Summary
Ziel dieses Protokolls ist es, sichere Nekropsietechniken bei kleinen und großen Tieren zu demonstrieren, um zufriedenstellende Gewebeproben für Tollwuttests zu erhalten.
Abstract
Das Tollwutlabor des New York State Department of Health (NYSDOH) erhält jährlich zwischen 6.000 und 9.000 Exemplare und führt Tollwuttests für den gesamten Bundesstaat durch, mit Ausnahme von New York City. Das Tollwut-Labor nekroropisiert eine Vielzahl von Tieren von Fledermäusen bis zu Bovids. Die meisten dieser Exemplare sind Tiere, die neurologische Symptome aufweisen, jedoch testen weniger als 10% tatsächlich positiv auf Tollwut; Trauma, Läsionen oder andere Infektionserreger als Ursache dieser Symptome. Aufgrund des Risikos, nicht diagnostizierte Infektionserreger zu aerosolisieren, verwendet das Tollwutlabor keine Elektrowerkzeuge oder Sägen. Für Tiere, deren Schädel mit einer Schere undurchdringlich sind, werden drei Nekropsietechniken vorgestellt. Das Labor hat diese Techniken implementiert, um die potenzielle Exposition gegenüber Infektionserregern zu verringern, unnötige Manipulationen der Probe zu vermeiden und die Verarbeitungszeit zu verkürzen. Die Vorteile einer bevorzugten Technik im Gegensatz zu einer anderen unterliegen der geschulten Einzelverarbeitung der Probe.
Introduction
Die Arbeit am Nekropsieboden eines Tollwutlabors ist von Natur aus gefährlich. Manchmal kommen Proben mit eingebetteten Stachelschwein-Quills, Fremdkörpern wie Pfeilen/Bullets/Pellets oder freiliegenden Knochenscherben an, die in die schützende Versandfolie eindringen können. Unsachgemäße Verpackungen können zu Leckagen führen und Personen gefährden, die Proben auspacken. Neben körperlichen Verletzungen riskieren Nekropsietechniker die Exposition gegenüber unbekannten zoonotischen Infektionserregern aus dem ZNS und Körperflüssigkeiten der Proben. Darüber hinaus können Von der Probe getragene Ektoparasiten andere Zoonoseerkrankungen übertragen, da Flöhe und Zecken häufig bei eingereichten Tieren zu sehen sind. Je nach geographischer Lage und Arten betroffen die Krankheiten ausgesetzt variieren. Arboviren wie Eastern Equine Encephalitis Virus (EEEV) oder West-Nil-Virus (WNV), Zecken übertragene Krankheiten einschließlich Lyme-Borreliose oder Tularämie, Bakterien verursachen Q-Fieber oder Tuberkulose, und infektiöse Prionen nennen eine kleine Anzahl der möglichen Gefahren1 , 2 , 3.
Der Zweck dieser Methoden ist es, sichere und effiziente Nekropsie-Techniken mit Instrumenten zu demonstrieren, die das Potenzial für Aerosolisierung im Gegensatz zu Elektrowerkzeugen oder Sägen minimieren4,5. Üblicherweise erfordert die Nekropsie von Kleintieren im Tollwutlabor das Abschneiden der Schädelmuskeln und die Verwendung von Hammer und Meißel, um den kaudalen dorsalen Teil des Kalbs zu öffnen6. Entfernen dieses Bereichs von Calvarium setzt das Hinterhirn, einschließlich der gesamten Kleinhirn und Schädel Hirnstamm. Modifizierte Nekropsietechniken können auf dem ventralen Teil des Schädels durchgeführt werden, um die großen Schädelmuskeln und dickere Bereiche des Schädels zu vermeiden. Diese modifizierten Nekropsietechniken sind jedoch nur möglich, wenn die Probe ohne Halswirbel ist.
Ebenso kann Hirngewebe bei großen Tieren entfernt werden, indem die Schädelmuskeln getrennt und der kaudale dorsale Teil des Schädels geöffnet wird7. Erhebliche Anstrengungen sind erforderlich, um das Kleinhirn und den Hirnstamm freizulegen, da die Schädel größerer Tiere in der Regel dicker sind. Um ein Eindringen in den Schädel zu vermeiden, wird der Kopf eines großen Tieres so positioniert, dass der ventrokaudale Teil des Schädels dem Techniker zugewandt ist. Mit modifizierten Instrumenten werden Kleinhirn und Hirnstamm durch das Foramen magnum entfernt. Dies ähnelt der vom TSE-Referenzlabor der Europäischen Union für transmissible spongiforme Enzephalopathie (TSE)-Untersuchungen empfohlenen Methode zur Probenerfassung8. Cranial Wirbel sollten vorher entfernt werden, um den Zugang zum Foramen magnum zu ermöglichen.
