Summary
המטרה של פרוטוקול זה היא להפגין שיטות נמק בטוח בבעלי חיים קטנים וגדולים כדי להשיג דגימות רקמה מספקת עבור בדיקת כלבת.
Abstract
מחלקת הבריאות של ניו יורק (NYSDOH) מעבדת הכלבת מקבלת בין 6,000 ל-9,000 דגימות מדי שנה ומבצעת בדיקת כלבת למדינה כולה, פרט לעיר ניו יורק. מעבדת הכלבת מהווה מגוון בעלי חיים הנעים בגודלם מעטלפים ועד bovids. רוב הדגימות הן בעלי חיים המציגות סימנים נוירולוגיים, עם זאת, פחות מ 10% בעצם לבדוק חיובי עבור כלבת; רומז טראומה, נגעים או סוכנים זיהומיות אחרים כגורם לתסמינים אלה. בשל הסיכון לשימוש בחומרים מדבקים לא מאובחנים, מעבדת הכלבת אינה משתמשת בכלי הכוח או במסורים. שלוש טכניקות נמק יוצגו עבור בעלי חיים אשר גולגלות שלהם בלתי חדיר עם מספריים. המעבדה מיישמת טכניקות אלה כדי להקטין את החשיפה הפוטנציאלית לסוכנים זיהומיות, לסלק מניפולציה מיותרת של הדגימה ולהפחית את זמן העיבוד. היתרונות של טכניקה מועדפת המתנגדים לאחר כפוף עיבוד האדם המיומן הדגימה.
Introduction
העבודה על הרצפה הנקרובית של מעבדת כלבת היא מסוכנת מיסודו. לעיתים, דגימות מגיעות עם הקיפוד מוטבע, חפצים זרים כולל חיצים/כדורים/כדורי או רסיסי עצם חשופים שעלולים לחדור את עטיפת המשלוח המגן. אריזות לא תקין יכול לגרום דליפה, מסכן אנשים שמפרוק דגימות. בנוסף לפציעה פיזית, מטכנאים נקרוסטים מסתכנים בחשיפה לzoonotic לא ידועים של גורמים זיהומיות מתוך הגוף הפיזי ומנוזלי גופו של הדגימות. בנוסף, ectopאראטאתרים שנשאו הדגימה עשויים לשדר מחלות zoonotic אחרות, כמו פרעושים וקרציות נראים בדרך כלל על בעלי חיים שהוגשו. בהתאם למיקום הגיאוגרפי ומינים המעורבים המחלות נחשף משתנה. Arboviruses כגון וירוס קרום המוח המזרחי של הסוסים (EEEV) או וירוס הנילוס המערבי (WNV), שנתות מחלות המועברות כולל מחלת ליים או tularemia חיידקים גרימת קדחת Q או שחפת, ו prions זיהומיות שם מספר קטן של הסכנות האפשריות1 , מיכל השני , 3. שלוש.
מטרת שיטות אלו היא להפגין טכניקות בטוחות ויעילות של נקרופסי באמצעות מכשירים הממחישים את הפוטנציאל של aerosolization בניגוד לכלי הכוח או מסורים4,5. בדרך כלל, נמק של בעלי חיים קטנים במעבדת הכלבת דורש לחתוך את שרירי הגולגולת ולהשתמש בפטיש ובאזמל כדי לפתוח את החלק הקודל של הקלוארינום6. הסרת אזור זה של חילונית חושף את המוח האחוריות, כולל גזע כולו המוח הגולגולתית. טכניקות נקרופסי שהשתנו ניתן לבצע על החלק הגחוני של הגולגולת, הימנעות שרירי הגולגולת גדול ואזורים עבים של הגולגולת. עם זאת, אלה שונה שיטות נקרופסי אפשריים רק כאשר הדגימה היא ללא חוליות צוואר הרחם.
