканях гогонатами, Троен и Гордон признали необходимость уточнить эндокринную активность с помощью нового физиологического подхода1. В ту же эпоху, одной перфузии (матери к фетальной или фетальной к материнской) стратегии были описаны в больших2,3 и малых4 животных модели для понимания плацентарной передачи сахаров, солей и Антипирин наркотиков. В естественных условиях и ex естественных условиях двойного перфузии (скоординированной материнской и фетальной перфузии) методы были описаны для дальнейшего характеризуют плацентарной передачи с использованием в естественных условиях5 и ex естественных условиях6,7,8 методологии. Технологические достижения в области передачи и сканирования электронной микроскопии позволили исследователям проверить структурную и функциональную целостность тканей человека плаценты после перфузии9.
В то время как перфузии тканей человека плацентарных и индивидуальных семядолей является наиболее актуальным, быстрое развитие фармакологических агентов и загрязнителей окружающей среды требует использования модели перфузии животных для раннего скрининга ксенобиотических передачи через плацентарный барьер. Этот метод плацентарной перфузионного позволяет для оценки переноса через плацентарный барьер используя легко достижимую и физиологически уместный семяец крысы. В добавлении, поток жидкости через плацентарный барьер над периодом времени после выдержки можно оценить путем измерять объем перфусат приходя от пупочной артерии. В силу позволяя плацентарной перфузии из обоих материнских и фетальных циркуляций, этот двойной поток всего органа подход может быть выгодным по сравнению с текущим в пробирке и в естественных условиях подходов. Этот метод позволяет измерять в аппарате ксенобиотик через материнский аспект, который может быть измерен из перфусат, который возникает через плаценту через пуповину, или наоборот. Протокол, представленный здесь, будет описывать передачу 20 Нм полистирола (общего нанопластика, используемого в продуктах питания и медицинских изделий) от материнской артерии матки до отделения плода и связанного с этим снижения потока жидкости через плаценту, чтобы проиллюстрировать Использование этого метода в нескольких физиологических, фармакологических, и токсикологические параметры для оценки плацентарной передачи, метаболизм, и физиологические изменения, влияющие материнской и/или плода потока.
Protocol
Все экспериментальные процедуры были одобрены институциональным Комитетом по уходу и использованию животных Университета Ратджерса.
1. Подготовка перед экспериментом
Примечание: эти шаги могут быть выполнены в течение нескольких дней/недель до эксперимента.
- Измените камеру сосуда.
Примечание: Рисунок 1A, B показывает модифицированную одну камеру сосуда.- Переместите термометр датчик из-под клипа и согнуть его так, что он висит свободно в ванне перфузии (рис. 1B).
- Установите два 4-дюймовый тупой наконечник из нержавеющей стали со стандартными концентраторов Luer соединения, 1 25 G и 1 23 G обеспеченных под Therme клип и добавить 3-Way стоп-кран, чтобы позволить канюли пуповины (рис. 1B).
Примечание: Luer соединения различных размеров калибровочных кодируются цветом. Это облегчает идентификацию сосудов во время и после эксперимента.
- Установить два 70 − 100 мкм стеклянных микропипетей. Для получения дополнительной информации по этим процедурам, пожалуйста, просмотрите следующие ссылки10,11.
Примечание: диаметр наконечника, обычно используемый в этих экспериментах, находится в диапазоне 70 − 100 мкм. диаметр наконечника больше, чем этот диапазон может добавить трудности в процессе канты, в то время как кончик диаметром меньше 60 мкм может пробить сосудистую стену во время Каня. - Готовят галстуки из стерильного нейлонового шва (для проксимальных и дистальных концов артерии матки) и из черной плетеной шелковой нестерильной шов (для пуповинной сосудов). Сделать единичные связи на цикл шва, чтобы инициировать квадратный узел или связать ботинок, как описано ранее11.