Die Anwendung dieser Techniken ist für entsprechend ausgebildete Techniker in Tollwutlaboratorien von Vorteil. Da das Tollwutlabor Proben in verschiedenen Größen erhält, von Jungfledermäusen bis hin zu erwachsenen Zugpferden9, hat der Techniker mehrere Methoden zur Auswahl, die auf den individuellen Umständen basieren. Die Methode, die für ein großes Tier demonstriert wird, ist auch für Tierärzte geeignet, die Nekropsien auf dem Feld durchführen, da die Verschiffung eines ganzen großen Tierkopfes für Tollwuttests umständlich und kostspielig ist. Die Implementierung dieser Techniken wird die Sicherheit verbessern, indem das Potenzial der Aerosolproduktion verringert, der Umgang mit der Probe reduziert und Verarbeitungszeit gespart wird. Da das Feld jedoch nicht die gleichen Vorteile hat wie ein Labor, das speziell für Tollwuttests eingerichtet wurde, ist es von wesentlicher Bedeutung, dass sich alle Änderungen an diesen Verfahren auf die Sicherheit konzentrieren, insbesondere auf die Verwendung persönlicher Schutzausrüstungen (PSA).
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Protocol
Alle beschriebenen Methoden wurden vom Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.
1. Vorbereitung
- Don PPE, bei minimalem Augenschutz (Brille oder Gesichtsschutz), chirurgische oder N-95-Maske und Nicht-Latex-Handschuhe.
- Vorbereiten des Arbeitsbereichs, idealerweise eines Biosicherheitsschranks (BSC), mit Einweg-Arbeitsflächenbelag (z. B. Kraftpapier oder saugfähige Pads) und sauberen Nekropsieinstrumenten (Abbildung1).
- Legen Sie die Probe auf die Arbeitsfläche und verwenden Sie Instrumente, um sie zu manipulieren, um den Zustand der Probe zu bewerten, einschließlich Desviduz, Schädelschädigung, potenzielle Gefahren (z. B. Stachelschweinfedern, Skalpellklingen) und die Qualität der Enthauptung.
2. Ventral-Methode
HINWEIS: Wenn die Probe an der Kieferlinie ordnungsgemäß enthauptet wird, werden das Foramen magnum und die okzipitale Kondyle freigelegt. Die ventrale Methode ist weniger kompliziert für das Abrufen des Kleinhirns und des Hirnstamms.
- Positionieren Sie die Probe mit der ventralen Seite nach oben und der Nase, die sich distally auf den Rücken von BSC richtet.
- Halten Sie einen orthopädischen Hammer/Mallet in der rechten Hand (wenn rechtshändig) und halten Sie gleichzeitig einen Ratsmeißel in der linken Hand.
- Positionieren Sie den Meißel in einem 45°-Winkel mit dem Eckpunkt des Meißels, der zwischen der rechten Seite des temporalen Knochens und dem okzipitalen Knochen eine "V"-Öffnung macht.
- Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit dem Hammer, bis sich die beiden Knochen trennen. Machen Sie den Schnitt neben dem BasisphenoidKnochen.
- Wiederholen Sie dies auf der linken Seite des temporalen Knochens/Okzipitalknochens (Abbildung 2A).
- Biegen Sie den "V" Bereich des Schädels nach unten mit dem Meißel. Belichten Sie den gesamten Rhombencephalonbereich des Gehirns (Kleinhirn und Hirnstamm) (Abbildung 2B).
- Aushöhlen Sie den Hirnstamm und Kleinhirn mit Schere und Zange. Entfernen Sie alle verbleibenden Stücke aus dem Schädel, wenn der Hirnstamm und das Kleinhirn nicht in einem Stück herauskamen.
3. Dorsale Methode
HINWEIS: Wenn die Probe eine schlechte Enthauptung hat (foramen magnum nicht sichtbar) und der Hals während der Nekropsie nicht leicht entfernt werden kann oder wenn eine Schädigung des Kleinhirns vermutet wird, sollte die dorsale Methode verwendet werden.
- Positionieren Sie die Probe dorsal mit der Nase, die distally auf den Rücken von BSC gerichtet ist.