באופן דומה, רקמת המוח בבעלי חיים גדולים ניתן להסיר על ידי הפרדת שרירי הגולגולת ופתיחת החלק של caudal של הגולגולת7. מאמץ רב נדרש כדי לחשוף את הגזע המוח הגדול ביותר כמו גולגולות של בעלי חיים גדולים הם בדרך כלל עבים יותר. כדי להימנע מחדירה לגולגולת, ראשו של בעל חיים גדול מוצב כך שהחלק של הגולגולת של הגוטרו-קאואל עומד בפני הטכנאי. באמצעות מכשירים ששונו, המוח המוח והגזע מוסרים דרך מגנום foramen. הדבר דומה לשיטת הרכישה לדוגמה המומלצת על-ידי המעבדה הפניית האיחוד האירופי של TSE עבור דבקות ספונגיפורם אנצפלופתיה (TSE) חקירות8. חוליות הגולגולת יש להסיר מראש כדי לספק גישה מגנום foramen.
יישום טכניקות אלה מועיל לטכנאים מאומנים כראוי במעבדות כלבת. כאשר מעבדת הכלבת מקבלת דגימות של גדלים שונים, מעטלפים קטינים ועד לסוסי טיוטה מבוגרים9, לטכנאי יש מספר שיטות לבחירה בהתאם לנסיבות הבודדות. השיטה הוכיחה לבעל חיים גדול מתאימה גם לוטרינרים המבצעים בשטח נקרופיזים, שכן המשלוח ראש גדול של בעל חיים לבדיקת כלבת הוא מסורבל ויקר. יישום כל הטכניקות הללו ישפר את הבטיחות על ידי הפחתת הפוטנציאל של ייצור התרסיס, להפחית את הטיפול של הדגימה ולחסוך זמן עיבוד. עם זאת, כאשר השדה אינו מכיל את אותם יתרונות כמו מעבדה להגדיר ספציפי לבדיקת כלבת, זה חיוני כי כל השינויים שבוצעו בהליכים אלה להתמקד בבטיחות, במיוחד את השימוש בציוד הגנה אישית (PPE).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל השיטות המתוארות אושרו על-ידי מרכז וודסוורת ', טיפול בבעלי חיים מוסדיים והוועדה לשימוש (IACUC).
1. הכנה
- Don PPE, בהגנה על העין המינימלית (משקפיים או מגן פנים), כירורגי או N-95 מסכה, ו שאינם לאטקס כפפות.
- הכנת אזור עבודה, באופן אידיאלי ארון בטיחות ביולוגי (תואר ראשון), עם משטח עבודה חד-פעמי המכסה (למשל, נייר קראפט או רפידות סופג) ומכשירי נמק נקיים (איור 1).
- מניחים את הדגימה על משטח העבודה ומשתמשים בכלים כדי לתמרן אותו כדי להעריך את המצב של המדגם כולל ראיות של ריקבון, נזק לגולגולת, סיכונים פוטנציאליים (למשל, הקיפוד, להבי אזמל), ואת איכות עריפת הראש.
2. שיטת הגחוני
הערה: כאשר הדגימה מערפת כהלכה על קו הלסת, הגנום הפורה והקונדילה העורפית ייחשפו. השיטה מסובכת פחות לאחזור המוח הקטן וגזע המוח.
- הצב את הדגימה עם הצד הגחוני למעלה ולאף מכוון לעבר החלק האחורי של תואר ראשון.
- להחזיק פטיש אורטופדי/פטיש ביד ימין (אם יד ימין) ובאותו זמן להחזיק אזמל המועצה ביד שמאל.
- מקמו את האזמל בזווית 45 מעלות עם נקודת הפינה של האזמל, הבימוי בין הצד הימני של עצם הרקה לעצם העורף ומבצע פתיחת "V".
- הכה את החלק העליון של האזמל עם הפטיש עד ששתי העצמות נפרדות. הפוך את החתך לסמוך לעצם בסיסה.
- חזור על הצד השמאלי של עצם הרקה/עצם העורף (איור 2A).
- כופף את אזור ה-V של הגולגולת כלפי מטה עם האזמל. לחשוף את האזור כולו מעוכל cephalon של המוח (מוח המוח גזע) (איור 2B).
- להוציא את גזע המוח ואת המוח המוחי עם מספריים מלקחיים. להסיר את כל החלקים הנותרים מן הגולגולת אם גזע המוח המוח לא יצא בחתיכה אחת.
3. שיטת השיטה
הערה: אם לדגימה יש עריפת ראש גרועה (מגנום שאינו נראה לעין) והצוואר לא יכול להיות מוסר בקלות במהלך נקרופסי או אם הנזק למוח הקטן הוא חשוד, יש לעשות שימוש בשיטת העורף.
