Summary

애기 장 대의 바닥 싱크대 조직에 로드 Cfda 추적자의 총격전 운동

Published: May 11, 2019
doi:

Summary

이 프로토콜의 목표는 애기장 대의 아래 부분의 다른 사이트에 cfda를 로드 하는 방법을 보여주기 위한 것입니다. 그런 다음 촬영에 CF의 결과 분포 패턴을 제시 합니다.

Abstract

Symplastic 트레이 서 5 (6)-carboxyfluorescein 디 아세테이트 (CFDA)는 세포 간 연결, 걸러 수송 및 혈관 패터 닝을 보여주기 위해 살아있는 식물에 널리 적용 되 고 있다. 이 프로토콜은 뿌리 절단 및 피하-핀치 과정을 각각 사용 하 여 애기 장 대의 CARBOXYFLUORESCEIN (CF) 이동을 보여준다. 이 두 가지 절차는 CF 이동의 다양 한 효율성을 초래 합니다: 약 91%는 반면에 하 부 틸 핀치 절차를 가진 촬영에서 CF의 외관, 루트 절단 절차와 CF의 약 70% 외관. 로딩 사이트의 간단한 변화는이 symplastic 염료의 이동 효율에 상당한 변화를 초래 하 고, CF 운동은 대부분 뿌리 hypocotyl 접합부에 의해 symplastic 규제 될 수 있음을 시사 한다.

Introduction

다양 한 스펙트럼 특성을 가진 많은 형광 추적자 (carboxyfluorescein)1, 8 hydroxypyrene, 3, 6 트리 설파 닉 산2, 루시퍼 옐로우 CH (lych)3,에 스 컬 린 및 cter4가 개발 되어 symplastic 운동 및 걸러 활동을 모니터링 하는 식물에 적용. 일반적으로, symplastic 염료는 표적 조직에서 절단으로 로딩 되 고, 리포터의 순차적 분산은 식물의 다른 부분으로 전달 되어 세포 간 통신을 보여줄 것 이다. 염료 흡수의 메커니즘은 완전히 이해 되지 않았지만, 살아있는 세포 내부의 CF 움직임을 기본으로 하는 원리는 널리 인정 받고 있습니다. CF (CF 디 아세테이트, CFDA)의 에스테 르 형태는 비 형광 이지만 막 투과성입니다. 이 속성은 세포에 염료의 급속 한 막 확산을 허용. 살아있는 세포 내부에서, 세포내 에스테 라 제는 CFDA의 3 ‘ 및 6 ‘ 위치에서 아세테이트 그룹을 제거 하 고, 형광 및 막 불 투과성 CF를 방출 한다 (도 1을 참조 하면 라이트 외2). CF는 plasmodesmata를 통해 식물의 다른 부분으로 이동할 수 있습니다.

CFDA와 잘 확립 된 절차는 소스 잎에 로드 하 고 많은 종의 싱크 조직에서 걸러 스트리밍 및 걸러 언로드를 모니터링 하는 데 사용 될 수 있다는 것입니다, 예를 들어, 애기 장 뿌리에서 CF 언로드로5, 걸러 언로드 감자 결 절 화6동안, 니코 티아 나 세 면 대에서 걸러 하 역, 등등7잎. 유사한 하 중 접근법에 의해, 다른 연구는 숙주와 기생충 사이에 symplastic 연결을 보여주기 위해이 염료를 채택8,9, 또는 공생 관계를 공개 하는10,11.

이 염료의 사용을 확인 하는 또 다른 방법은 그것의 분포 패턴을 결정 하기 위해 마이크로 주입에 의해 특정 세포 또는 단일 세포로 그것을 로드 하는 것 이다. 이러한 정교한 기술은 특히 symplastic 도메인12의 개념의 개발에서, plasmodesmata 매개 된 세포 간 통신에 대 한 우리의 깊은 이해를 크게 촉진 했다. 예를 들어, 애기 장 대의 자 엽 세포에 cfda의 미세 주입은 표 피 층에 염료 결합 패턴을 초래 하였으나 기저 세포에서 또는 뿌리 표 피에 비 결합 하 여, 따라서 배 축의 표 피를 형성 symplastic 도메인14. 구를 가드 셀 (15)과 같은 유사 도메인, 체 성분-동반자 세포 (16), 뿌리 모 세포 (14 ) 및 루트 캡 (17 )은 미세 주입 기술에 의해 확인 되었다. 놀랍게도 일부 도메인은 추적 자가 특정 방향으로 움직일 수 있도록 합니다. 난다 도메인을 예로 들면, 지지 표 피 세포에 형광 프로브의 미세 주입은 트라이 홈 도메인에 트레이 서의 흐름에 이르게, 그러나, 역방향 주입은 진정한19을 보유 하지 않습니다. 최근의 보고서는 또한 Sedum 배아 (20)의 symplastic 도메인에서 유사한 상황을 발견 했다. 따라서 위의 모든 경우는 로딩 사이트의 스와핑이 symplastic 통신에 대 한 새로운 통찰력으로 이어질 수 있음을 의미 합니다. 우리의 이전 실험 루트-투-촬영 모바일 침묵의 경로를 해 부 하는 것을 목표로 하는 새로운 symplastic 도메인, 또는 HEJ (저 산소 접합) 영역, 루트 로딩을 통해 더 확인 되었다 (비 정식 싱크 로드) CFDA 실험21. 여기, 우리는 또한 간단한 방법을 사용 하 여 루트-촬영 CF 움직임을 정교 하 고 로딩 사이트를 이동 하 여 잠재적 인 symplastic 도메인을 복구. 또한,이 절차는 루트-촬영 장거리 전송을 변경 한 유전 배경을 차별화 하기 위해 적응 될 수 있다.