- Mit Tumor tenacula, greifen Sie den linken zeitlichen Muskel mit Zähnen von Tenacula und sperren, indem Sie den Griff drücken.
- Schneiden Sie den zeitlichen Muskel bis auf den Knochen mit scharfen Schnitzmesser.
- Drehen Sie die Probe um 180° mit Tenacula und Messer (nicht Hand) und wiederholen Sie den Prozess auf dem gegenüberliegenden zeitlichen Muskel. Setzen Sie den Schädel aus.
- Positionieren Sie einen Meißel in einem 45°-Winkel mit dem Eckpunkt des Meißels in der Mitte des Schädels an der Stelle des parietalen und intraparietalen Knochens.
- Schlagen Sie die Oberseite des Meißels mit einem Hammer, bis eine horizontale Öffnung auf der oberen Hälfte des Schädels an parietalen Knochen gemacht wird.
- Drehen Sie die Probe um 180° und wiederholen Sie den Vorgang auf der gegenüberliegenden Seite.
- Setzen Sie den Punkt des Meißels in das Ende des Schnitts 1 (Abbildung 3A) und bei 90° der horizontalen Öffnung ein. Schlagen Sie mit dem Hammer, bis die Öffnung okzipitalen Knochen erreicht (ca. 10 cm je nach Größe der Probe).
- Die Probe rollen und auf der gegenüberliegenden Seite am Ende von Schnitt 2 wiederholen.
HINWEIS: Mit Exemplar dorsal und Nase in Richtung der Rückseite von BSC positioniert, die Öffnungen im Schädel ähneln einem umgedrehten "U". - Setzen Sie die Zähne der Tenacula in den Schädel an der Unterseite des "U" und hebeln Sie sich selbst an. Expose das kaudale Ende des Großhirns und des Kleinhirns (Abbildung 3B).
- Verwenden Sie die Schere als Schaufel und hebeln Sie das gesamte Kleinhirn aus dem Hohlraum heraus.
- Verwenden Sie Gewebezangen, um den Hirnstamm aus dem Foramen herauszukitzeln.
4. Große Tiermethode
- Positionieren Sie die Probe so, dass der dorsale Teil des Schädels mit der Nekropsieoberfläche in Kontakt mit dem kaudalen Teil des Schädels und Foramen magnum gegenüber dem Techniker steht.
- Setzen Sie das modifizierte Stilettomesser so weit wie möglich in das Foramenmagnum zwischen Rückenmark und Rückenmarksmeningen ein.
- Score um das Rückenmark, um das Kleinhirn und Gehirn Stamm von den Spinalmeningen zu trennen. Nachdem das Messer durch das Foramen magnum eingeführt wurde, winkeln Sie das Messer vorsichtig, um so weit wie möglich am Schädel entlang zu folgen.
- Legen Sie einen Chemiespachtel oder einen dünnen, lang gehandhabten Löffel in den Raum zwischen Dem Neuralgewebe und den Spinalmeningen ein.
- Sonde um das Rückenmark und Kleinhirn, um sicherzustellen, dass die Verbindung zu den Wirbelsäulenmeningen durchtrennt wurde.
- Halten Sie den Hirnstamm mit Zange. Mit der anderen Hand, den Löffel rostral dann dorsal vorrücken, um das Kleinhirn zu schöpfen. Ziehen Sie gleichzeitig mit der Zange auf den Hirnstamm zurück und schaufeln Sie das Kleinhirn mit dem Löffel aus.
HINWEIS: Es kann mehr als einen Versuch dauern, um angemessenes Kleinhirn für Tollwuttests zurückzugewinnen.
5. Postnekropsie
- Entsorgen Sie alle Einwegmaterialien (Handschuhe, Pads, Arbeitsbereichsbeläge) und ungenutzte Gewebe in biogefährlichen Abfällen.
- Reinigen und desinfizieren Sie alle Instrumente mit dem verfügbaren Verfahren (z.B. industrielle Spülmaschine, Autoklav, chemisches Desinfektionsmittel, Kochen).
- Reinigen und desinfizieren Sie alle Arbeitsflächen mit 20% Bleichmittel und/oder 70% Ethanol.