- הצב את הדגימה עם האף מכוון לעבר החלק האחורי של תואר ראשון.
- באמצעות tenacula הגידול, לתפוס את שריר הרקה השמאלית עם השיניים של tenacula ולנעול על ידי לחיצת ידית.
- חותכים את השריר הזמני עד עצם עם סכין חיתוך חדה.
- לסובב את הדגם 180 ° עם tenacula וסכין (לא יד) ולחזור על התהליך על השריר הזמני הנגדי. . תחשוף את הגולגולת
- מקמו אזמל בזווית 45 ° עם נקודת הפינה של האזמל על מרכז הגולגולת בצומת של העצם הקודקודית והתוך-גולגולתי.
- הכה את החלק העליון של האזמל עם פטיש עד פתח אופקי נעשה על החלק העליון של הגולגולת על עצם הקודקוד.
- סובב את הדגימה 180 ° וחזור על התהליך בצד הנגדי.
- הכנס את נקודת האזמל לסוף חתוך 1 (איור 3A) וב90 ° הפתיחה האופקית. הכה עם הפטיש עד הפתיחה מגיע עצם העורף (כ 10 ס מ בהתאם לגודל של הדגימה).
- לגלגל את הדגימה ולחזור על הצד הנגדי בסוף לחתוך 2.
הערה: עם הדגימה בגב ובאף ממוקם לעבר החלק האחורי של תואר ראשון, הפתחים בגולגולת דומים "U" הפוכה. - הכנס את השיניים של הטאקולה לתוך הגולגולת בתחתית "U" ולחטט לכיוון עצמך. לחשוף את קצה caudal של המוח ואת המוח הדלי (איור 3B).
- להשתמש במספריים כסקופ ולהוציא את כל המוח החצי מתוך החלל.
- השתמש מלקחיים רקמה להקניט את גזע המוח מן האמן.
4. שיטת בעלי חיים גדולה
- הצב את הדגימה כך שהחלק החלק של הגולגולת הוא במגע עם משטח הנמק עם החלק caudal של הגולגולת ואת מגנום האמן מול הטכנאי.
- הכנס את סכין הפגיון שהשתנה לתוך מגנום foramen בין חוט השדרה ואת קרום השדרה עד כמה שאפשר.
- ציון סביב חוט השדרה כדי להפריד את הגזע המוח והמח מקרום שדרתי. לאחר הסכין מוכנס דרך מגנום האמן, בעדינות להטות את הסכין כדי לעקוב לאורך הגולגולת ככל האפשר.
- הכנס מרית כימיה או כפית דקה ומטופלת ארוכה לתוך החלל שבין הרקמה העצבית לבין קרום השדרה.
- בדיקה סביב חוט השדרה ואת המוח ההמח כדי להבטיח את הקשר עם קרום השדרה כבר נחתך.
- להחזיק את גזע המוח עם מלקחיים. מצד שני, מקדם את הכפית. לאחר מכן מדורסלי כדי לאסוף את המוח במקביל למשוך חזרה את גזע המוח עם מלקחיים ולהוציא את המוח המוחי באמצעות הכף.
הערה: ייתכן שייקח יותר מניסיון אחד לשחזר מספיק מוח לבדיקת כלבת.
5. פוסט נקרופסי
- היפטר מכל החומרים החד-פעמיים (כפפות, רפידות, כיסויי שטח עבודה) ורקמות שאינן בשימוש בפסולת ביוסוכנת.
- נקה וחטא את כל המכשירים עם השיטה הזמינה (למשל, מדיח כלים תעשייתי, אוטוקלב, מחטא כימי, רתיחה).