Примечание: одиночные связи обычно сделаны и хранятся в чашке Петри, заполненной небольшим слоем силиконовой резины, чтобы помочь работать на липком фоне. - Подготовьте 2 л физиологического раствора соли (ПСБ), содержащего, в ммоль/л, 129,8 NCL, 5,4 KCl, 0,5 на2PO4, 0,83 mgso4, 19 нако3, 1,8 Касл2, и 5,5 глюкозы. Отрегулируйте рН до 7,40 ± 0,02, медленно добавляя несколько капель кислоты (1 м соляной кислоты) или базы (1 N гидроксид натрия) к решению и ждать по крайней мере 20 s перед чтением скорректированного измерения рН. Хранить ПСН до готовности к использованию в холодильнике для уменьшения загрязнения, но не хранить в течение более 2 недель.
- Маркировать микроцентрифужные трубки для сбора «материнских» и «фетальных» стоков в каждый момент времени, т. е. «MBaseline, М10,...» до точки 180 мин. Подготовить же для плода стоков (FBaseline, М10, М20,....).
- Калибровка все оборудование, используемое в системе, в том числе циркулирующих температуры ванны и артериального давления мониторы, связанные с поддержанием матки (80 мм рт. ст.) и пуповины (50 мм рт. ст.) перфусат давления.
- Подготовка камеры рассечения (4 "диаметр х 1" глубокий) или циркулирующего нагревателя блюдо, заполнив слой (< 0,25 ") из силиконовой резины. Это изменение должно быть сделано заранее и, как это займет 12 − 24 ч для резины высохнуть.
Примечание: использование рециркуляционный обогреватель/охлаждения блюдо рекомендуется для начинающих хирургов, как блюдо не будет двигаться и ткань будет поддерживать последовательную температуру.
2. Подготовка хирургической станции и выравнивание оборудования
- Включите все оборудование, которое поддерживает систему перфузии для проверки надлежащей функции. Удалите ПСВ от охлаждения и теплой до комнатной температуры. ССО будет использоваться в качестве как перфусат, так и суперпурасат.
- Поместите небольшой пузырящийся камень, чтобы доставить газовую смесь в супербольшой резервуар. Часто используемые смеси включают 21% O2, 8% o2, 3% o2и 0% o2. Включите газа, чтобы обеспечить небольшие пузырьки для решения суперкопуты. Отрегулируйте поставку газа, чтобы избежать брызг.
- Организуйте анатомическую станцию животного, проверив анестезию, организовав хирургическое оборудование и подготовив шов. Подготовьте анатомический зал, собирая вскрывая булавки, поворачивая охладитель (или извлекая лед), и заполняя рассеивающий зал (облицованная резиновым силиконом) с холодной технической помощью.
- Аккуратно заполните все камеры, иглы, стеклянные микропипетки, трубки и резервуары с подогретой технической поддержки, тщательно следя за и устранение пузырьков воздуха путем отсасывания их с тонкой наконечник передачи пипетки. Поверните все 3-Way Стоп-краны с "OFF", стоящих перед направлением пипетки, чтобы обеспечить жидкость в пипетку.
- Поместите один галстук на каждой из двух стеклянных микропипетей, подготовленных для Каня матки и на двух тупой наконечник иглы, предназначенные для пуповинной канниляции. Безопасные связи с пипетками и тупым наконечником иглы для предотвращения потерь во время движений камеры (рис. 1C).
3. заготовка плаценты
- Обезболивить беременную женскую крысу на гестационный день 20 с 5% изофлуран около 4 мин или до животного экспонатов затрудненное дыхание. Переместить животное в нос конуса и управлять 2,5% − 3% изофлуран для поддержания анестезии. Подтвердите бессознательное по недостатку рефлекса пальца ноги.
Примечание: использование крысы при гестационном дне 20 представлено в этом протоколе. Тем не менее, протокол остается прежним, если экспериментальные условия требуют плацентарной оценки, чтобы иметь место ранее в гестации. - Определить и изолировать рога матки (справа или слева) выбора, выподнимая и распространяя из длинных путей за пределами туши крысы. Использование плетеный Шелковый шов, галстук от матки артерии в конце яичника и вагинальный конец рога. Включите яичник внутри шва с рогом матки.