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Representative Results
Alle terrestrischen Proben, die zwischen dem 31. Januar 2019 und dem 28. Februar 2019 mit Schädeln eingereicht wurden, hatten Informationen über das Vorhandensein eines Halses und die Methode der Nekropsie gesammelt. In dieser Zeit wurden 170 Köpfe mit 18 vertretenen Arten verkropiert. 52% (89/170) wurden ordnungsgemäß enthauptet. Die übrigen hatten mindestens einen Wirbel, darunter drei Ganzkörperproben, angebracht. Die ventrale Methode wurde 75% (128/170) der Zeit verwendet, davon waren Hälse auf 49 vorhanden. Bei Proben, die mit einem Hals eingereicht werden, wird es während der Nekropsie entfernt, um die ventrale Methode zu ermöglichen, wann immer dies möglich ist. Drei große Tiere (Kuh, Hirsch, Schwein) wurden eingereicht, und in zwei Fällen wurde das große Tierprotokoll verwendet. Das große Tierprotokoll wurde am Schwein nicht verwendet, da zusätzliche Hirngewebeproben für zusätzliche Tests erforderlich waren. Ein Eichhörnchen wurde mit einem zerquetschten Schädel eingereicht und einfach das hautexponierte Hirngewebe weggeschnitten, so dass keine der oben genannten Methoden verwendet wurde (Tabelle 1).
Bei frischen intakten Einreichungen ergeben sich alle drei Methoden mit dem erforderlichen Gewebe für zuverlässige Tollwut-Diagnose-Testergebnisse. Gelegentlich können Kleinhirn und Hirnstamm nicht intakt entfernt werden, obwohl nach dem Entfernen des gesamten Gewebes aus dem Hinterhirn diese Gewebe identifiziert und entsprechend verarbeitet werden können.
Diese drei wertvollen Methoden können die schlechte Probenqualität, die vor dem Erhalt im Labor entstanden ist, nicht ausgleichen. Trauma, Zersetzung und schlechte Enthauptungsmethoden können das Ergebnis beeinflussen, unabhängig davon, wie effizient die Proben gesammelt werden.
Abbildung 1: Instrumente, die in der Tollwutnekropsie verwendet werden. Gebogene scharfstumpfe Mayoschere, glatt gekippte Gewebe-Dressingzangen ohne Zähne, Ratsmann orthopädischen Knochenmeißel, orthopädischen Mallet-Hammer, Verriegelung Tumor-Tenacula, Restaurant-Qualität Schnitzmesser, modifizierte Stilettomesser, Chemie Löffel und geschärfter Esslöffel. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2: Ventralmethode der Nekropsie. (A) Position der Schnitte: Stellen Sie den Punkt eines Meißels an der Basis des Pfeils, schneiden Sie in Richtung des grünen Pfeils und wiederholen Sie nach dem gelben Pfeil, der ein "V" um das Foramen magnum bildet. Pry "V" nach unten, um den Hirnstamm und Kleinhirn zu belichten. (B) Hirnstamm (grün) und Kleinhirn (blau), wenn er mit der ventralen Methode der Nekropsie exponiert wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3: Dorsale Methode der Nekropsie. (A) Position der Schnitte: Stellen Sie den Punkt des Meißels an der Basis des Pfeils und schneiden Sie in Pfeilrichtung in der Reihenfolge, die als "U" bezeichnet wird. Pry "U" nach unten, um das Kleinhirn mit dem Hirnstamm darunter zu belichten. (B) Cerebellum (umkreist), wenn es mit der dorsalen Methode exponiert wird. Der Hirnstamm liegt direkt darunter und ist erst sichtbar, wenn Kleinhirn entfernt wird. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
| Spezies | Wirbel befestigt | Verfahren verwendet V=ventral, D=dorsal, LA=großtier | gesamt | Kommentare |
| Bär | Nein | gegen | 2 | |
| katze | Nein | gegen | 32 | |
| katze | Nein | D | 3 | 2 klein genug, um Schädel mit Schere zu öffnen, 1 hatte Abcess, die untersucht wurde, die Oberseite des Schädels |
| katze | ja | gegen | 11 | |
| katze | ja | D | 8 | |
| kuh | Nein | La | 1 | |
| Kojote | Nein | gegen | 1 | |
| Kojote | ja | gegen | 2 | |
| Kojote | ja | D | 3 | |
| hirsch | Nein | La | 1 | |
| hund | Nein | gegen | 19 | |
| hund | Nein | D | 3 | |