- לנקות ולחטא את כל משטחי העבודה עם 20% אקונומיקה ו/או 70% אתנול.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
כל הדגימות היבשתי שהוגשו עם גולגולות בין 31 בינואר 2019 ו -28 בפברואר, 2019 היה מידע בנוגע לנוכחות של צוואר ושיטת נקרופסי שנאספו. במהלך הזמן הזה, 170 ראשים היו נקרופסיב 18 מינים מיוצגים. 52% (89/170) הערויו כהלכה. הנותרים לפחות חוליה אחת מחוברת כולל שלושה דגימות גוף שלמות. השיטה הגגייתי שימש 75% (128/170) של הזמן, של אלה, הצוואר היו נוכחים על 49. דגימות שהוגשו עם צוואר יהיה להסיר אותו בזמן נמק כדי לאפשר את השיטה הגגבית ככל האפשר. שלוש בעלי חיים גדולים (פרה, צבי, חזיר) הוגשו ובשני מקרים השתמשו בפרוטוקול בעל החיים הגדול. הפרוטוקול הגדול בעלי החיים לא היה בשימוש על חזיר, כי יש צורך בדגימות נוספות של רקמת המוח לבדיקות נוספות. סנאי הוגש עם גולגולת מרוסקת ופשוט לחתוך את העור חשוף רקמת המוח, ולכן אף אחת מהשיטות הנ ל שימשו (שולחן 1).
על הגשות טריות שלמות, כל שלוש השיטות יהיו תוצאה של הרקמה הנדרשת לתוצאות אבחון אמינות כלבת. מדי פעם, המוח המוח ואת גזע מוחי לא ניתן להסיר שלם, למרות לאחר הסרת כל הרקמה מן המוח המסולק רקמות אלה ניתן לזהות ולעבד בהתאם.
שלוש השיטות החשובות הללו אינן יכולות לפצות על איכות הדגימה הגרועה שנגרמה לפני קבלת המעבדה. טראומה, ריקבון ושיטות עריפת ראש מסכנות יכולות להשפיע על התוצאה, ללא קשר לאופן האיסוף של הדגימות.
איור 1: כלים המשמשים בנקרופסי כלבת. מספריים מעוקל חד-קהה מיונז, מלקחיים חלקה ברקמה ההלבשה ללא שיניים, החבר המועצה אורתופדיים עצם אזמל, אורטופדי פטיש פטיש, נעילת הגידול-tenacula, מסעדה באיכות גילוף סכין, סכין שונה הפגיון, כפית כימיה, ו כף מחודד. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: השיטה הבנגתיים של נקרופסי. (A) מיקום של חתכים: נקודת מקום של אזמל בבסיס החץ, לחתוך לכיוון החץ הירוק ולחזור בעקבות החץ הצהוב להרכיב "V" סביב מגנום foramen. לחטט "V" למטה כדי לחשוף את גזע המוח ואת המוח המוחי. (ב) גזע המוח (ירוק) והמוח (כחול) כאשר נחשף באמצעות השיטה הגגסופית של נקרופסי. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: שיטה של נקרופסי. (A) מיקום של חתכים: נקודת מקום של אזמל בבסיס החץ ולחתוך לכיוון החץ בסדר שצוין להרכיב "U". לקחת את "U" למטה כדי לחשוף את המוח הנמוך עם גזע המוח מתחתיו. (ב) המוח האמצעי (מוקפים בעיגול) כאשר הוא נחשף בשיטה הזאת. גזע המוח נמצא ישירות מתחת ואינו נראה עד המוח המוחי מוסר. אנא לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של איור זה.