- Использование хирургических ножниц, акцизных от матки Рога путем сокращения на проксимальной стороне завязи галстук и Дистальная сторона вагинального галстука, оставляя рожок матки связали с швов на обоих концах. Перенесите рожок матки в Рассекающий блюдо с силиконовым резиной и наполните холодной (4 °C) технической помощью. Независимо от того, выбирается правый или левый Рог, поддерживайте ту же сторону для отбора в каждом эксперименте для обеспечения последовательности.
Примечание: для фетальной анестезии, щенки хранятся в ледяной технической поддержки. Таким образом, температура технической поддержки внутри рассеивающей камеры поддерживается охлажденной циркуляционная Ванна или анатомический камера должна храниться на льду.
Примечание: в этот момент наркотизированной плотины могут быть умерщвлены в лабораторных IACАC утверждения протокола. В этом случае, эвтаназия происходит через Пневмоторакс (путем разрезания диафрагмы) и удаление материнского сердца. - Аккуратно нажмите Рассекающий штифт через рожок матки в Силиконовую резину, с яичник стороны слева и вагинальной стороны право визуализировать сосудистую матки. Это позволит стабилизировать матку и предотвратить движение ткани во время рассечения фетального отсека. Выберите материнское-плаценту-фетальную единицу центральную к Рожочок и лигате маточную артерию и Вену с хирургическими ножницами. Вырезать мышцы матки проксимальных и дистальнее выбранной плаценты и плода. Мышцы матки могут быть втянуты, потянув его в сторону; важно, чтобы оставить его нетронутым, но тянуть его от покрытия плода щенка.
Примечание: в зависимости от длины сегмента маточных артерий по обе стороны дугуальной артерии выбор материнского-плацентарно-фетального блока должен быть основан на длине участка матки. Более длинные сегменты позволят добиться более успешной каннляции. - При помощи тонких щипцов и ножниц удалите околоплодные мембраны с поверхности плода плаценты, заботясь о том, чтобы избежать пуповины.
- Разгадать и лигате пуповину, чтобы отделить плода щенка.
- Определите пупочную артерию (более толстый сосуд) и Вену (более тонкий сосуд). Отметьте пупочную вену для легкого отождествления путем разрезания его немного короче, чем пупочная артерия.
- Аккуратно отделим пупочную артерию и Вену друг от друга.
- Весь плацентарный аппарат, включающий сосудистую ткань матки, маточную мышцу, плаценту и пуповину, можно вырезать и удалить.
4. плацентарный перфузии
- Поддержание анатомического кровотока сохраняя правильные дистальной к проксимальной ориентации матки артерии, место плацентарного блока (состоящий из сосудов матки, маточных мышц, плаценты, и пуповины) в модифицированную изолированную камеру сосуда заполнены с теплой, насыщенной кислородом технической поддержки.
- Использование пары тонких щипцов в каждой руке, кантляции проксимальных и дистальных концах матки артерии на стекло микропипетки.
- Плотно закрепите маточную артерию с помощью стерильного нейлонового шовного шва, ранее обеспеченного на микропипетке.
Примечание: два-галстук петли (узел) может быть необходимо; Тем не менее, одна петля галстук позволяет большую корректировку. - Каннировать пуповину (фетальный-к-материнский кровоток) на 23 G (больше) иглы и закрепите его с черным плетеные шелка шов.
- Катетер пуповины (материнский поток крови плода) на 25 G (меньшая) тупая игла и закрепите ее черным плетеным шелковым шовным стеком.
- Переместить в плацентарной перфузии станции и засыпки все стоп-краны и тубингс для предотвращения пузырьков воздуха. Соедините все таббингс согласно фигуре 2.