| hund | ja | gegen | 2 | 1 war kleiner Hund |
| hund | ja | D | 18 | |
| Frettchen | Nein | gegen | 1 | |
| Fisher | Nein | gegen | 1 | |
| Gleithörnchen | ja | D | 1 | ganzer Körper |
| grauer Fuchs | Nein | gegen | 2 | |
| grauer Fuchs | ja | gegen | 4 | |
| schwein | ja | gegen | 1 | |
| stachelschwein | Nein | gegen | 1 | |
| Waschbär | Nein | gegen | 16 | |
| Waschbär | Nein | D | 1 | gefroren |
| Waschbär | ja | gegen | 26 | |
| Rotfuchs | Nein | gegen | 2 | |
| stinktier | Nein | gegen | 1 | |
| stinktier | ja | gegen | 3 | |
| eichhörnchen | Nein | gegen | 1 | |
| eichhörnchen | ja | D | 1 | Ganzkörper, zerkleinerter Schädel, verwendete Schere, um Haut zu exponierten Hirnhöhle zu schneiden |
| weasle | Nein | D | 1 | |
| Murmeltier | ja | D | 1 | ganzer Körper |
| gesamt | 170 | |||
| Aufschlüsselung der Gesamtzahl | ||||
| mit Hals | 81 | |||
| kein Hals | 89 | |||
| ventrale Methode | 128 | |||
| dorsale Methode | 39 | |||
| großtierische Methode | 2 | |||
| andere Methode | 1 | |||
| ventrale Methode mit Hals | 49 |
Tabelle 1: Aufschlüsselung der Proben, die eine Gewebeentfernung aus dem Schädel erfordern, die vom 31. Januar 2019 bis zum 28. Februar 2019 im New York State Department of Health Tollwut Laboratory eingereicht wurden.
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Discussion
Proben, die für Tollwutnekropsie eingereicht werden, haben oft eine Vorgeschichte von klinischen Symptomen, die mit einer neurologischen Erkrankung vereinbar sind. Das Vorhandensein einer klinischen Erkrankung kann mit einer Vielzahl von Erkrankungen verbunden sein, einschließlich Zoonoseerkrankungen, was das Risiko für das Personal einer im Labor erworbenen Infektion erhöht. Um diese Risiken zu reduzieren, wurden Techniken implementiert, die den Umgang mit und die Manipulation von Proben verringern.
Die gezeigten Methoden stellen ein Nekropsieereignis dar, um gewünschte Gewebe nur von einem einzigen Tier zu entfernen. Häufiger werden mehrere Proben in einer Schicht verarbeitet und es ist Vorsicht geboten, um sicherzustellen, dass keine Kreuzkontamination zwischen den Proben erfolgt. Eine saubere Arbeitsfläche (Einweg-Kraftpapier oder -pads), ein neuer Satz sauberer, desinfizierter Instrumente und Handschuhwechsel sind obligatorisch. Sobald Gewebe gewonnen sind, kann das Protokoll des einzelnen Labors für die Verarbeitung befolgt werden, einschließlich der Herstellung von Dias für die Mikroskopie oder RNA-Extraktion für molekulare Methoden.
Es gibt mehrere wesentliche Voraussetzungen für die erfolgreiche Umsetzung dieser Techniken im Labor oder im Feld. Vorherige Tollwutimpfungen und PSA sind entscheidend für jeden, der ein tollwutverdächtiges Tier verängstigen kann. Personen, die in Tollwutlaboratorien arbeiten, sollten ihr Serum alle sechs Monate testen lassen, um sicherzustellen, dass ein angemessenes Maß an Anti-Tollwut-Antikörpern vorhanden ist10. Es ist wichtig, sich daran zu erinnern, dass andere Zoonoseerkrankungen, wie EEEV, WNV und Bovine Spongiforme Enzephalopathie (BSE), ähnliche Anzeichen wie Tollwut aufweisen und auch bei Tollwut verdächtigen Tieren11,12auftreten können.
Geeignete, gut gewartete Instrumente sind unerlässlich, um Nekropsie sicher durchzuführen. Sobald ein Exemplar aus seinem Biohazard-Beutel entfernt wurde, sollte es nur mit Instrumenten und nicht mit Händen manipuliert werden, um das Unfallpotenzial zu verringern. Vor der Kleintiernekropsie sollte der Techniker den Zustand der Probe bewerten, um festzustellen, ob ein bevorzugter ventraler Ansatz durch die Schädelbasis möglich ist. Bei großen Tieren kann es zu umständlich sein, den Zustand der Probe vollständig zu bewerten, da zusätzliche Wirbel entfernt werden müssen, bevor Gewebe durch das Foramen magnum zurückgeführt wird.