| ינים | חוליות המצורפת | שימוש בשיטה V = וונגייתי, D = מיטה, LA = בעל חיים גדול | כולל | ערות |
| דוב | לא | V | 2 | |
| חתול | לא | V | 32 | |
| חתול | לא | D | 3 | 2 קטן מספיק כדי לפתוח את הגולגולת עם מספריים, 1 היה צער כי היה נחקר חשיפת העליון של הגולגולת |
| חתול | כן | V | 11 | |
| חתול | כן | D | 8 | |
| פרה | לא | LA | 1 | |
| ערבות | לא | V | 1 | |
| ערבות | כן | V | 2 | |
| ערבות | כן | D | 3 | |
| צבי | לא | LA | 1 | |
| כלב | לא | V | 19 | |
| כלב | לא | D | 3 | |
| כלב | כן | V | 2 | 1 היה כלב קטן |
| כלב | כן | D | 18 | |
| חמוס | לא | V | 1 | |
| פישר | לא | V | 1 | |
| סנאי מעופף | כן | D | 1 | כל הגוף |
| שועל אפור מצוי | לא | V | 2 | |
| שועל אפור מצוי | כן | V | 4 | |
| חזיר | כן | V | 1 | |
| דרבן | לא | V | 1 | |
| דביבון | לא | V | 16 | |
| דביבון | לא | D | 1 | קפוא |
| דביבון | כן | V | 26 | |
| שועל אדום | לא | V | 2 | |
| בואש | לא | V | 1 | |
| בואש | כן | V | 3 | |
| סנאי | לא | V | 1 | |
| סנאי | כן | D | 1 | גוף מלא, הגולגולת כתוש, מספריים משומשים כדי לחתוך את העור כדי לחשוף את חלל המוח |
| מיכל וסמור | לא | D | 1 | |
| ודצ | כן | D | 1 | כל הגוף |
| כולל | 170 | |||
| פירוט סה כ | ||||
| עם צוואר | 81 | |||
| אין צוואר | 89 | |||
| שיטת הגחוני | 128 | |||
| שיטת משוב | 39 | |||
| שיטת בעלי חיים גדולה | 2 | |||
| שיטה אחרת | 1 | |||
| שיטה בעלת צוואר | 49 |
טבלה 1: פירוט של דגימות הדורשות הסרת רקמות מהגולגולת שנשלחה מ -31 בינואר 2019 עד 28 בפברואר 2019 במחלקה למעבדת כלבת בריאות במדינת ניו יורק.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
דגימות שהוגשו לנקרופה של כלבת יש לעיתים קרובות היסטוריה של סימנים קליניים התואמים למחלה נוירולוגית. נוכחות של מחלה קלינית עשויה להיות קשורה למגוון של הפרעות, כולל מחלות zoonotic, הגדלת הסיכון לצוות של זיהום נרכש מעבדה. כדי להפחית את הסיכונים הללו, השיטות יושמו הפחתת טיפול ותפעול של דגימות.
השיטות הפגינו מייצגות אירוע נקרואני כדי להסיר את הרקמות הרצויות מבעל חיים יחיד. מספר רב יותר של דגימות בדרך כלל מעובדים משמרת וטיפול נדרש כדי להבטיח שום זיהום החוצה בין דגימות. משטח עבודה נקי (נייר קראפט או רפידות), קבוצה חדשה של מכשירים נקיים, מחוטאת ושינויי כפפה הינם חובה. לאחר השגת הרקמות, ניתן לעקוב אחר הפרוטוקול של המעבדה האינדיבידואלית לעיבוד, כולל ביצוע שקופיות עבור מיקרוסקופ או הפקת RNA עבור שיטות מולקולריות.
קיימות מספר דרישות מוקדמות חיוניות ליישום מוצלח של טכניקות אלה במעבדה או בתחום. חיסון נגד כלבת מוקדמת ו-PPE הם קריטיים לכל מי שנקרובעלי חיים חשודים בכלבת. אנשים שעובדים במעבדות כלבת צריכים לבדוק את הנסיוב שלהם מדי שישה חודשים כדי להבטיח שרמת הנוגדנים הנאותה לנגד כלבת תהיה10. חשוב לזכור כי מחלות zoonotic אחרות, כגון eeev, wnv ו-בשור הכלה אנצפלופתיה (bse), הציגו סימנים דומים כמו כלבת ועשויים להתרחש גם בעלי חיים חשודים בכלבת11,12.
מכשירים מתוחזקים היטב המתאים חיוניים כדי לבצע בביטחה נקרופסי. לאחר שהדוגמא הוסרה מהתיק הביולוגי שלו, יש לטפל רק בכלים, לא בידיים, כדי להקטין את הפוטנציאל לתאונות. לפני נקרופסי בעלי חיים קטנים, הטכנאי צריך להעריך את המצב של הדגימה כדי לקבוע אם גישה מועדפת מועדף דרך בסיס הגולגולת אפשרי. עם בעלי חיים גדולים זה עשוי להיות מסורבל מדי כדי להעריך באופן מלא את המצב של הדגימה כמו חוליות נוספות ייתכן שיהיה צורך להסיר לפני אחזור רקמות דרך מגנום foramen.