Protocol

1. 애기 장 대 MS 배지에서 수직 성장 층 류 캐비닛의 내부는 사용 전에 30 분의 자외선과 15 분의 공기 흐름으로 처리 해야 합니다. UV 표시등이 켜져 있을 때 유리 도어를 닫아야 합니다. 모든 공구와 플레이트를 캐비닛에 배치 하기 전에 70% 에탄올로 분무 하십시오. 층 류 캐비닛 아래 표준 90 mm 직경의 페 트리 디쉬에서 무라 시 게와 스 쿤 크 (MS) 배지를 준비 한다.참고: MS 미…

Representative Results

Symplastic 운동은 종종 환경 변동에 따라 달라질 수 있습니다. 식물 성장 상태의 섭 동, 및 심지어 조직 준비의 과정은 plasmodesmata의 크기 배제 한계에 영향을 미칠 것 이다, 따라서 symplastic 수송에 영향을 미치는22. 염색 효율을 개선 하기 위해, 우리는 온도와 습기가 단단히 제어 되는 성장 실에서 우리의 작업을 제한 하 고 또한 가능한 한 빨리 전체 절차를 ?…

Discussion

신생 연구는 식물이 실험 절차 (22)에 도입 된 조작을 포함 하는 외부 자극 (23)에 신속히 반응할 수 있다는 것을 보여주었다. 우리의 초기 실험에서,이 지식에 대 한 우리의 감독은 종종 염색 실패로 이어집니다. 이 단원에서는이 실험을 수행할 때 다음 예방 조치를 염두에 두어야 합니다. (1) 수확 후 씨앗은 저온과 낮은 수 분으로 설정 된 저장 캐비닛에 보관 해?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은 중국의 국립 자연과학 재단 (31671257)과 곡물 산업 (LXT-16-18)에 대 한 후베이 공동 혁신 센터에 의해 자금을 지원 했다.

Materials

KNO3   Sinopharm Chemical Reagent 10017218
KH2PO4  Sinopharm Chemical Reagent 10017608
MgSO4·7H2O Sinopharm Chemical Reagent 10013018
CaCl2·2H2O Sinopharm Chemical Reagent 20011160
MnSO4·H2 Sinopharm Chemical Reagent 10013418
Na2MoO4·2H2O Sinopharm Chemical Reagent 10019818
Boric Acid Sinopharm Chemical Reagent 10004818
ZnSO4·7H2O Sinopharm Chemical Reagent 10024018
CuSO4·5H2O Sinopharm Chemical Reagent 10008218
CoCl2·6H2O Sinopharm Chemical Reagent 10007216
KI Sinopharm Chemical Reagent 10017160
FeSO4·7H2O Sinopharm Chemical Reagent 10012118
EDTA  Sinopharm Chemical Reagent 10009717
NaOH Sinopharm Chemical Reagent 10019718
KOH Sinopharm Chemical Reagent 10017018
Sucrose Sinopharm Chemical Reagent 10021418
Myo-inositol   MACKLIN I811835
Nicotinic Acid  MACKLIN N814565
Pyridoxine HCl MACKLIN V820447
Thiamine HCl MACKLIN T818865
Glycine MACKLIN G800880
Agar powder Novon ZZ14022
Fluorescence Microscope Zeiss Axio Zoom V16
Dissecting microscope SDPTOP SRE-1030
200μl pipette Dragon Laboratory Instruments 713111110000-20-200ul
2.5μl pipette Eppendorf 3120000011
Fine forceps  TWEEZERS ST-15
Parafilm PARAFILM PM-996
Stainless steel double-sided blade Gillette Platinum-Plus Double-Edge Blade