- Поместите небольшие лодки весом под дистальной канной материнской артерии матки и иглы канниляция фетальной пуповинной Вены, чтобы поймать сточных вод, которые появятся во время процедуры.
- Включите перисталитический насос, контроллер давления, и монитор давления и открыть стоп-кран, чтобы разрешить поток жидкости через трубы к давлению преобразователя, но еще не к плаценте. Медленно увеличим давление до 80 мм рт. ст.
- Медленно поверните стоп-кран в плаценту, чтобы открыть и наблюдать за утечками внутри камеры и вокруг галстуков.
Примечание: Если перисталетический насос работает на высокой скорости, пересмотреть проксимальной Каня и связей для утечки жидкости. В случае выявления утечки необходимо устранить. Также Отметим, в то время как среднее давление маточных артерий будет оставаться постоянным (установлен на 80 мм), скорость потока жидкости может быть переменной в зависимости от сосудистых и плацентарных физиологических реакций. Количественная оценка потока жидкости может быть определена в качестве экспериментальной переменной в ответ на воздействие ксенобибиотиков. - Включите стоп-кран, чтобы поток жидкости в пупочную артерию. Установите давление примерно на 50 мм рт. ст., которые могут быть реализованы с перисталитическим насосом (рис. 3) или гидростатичной колонной.
- Пополнение всех водоемов (матки, пуповины и суперфузуты) для поддержания объема жидкости на протяжении всего эксперимента.
Примечание: после начала перфузии и эксперимента, анестезированные щенки, оставшиеся в рассеивающей блюдо могут быть оценены для жизнеспособности, касаясь щенков с щипцами, чтобы вызвать неврологическую реакцию. Обескровливание щенков будет происходить через гистерэктомию рожка матки; Дальнейшая эвтаназия может быть завершена через утвержденные протоколы IACUC. В этом случае, открывая околоплодных вод в холодную ПСВ и создания пневмоторакс путем разрезания ребер.
5. макет эксперимента
- После канниляции и инициирования перфузии, пусть ткани выравниваются в течение 30 минут, чтобы сосуды могли адаптироваться к новому потоку жидкости. Всасывание стоков по пипетке и сохранить его в соответствующим образом помечены микроцентрифуга трубки.
- После equilibration, установить базовую перфузии путем сбора стоков на 10 мин от обоих судов весом в микроцентрифугических труб и измерения объема жидкости, которая возникает через маточной артерии и пупочной вены.
- Инициировать сбор образцов на 10-минутных интервалах путем сбора стоков из дистальных артерий матки и пупочной вены. Например, администрировать дозу 900 мкл болюса 20 Нм роденина-помечены наночастицы полистирола (8 х 1014 частиц/мл) приостановлено в 0,01% сурфактанта к линии перферное с помощью маточной артерии, чтобы определить время прохождения курса ксенобиотических наночастиц через плацентарный барьер.
Примечание: эти образцы сточных вод позволит измерения загрязняющих веществ в жидкости (либо ксенобиотических, фармакологических, или метаболит) и обеспечить скорость потока жидкости через маточную артерию или через плаценту и в фетальном отсеке ( Рисунок 4). - После болуса вливания, собирать образцы из дистальных артерий матки и фетальных пупочной вены стоков каждые 10 минут в общей сложности 180 мин после вливания.
6. Очистка оборудования
- После каждого эксперимента удалите плацентарный агрегат из пипетки. Все швы могут быть сохранены для повторного использования в будущих экспериментах. Плацентарные ткани могут быть сохранены для дополнительных гистологических или механистических исследований.
- Очистите все тубингс и канюли системы перфузии с 70% этанола следуют дистиллированной воды и вакуумной сухой.
Примечание: Если тубингс или пипетки начинают обесцведелать или кажутся поврежденными, замените их до следующего эксперимента. Кроме того, после завершения экспериментальной когорты (например, все исследования, относящиеся к одному загрязнителя), замените все тубингс в камере, чтобы предотвратить перекрестное загрязнение.