מגבלות להציג את עצמם בטכניקות כל נמק כולל מצב הדגימה, רקמת איכות ואת כמות החוליה הצווארי הנותרים. החוליה הצווארי לא תשפיע על תוצאות ניתוח הכלבת, אך רקמת מפורקת באופן חמור עלולה לגרום לתוצאות בלתי משביעות. שיטות מולקולריות רגישות יותר באבחון כלבת עלולות לאפשר בדיקות מוצלחות בדגימות מסוימות שאינן מצליחות להיבדק על-ידי שיטת נוגדן פלורסנט ישירה (DFA), כולל מפורקת באופן חמור13. עם זאת, שום כמות של רגישות יכול להחליף את הצורך דגימת רקמה נאותה.
בעיה נפוצה במעבדת הכלבת מקבלת רקמת מוח בלתי הולמת או בלתי מספקת לבדיקות כאשר מתבצעים בשטח מתבצעות בעיות בלתי מתאימות לבעלי חיים גדולים. ללא הרקמה הנדרשת, ואם רקמות נוספות אינן זמינות לשליחה מחדש, מעבדת הכלבת שלנו יבצע בדיקות על הרקמה הזמינה אך אינה מסוגלת לאמת את הדגימה השלילית, במקום זאת היא אינה משביעת רצון לבדיקה. ישנן שיטות אחרות שפורסמו לאוספי רקמת שדה כגון שיטת קש או מסלול רטרו מסלולית14. שתי השיטות לאסוף רקמת המוח ללא צורך לפתוח את הגולגולת. קש או פיפטה חד פעמי מוכנס דרך מגנום האמן או חור שנוצר בארובת העין ודחף דרך המוח, למעשה לוקח דגימת ליבה ולא בהכרח לדגום את החתך המלא של גזע המוח. כפי ששיטות שדות אלה לא אוספים דגימות באופן שייחשב משביע רצון לבדיקות במעבדה שלנו, תהליכים אלה אינם מפגינים או מחקר בנייר זה.
בשדה נקרוזה בעלי חיים גדול יכול להיות מאתגר עבור אנשים שאינם מאומנים להסיר את הרקמה הנכונה לבדיקת כלבת. במקום כל ראש בעל החיים, אשר יכול לשקול בין 20-45 ק ג, הוא הגיש יצירת הובלה מסורבלת הן לוטרינר השדה והן לטכנאי המעבדה לכלבת. בקשות בתדירות גבוהה להכשרה בטכניקה של בעלי חיים גדולים הפכו למעבדה שלנו. מטרת כתב היד היא להפיץ מידע זה ליחידים ולקבוצות שעבודתם יכולה להפיק תועלת משיטות אלה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
. למחברים אין מה לגלות
Acknowledgments
אנו אסירי תודה למשרד הבריאות של מדינת ניו-יורק מרכז וודסוורת ' על תמיכה בפרויקט זה. אנחנו גם רוצים להכיר את התמיכה של איימי וויליסי ופרנק בלזדל של המחלקה לבריאות מרכז וודסוורת ', ו-LL ראנץ ', אלטמונט, NY.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chemistry spoon | Any | ||
| Curved, sharp-blunt mayo scissors | Sklar | 14-2055 | Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt |
| Large sharp restaurant-quality carving knife | Dexter | P94848 | 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Locking tumor-tenacula | Diamond Scientific and Surgicals | N/A | Czerny Tenaculum Forcep |
| Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) | Dexter | P94848 | Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Orthopedic mallet-hammer | Mortech | N/A | Postmortem hammer with hook |
| Sharp councilman orthopedic bone chisel | Shandon | 60-5 | Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in |
| Sharpened tablespoon or other long handled spoon | Any | ||
| Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth | Shandon | 63-03 | Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps |
| Powder-free non-latex gloves | Any | ||
| Safety glasses, goggles, or faceshield | Any | ||
| Surgery or N-95 mask | Any | ||
| Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc | Any |
References
- Centers for Disease Control and Prevention (CDC). West Nile virus activity - United States, 2009. MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).
- McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. Humans and cattle: A review of bovine zoonoses. Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).
- Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from: https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases (2019).
- Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies. Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).
- Green, F. H. Y., Yoshida, K. Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents. Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).
- Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. Laboratory techniques in Rabies 4th Edition. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).
- Ness, S. L., Bain, F. T. How to perform an equine field necropsy. American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).
- Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from: https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf (2019).
- New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from: https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports (2019).
- CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019).
- Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle. Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).
- Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).
- Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction. Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).
- Chapter 7. Brain removal. Laboratory techniques in Rabies 5th Edition. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).