References

  1. Grignon, N., Touraine, B., Durand, M. 6(5)Carboxyfluorescein as a tracer of phloem sap translocation. American Journal of Botany. 76, 871-877 (1989).
  2. Wright, K. M., Oparka, K. J. The fluorescent probe HPTS as a phloem-mobile, symplastic tracer: an evaluation using confocal laser scanning microscopy. Journal of Experimental Botany. 47 (3), 439-445 (1996).
  3. Oparka, K. J., Prior, D. A. Movement of Lucifer Yellow CH in potato tuber storage tissues: A comparison of symplastic and apoplastic transport. Planta. 176 (4), 533-540 (1988).
  4. Knoblauch, M., et al. Multispectral Phloem-Mobile Probes: Properties and Applications. Plant Physiology. 167 (4), 1211-1220 (2015).
  5. Oparka, K. J., Duckett, C. M., Prior, D. A. M., Fisher, D. B. Real-time imaging of phloem unloading in the root tip of Arabidopsis. The Plant Journal. 6 (5), 759-766 (1994).
  6. Viola, R., et al. Tuberization in Potato Involves a Switch from Apoplastic to Symplastic Phloem Unloading. The Plant Cell. 13 (2), 385-398 (2001).
  7. Roberts, A. G., et al. Phloem Unloading in Sink Leaves of Nicotiana benthamiana: Comparison of a Fluorescent Solute with a Fluorescent Virus. The Plant Cell. 9 (8), 1381-1396 (1997).
  8. Péron, T., et al. New Insights into Phloem Unloading and Expression of Sucrose Transporters in Vegetative Sinks of the Parasitic Plant Phelipanche ramosa L (Pomel). Frontiers in Plant Science. 7 (2048), (2017).
  9. Spallek, T., et al. Interspecies hormonal control of host root morphology by parasitic plants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 114 (20), 5283-5288 (2017).
  10. Complainville, A., et al. Nodule initiation involves the creation of a new symplasmic field in specific root cells of medicago species. The Plant Cell. 15 (12), 2778-2791 (2003).
  11. Bederska, M., Borucki, W., Znojek, E. Movement of fluorescent dyes Lucifer Yellow (LYCH) and carboxyfluorescein (CF) in Medicago truncatula Gaertn. roots and root nodules. Symbiosis. 58 (1-3), 183-190 (2012).
  12. Robards, A. W., Lucas, W. J. Plasmodesmata. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 41 (1), 369-419 (1990).
  13. Roberts, A. G., Oparka, K. J. Plasmodesmata and the control of symplastic transport. Plant, Cell & Environment. 26 (1), 103-124 (2003).
  14. Duckett, C. M., Oparka, K. J., Prior, D. A. M., Dolan, L., Roberts, K. Dye-coupling in the root epidermis of Arabidopsis is progressively reduced during development. Development. 120 (11), 3247-3255 (1994).
  15. Palevitz, B. A., Hepler, P. K. Changes in dye coupling of stomatal cells of Allium and Commelina demonstrated by microinjection of Lucifer yellow. Planta. 164 (4), 473-479 (1985).
  16. van Bel, A. J. E., Kempers, R. Symplastic isolation of the sieve element-companion cell complex in the phloem of Ricinus communis and Salix alba stems. Planta. 183 (1), 69-76 (1991).
  17. Erwee, M. G., Goodwin, P. B. Symplast domains in extrastelar tissues of Egeria densa Planch. Planta. 163 (1), 9-19 (1985).
  18. Oparka, K. J., Prior, D. A. M., Wright, K. M. Symplastic communication between primary and developing lateral roots of Arabidopsis thaliana. Journal of Experimental Botany. 46 (2), 187-197 (1995).
  19. Christensen, N. M., Faulkner, C., Oparka, K. Evidence for Unidirectional Flow through Plasmodesmata. Plant Physiology. 150 (1), 96-104 (2009).
  20. Wróbel-Marek, J., Kurczyńska, E., Płachno, B. J., Kozieradzka-Kiszkurno, M. Identification of symplasmic domains in the embryo and seed of Sedum acre L. (Crassulaceae). Planta. 245 (3), 491-505 (2017).
  21. Liang, D., White, R. G., Waterhouse, P. M. Gene silencing in Arabidopsis spreads from the root to the shoot, through a gating barrier, by template-dependent, non-vascular, cell to cell movement. Plant Physiology. 159 (3), 984-1000 (2012).
  22. Radford, J. E., White, R. G. Effects of tissue-preparation-induced callose synthesis on estimates of plasmodesma size exclusion limits. Protoplasma. 216 (1-2), 47-55 (2001).
  23. Kollist, H., et al. Rapid Responses to Abiotic Stress: Priming the Landscape for the Signal Transduction Network. Trends in Plant Science. 24 (1), 25-37 (2019).
  24. Haupt, S., Duncan, G. H., Holzberg, S., Oparka, K. J. Evidence for Symplastic Phloem Unloading in Sink Leaves of Barley. Plant Physiology. 125 (1), 209-218 (2001).
  25. Botha, C. E. J., et al. A xylem sap retrieval pathway in rice leaf blades: evidence of a role for endocytosis?. Journal of Experimental Botany. 59 (11), 2945-2954 (2008).

Play Video

Cite This Article
Jiang, M., Deng, Z., White, R. G., Jin, T., Liang, D. Shootward Movement of CFDA Tracer Loaded in the Bottom Sink Tissues of Arabidopsis. J. Vis. Exp. (147), e59606, doi:10.3791/59606 (2019).

View Video