Representative Results
На рисунке 5 показаны экспериментально-принципиальные эксперименты с использованием синего красителя Эвана, позволяющие нам протестировать систему и визуализировать соответствующую функцию жидкости и плацентарного барьера и предотвратить перенос в фетальный отсек. Синий краситель Эвана достиг и перцил ткань плаценты внутри этой системы (Рисунок 5A). При дальнейшем расследовании, ясно, что синий краситель Эвана не входят фетальной Вены пуповины (рис.5B), который, как ожидается, как синий краситель Эван связан с альбумином.
На рисунке 6 показаны данные для макета эксперимента, описанного в этом протоколе. Пробы сточных вод из дистального конца маточной артерии и пупочной вены плода измерялись на каждом 10-минутном отрезке для оценки течения жидкости в течение долгого времени после приема препарата Болус в материнскую артерию (рис. 6). Снижена передача жидкости в фетальный отсек в течение 10 минут после того, как было выявлено вливание полистирола. Для количественной оценки переноса полистирола в фетальный отсек во время времени, когда это происходит, 25 мкл из перво-используемой жидкости с каждой точки времени был помещен в 96 хорошо пластины в дубликат для измерения флуоресценции образца. Флуоресценция определялась спектроскопическим чтением на 546/575 Нм (ex/EM) с использованием флуоресцентного считывателя микроплит. Перенос полистирола в фетальный отсек произошел в течение 10 минут и достиг пика на 20 минут и продолжался в течение 90 минут (Рисунок 6B).
Для гистопатологии и морфологических оценок были сохранены подмножество пертоиспользованных плацентарных тканей. Ткани были формалин-фиксированными и гематоксиллин и Эоин окрашенных и рассмотрены Советом сертифицированных ветеринарных патологоанатом. Эти эксперты не выявили структурных отклонений в плаценте пер, используемый только в технической поддержке, или ПСВ с Болус дозы Родин-помечены полистирола.
Рисунок 1: модифицированная однокамерная камера. A) Обзор модифицированной камеры. (B) крупным планом изображения тупой наконечник иглы закреплены в камере сосуда. Красная стрелка указывает на термисторный клип, который был изменен, чтобы удерживать иглы в месте для пуповинной канниляции. C) представительное изображение четырёх канюль, подготовленных для канюляции тканей. Красные стрелки указывают на каждую из четырех канюль. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.
Рисунок 2: более близкий взгляд плацентарной перфузии камеры. (A) это представляет собой трубку придает давлению преобразователь и каннула проксимальной материнской артерии матки, или "приток". Давление устанавливается на постоянную 80 мм рт. ст., как это определено в литературе. (B) это представляет собой камеру сливной порт от суперфузата, окружающих плацентарную ткань во время перфузии. (C) это представляет собой камерный приток суперпурата для купания плаценты с нагретой ПСВ во время перфузии. (D) это представляет собой дистальной порт материнской матки, где могут быть собраны сточные линии от перфузии матки. (E) это представляет температурный порт, где камера сосуда может быть прикреплена к термометру и нагреватель для поддержания последовательной температуры во время эксперимента. (F) это представляет собой канты пупочной артерии. Пупочная артерия под давлением до 50 мм гектограмм, чтобы обеспечить контоносный поток на уровне плаценты. (G) это представляет собой пупочную коллекцию сточных вод Вены. Жидкость, которая течет в сторону фетального отсека во время перфузии, будет собрана здесь. (H) это центр системы перфузии, где плацента каннула и поддерживается на протяжении всей перфузии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.
Рисунок 3: вид плацентарной перфузии. ( А и б) система контроля давления, используемая для мониторинга и поддержания 80 мм рт. (C) это представляет собой терморегуляцию перфузии камеры. D) Микроскоп. E) перфузии камеры. (F) силы тяжести ФРС пуповины перфузии установлен на 50 мм рт. G) перисталетический насос, используемый для заполнения и слива плацентарной суперпуты. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.
Рисунок 4: схема плацентарной перфузии. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.