Einschränkungen stellen sich in allen Nekropsie-Techniken, einschließlich Probenzustand, Gewebequalität und die Menge der verbleibenden Halswirbel. Die Halswirbel haben keinen Einfluss auf die Ergebnisse der Tollwutanalyse, aber stark zersetztes Gewebe kann zu unbefriedigenden Ergebnissen führen. Empfindlichere molekulare Methoden in der Tollwutdiagnostik können erfolgreiche Tests an bestimmten Proben ermöglichen, die nicht mit einem direkten fluoreszierenden Antikörper-Assay (DFA) getestet werden können, einschließlich stark zersetzter Proben13. Jedoch, keine Menge an Empfindlichkeit kann die Notwendigkeit für eine ordnungsgemäße Gewebeprobenahme ersetzen.
Ein häufiges Problem im Tollwutlabor ist das Erhalten ungeeigneter oder unzureichender Hirngewebe für Tests, wenn große tierische Nekropsien auf dem Feld durchgeführt werden. Ohne das erforderliche Gewebe, und wenn zusätzliche Gewebe für die wiedervorlage nicht verfügbar sind, wird unser Tollwutlabor Tests an dem verfügbaren Gewebe durchführen, ist aber nicht in der Lage, die Probe negativ zu überprüfen, stattdessen ist es für Tests unbefriedigend. Es gibt andere veröffentlichte Methoden für Feldgewebesammlungen wie die Strohmethode oder Retro-Orbitalroute14. Beide Methoden sammeln Hirngewebe, ohne den Schädel öffnen zu müssen. Eine Stroh- oder Einwegpipette wird entweder durch das Foramen magnum oder ein Loch in der Augenhöhle erstellt und durch das Gehirn geschoben, im Wesentlichen eine Kernprobe zu nehmen und nicht unbedingt den gesamten Querschnitt des Hirnstamms zu beproben. Da diese Feldmethoden Proben nicht in einer Weise sammeln, die für Tests in unserem Labor als zufriedenstellend angesehen werden kann, werden diese Verfahren in diesem Papier weder nachgewiesen noch untersucht.
Im Feld kann große Tiernekropsie eine Herausforderung für Personen sein, die nicht ausgebildet sind, um das richtige Gewebe für Tollwuttests zu entfernen. Stattdessen wird der gesamte Kopf des Tieres, das zwischen 20-45 kg wiegen kann, eingereicht, was einen umständlichen Transport sowohl für den Feldtierarzt als auch für die Tollwutlaboranten schafft. In unserem Labor wurden häufig Anträge auf Schulung zur großen Tiernekropsiegestelltie gestellt. Ziel dieses Manuskripts ist es, diese Informationen an Einzelpersonen und Gruppen zu verteilen, deren Arbeit von diesen Techniken profitieren kann.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Wir danken dem New York State Department of Health Wadsworth Center für die Unterstützung dieses Projekts. Wir möchten auch die Unterstützung von Amy Willsey und Frank Blaisdell vom Department of Health Wadsworth Center und LL Ranch, Altamont, NY, würdigen.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chemistry spoon | Any | ||
| Curved, sharp-blunt mayo scissors | Sklar | 14-2055 | Sklar Operating Scissors 5-1/2 Inch Premium OR Grade Stainless Steel Finger Ring Handle Curved Sharp/Blunt |
| Large sharp restaurant-quality carving knife | Dexter | P94848 | 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Locking tumor-tenacula | Diamond Scientific and Surgicals | N/A | Czerny Tenaculum Forcep |
| Modified stiletto knife (6.5 inch long blade carving knife ground to 0.5 inch wide) | Dexter | P94848 | Modified 8" Scalloped Utility Knife, white handle |
| Orthopedic mallet-hammer | Mortech | N/A | Postmortem hammer with hook |
| Sharp councilman orthopedic bone chisel | Shandon | 60-5 | Councilman's Chisel Blade: 2 in x 2.25 in standard 7 in |
| Sharpened tablespoon or other long handled spoon | Any | ||
| Smooth-tipped tissue dressing forceps without teeth | Shandon | 63-03 | Shandon Broad Point Dressing Thumb Forceps |
| Powder-free non-latex gloves | Any | ||
| Safety glasses, goggles, or faceshield | Any | ||
| Surgery or N-95 mask | Any | ||
| Kraft paper, butcher paper, absorbent pad, etc | Any |
References
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