Рисунок 5: представительная образы доказательства-оф-принципа экспериментов с использованием синего красителя Эвана. ( А и б) подтверждение принципа, что синий Эван будет перьиспользовать сосудистую ткань матки, мышцы матки и плаценту, но не будет пересекать плацентарный барьер из-за связывания альбумина. Зеленая стрелка указывает на синий венозный дренаж от плаценты обратно к материнскому кровообращению. Красная стрелка указывает, что пупочная Вена стоков к фетального отсека. Обратите внимание на отсутствие синего красителя. (C) представительный образ сбора сточных вод из пупочной вены. Красная стрелка указывает на формирование капли до сбора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.
Рисунок 6: данные, полученные из макета эксперимента. Флуоресцентных измерений Родин-помечены полистирола наноматериалы, нормализованных к базовой флуоресценции, через сбор (а) матки артерии и (б) фетальные пупочные Вены стоков. Среднее нормализовалось до базовой флуоресценции ± стандартной ошибки (SE). *: p < 0,05 и T: p < 0,1 с помощью анализа дисперсия (Анова). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть увеличенном варианте этой фигуры.
Discussion
Этот метод перфузии позволяет быстро оценить плацентарный барьер и физиологическую функцию сосудистую и трофобластного слоя матки. Каня и перфузию проксимальных до дистальных концов материнской артерии матки имитирует физиологию материнского кровотока через это крупное судно, ответственное за отправку крови к развивающемуся плоду. Эта методика позволяет физиологически оценить изолированную материнскую, плацентарную и пупочную сосуды, и поэтому изменения в физиологии могут быть определены как сосудистая патология; иммунные и нервные иннервирования удаляются в ходе процедуры экс-естественных условиях. Для обеспечения надлежащей оценки, поэтому важно, чтобы Канта эти сосуды тщательно, чтобы не создавать каких-либо слез или проколов в стенках сосуда, и для удаления пузырьков воздуха. Газовые Эмболы могут привести к повреждению эндотелиального слоя сосудов или препятствовать кровеносным сосудам. Поддерживая сосудистую связь между маткой, плацентой и плодом во время рассечения, можно наблюдать оценку жидкости и транместорасположения для плода. При введении ксенобиотика, в данном случае 20 Нм полистирола, кинетика к дистальному концу маточной артерии и через плаценту к фетальному отсеку можно оценить путем анализа стоков в течение времени 180 минут.
В то время как модель двойного перфузии была описана и передача частиц и жидкости от матери к фетального отсека контролируется в этой статье, оценки могут быть также сделаны в обратном порядке от плода к материнскому отсеке. Одним из ограничений метода описано здесь является то, что дистальной матки Вены не каннула или пробы. В будущих исследованиях, особенно тех, которые сфокусированы на передаче плода-матери, важно будет канвать и пробовать дистальной сосуд из матки. Сточные стомы, взятые из этого фиктивного эксперимента, использовались для оценки переноса ксенобиотиков; Тем не менее, широкий спектр оценок, относящихся к эндокринной и молекулярной плацентарных функций или фетального питания может быть выполнена.
Сильные стороны этого протокола намного перевешивают его незначительные ограничения. Препарат поддерживает физиологическую структуру и целостность целого органа для оценки экспериментальных условий. Ex естественных условиях плацентарной перфузии является научным прогрессии от сотовой основе в пробирке для всего животного воздействия правильно определить репродуктивную оценку риска. Это может считаться ценным методом для исследований, оценивающих плацентарные фармакологические наркологические препараты, фармакокинетики, токсикологию, физиологию и материнскую фетальную медицину.
Disclosures
Авторам нечего раскрывать.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Национальным институтом экологических наук (R00-ES024783), Ратгерский центр по экологическим воздействиям и болезням (P30-ES005022), и Рутгерский совместный выпускник программы по токсикологии (T32-ES007148). Мы также хотели бы поблагодарить доктора Майкла Годкена, Марианну Полюнас и Педро Лоуро за их техническую экспертизу и д-ра Адама гудвилла за его помощь в проектировании нашей схематичный схемы перфузии (рис. 5).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Black braided silk non-absorbable surgical suture non-sterile | Surgical Specialties Look | AACO805 | |
| Fine forceps | FST by Dumont Switzerland | 11252-20 | |
| Fine scissors | FST by Dumont Switzerland | 14060-10 | |
| Glass cannula pack | Living Systems Instrumentation (LSI) | GCP-75-100 | |
| Microcentrifuge Tubes 2.0mL polypropylene graduated tube with locking lid MIXED | Fisherbrand | 02-681-299 | |
| Non-serrated fine curved micro serrefine clamps | InterFocus | 18052-03 | |
| Perfusate pump | ISMATEC | ISM795C | |
| Pressure monitor | Living Systems Instrumentation (LSI) | Mode PM-4 | |
| Self-heating single vessel chamber | Living Systems Instrumentation (LSI) | CH-1 | |
| Servo Pump | Living Systems Instrumentation (LSI) | ModelPS-200-P | |
| Stainless steel blunt needle 23 gauge | Component Supply Co. | 04651-01 | |
| Stainless steel blunt needle 25 gauge | Component Supply Co. | 07116-01 | |
| STERILE Nylon Suture | AROSurgical Instruments Corporation | T04A00N07-13 | |
| Stopcock | Sedation Resource | 6-205-04 | |
| Temperature Controller | Living Systems Instrumentation (LSI) | Model TC-09S |
References
- Troen, P., Gordon, E. E. Perfusion studies of the human placenta. I. Effect of estradiol and human chorionic gonadotropin on citric acid metabolism. Journal of Clinical Investigation. 37, 1516-1523 (1958).
- Alexander, D. P., Huggett, A. S., Nixon, D. A., Widdas, W. F. The placental transfer of sugars in the sheep: the influence of concentration gradient upon the rates of hexose formation as shown in umbilical perfusion of the placenta. Journal of Physiology. 129, 367-383 (1955).
- Alexander, D. P., Andrews, R. D., Huggett, A. S., Nixon, D. A., Widdas, W. F. The placental transfer of sugars in the sheep: studies with radioactive sugar. Journal of Physiology. 129, 352-366 (1955).
- Dancis, J., Money, W. L. Transfer of sodium and iodo-antipyrine across guinea pig placenta with an in situ perfusion technique. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 80, 215-220 (1960).
- London, W. T., Money, W. L., Rawson, R. W. Placental Transport of I-131-Labeled Thyroxine and Triiodothyronine in the Guinea Pig. Endocrinology. 73, 205-209 (1963).
- Stulc, J., Stulcova, B., Svihovec, J. Transport of calcium across the dually perfused placenta of the rat. Journal of Physiology. 420, 295-311 (1990).
- Goeden, N., Bonnin, A. Ex vivo perfusion of mid-to-late-gestation mouse placenta for maternal-fetal interaction studies during pregnancy. Nature Protocols. 8, 66-74 (2013).
- Bond, H., et al. Artificial perfusion of the fetal circulation of the in situ mouse placenta: methodology and validation. Placenta. 27, Suppl A, S69-75 (2006).
- Illsley, N. P., Fox, H., Van der Veen, F., Chawner, L., Penfold, P. Human placental ultrastructure after in vitro dual perfusion. Placenta. 6, 23-32 (1985).
- Davis, M. J., Kuo, L., Chilian, W. M., Muller, J. M. Isolated, Perfused Microvessels. Clinically Applied Microcirculation Research. Barker, J. H., Anderson, G. L., Menger, M. D. , 1 ed, CRC Press. Boca Raton. 435-456 (1995).
- Butcher, J. T., Goodwill, A. G., Frisbee, J. C. The ex vivo isolated skeletal microvessel preparation for investigation of vascular reactivity. Journal of Visualized Experiments. (62), 3674 (2012).
