Summary
Dieses Protokoll wurde entwickelt, um die Aktivität des Ubiquitin-Proteasom-Systems (UPS) in verschiedenen zellulären Kompartimenten des Nagetierhirns effizient zu quantifizieren. Anwender sind in der Lage, die USB-Funktion in nuklearen, zytoplasmatischen und synaptischen Fraktionen bei demselben Tier zu untersuchen, wodurch die Zeit und Anzahl der Tiere, die für die Durchführung dieser komplexen Analysen benötigt werden, reduziert wird.
Abstract
Das Ubiquitin-Proteasom-System ist ein wichtiger Regulator des Proteinabbaus und einer Vielzahl anderer zellulärer Prozesse in Eukaryoten. Im Gehirn, Erhöhung enrubisiert-proteasom Aktivität sind entscheidend für synaptische Plastizität und Gedächtnisbildung und aberrante Veränderungen in diesem System sind mit einer Vielzahl von neurologischen, neurodegenerativen und psychiatrischen Störungen verbunden. Eines der Probleme bei der Untersuchung der Ubiquitin-Proteasom-Funktion im Gehirn ist, dass es in allen zellulären Kompartimenten vorhanden ist, in denen die Proteinziele, die funktionelle Rolle und die Regulationsmechanismen sehr unterschiedlich sein können. Infolgedessen ist die Fähigkeit, das Gehirn-Ubiquitin-Protein-Targeting und die katalytische Aktivität des Proteasomen in verschiedenen subzellulären Kompartimenten innerhalb desselben Tieres direkt zu vergleichen, entscheidend für das vollständige Verständnis, wie die USV zur synaptischen Plastizität beiträgt. Gedächtnis und Krankheit. Die hier beschriebene Methode ermöglicht die Entnahme von kerntechnischen, zytoplasmatischen und rohen synaptischen Fraktionen aus demselben Nagetier (Ratten)-Gehirn, gefolgt von einer gleichzeitigen Quantifizierung der proteasomkatalytischen Aktivität (indirekt, die Aktivität des Proteasomkerns bereitstellt). ) und linkage-spezifische Ubiquitin-Protein-Tagging. So kann die Methode verwendet werden, um subzelluläre Veränderungen in der Ubiquitin-Proteasom-Aktivität in verschiedenen Hirnregionen im selben Tier während der synaptischen Plastizität, Gedächtnisbildung und verschiedenen Krankheitszuständen direkt zu vergleichen. Diese Methode kann auch verwendet werden, um die subzelluläre Verteilung und Funktion anderer Proteine innerhalb desselben Tieres zu bewerten.
Introduction
Das Ubiquitin-Proteasom-System (UPS) ist ein komplexes Netzwerk miteinander verbundener Proteinstrukturen und Ligasen, das den Abbau der meisten kurzlebigen Proteine in Zellen1steuert. In diesem System werden Proteine durch den kleinen Modifikator Ubiquitin für Abbau oder andere zelluläre Prozesse/Fates markiert. Ein Zielprotein kann 1-7 Ubiquitin-Modifikationen erwerben, die an einem von sieben Lysin(K)-Standorten (K6, K11, K27, K29, K33, K48 und K63) oder dem N-Terminal Methionin (M1; bekannt als linear) im vorherigen Ubiquitin2miteinander verknüpft werden können. Einige dieser Polyubiquitin-Tags sind abbauspezifisch (K48)3, während andere weitgehend unabhängig vom Proteinabbauprozess (M1)4,5,6sind. Daher ist der Protein-Ubiquitinationsprozess unglaublich komplex und die Fähigkeit, Veränderungen in einem bestimmten Polyubiquitin-Tag zu quantifizieren, ist entscheidend für das letztendliche Verständnis der Rolle dieser gegebenen Veränderung in der zellulären Funktion. Erschwerend kommt hinzu, dass die Untersuchung dieses Systems, das Proteasom,die katalytische Struktur der USV 7, sowohl Proteine abbaut, als auch aber auch an anderen nicht-proteolytischen Prozessen beteiligt sein kann8,9. Es überrascht nicht, dass seit seiner ersten Entdeckung eine normale und abnorme ubiquitin-proteasomische Aktivität in die Langzeitgedächtnisbildung und eine Vielzahl von Krankheitszuständen verwickelt ist, darunter viele neurologische, neurodegenerative und psychiatrische Störungen10,11. Infolgedessen sind Methoden, die die USS-Aktivität im Gehirn effektiv und effizient quantifizieren können, entscheidend für das letztendliche Verständnis, wie dieses System in Krankheitszuständen dysreguliert ist, und die letztendliche Entwicklung von Behandlungsmöglichkeiten, die auf Ubiquitin und/oder proteasom funktionadieren.
Es gibt eine Reihe von Problemen bei der Quantifizierung der Ubiquitin-Proteasom-Aktivität im Hirngewebe von Ratten und Mäusen, die die häufigsten Modellsysteme sind, die verwendet werden, um die UPS-Funktion zu untersuchen, einschließlich 1) die Vielfalt der Ubiquitin-Modifikationen und 2) Die Verteilung und Differenzregelung der USUs-Funktion über subzelluläre Kompartimente12,13,14. Zum Beispiel verwendeten viele der frühen Demonstrationen der Ubiquitin-Proteasom-Funktion im Gehirn während der Gedächtnisbildung ganze Zelllysate und deuteten auf eine zeitabhängige Zunahme sowohl der Protein-Ubiquitination als auch der Proteasomenaktivität15, 16 , 17 , 18 , 19 , 20. Vor kurzem stellten wir jedoch fest, dass die Ubiquitin-Proteasomen-Aktivität in den subzellulären Fächern als Reaktion auf das Lernen sehr unterschiedlich war, wobei in einigen Regionen gleichzeitig zunimmt und in anderen ein Muster abnimmt, das sich erheblich unterscheidet. von dem, was zuvor in ganzen Zelllysaten berichtet wurde21. Dies steht im Einklang mit der Einschränkung eines gesamten Zellansatzes, da er den Beitrag von Änderungen der USB-Aktivität über verschiedene subzelluläre Kompartimente hinweg nicht trennen kann. Obwohl neuere Studien synaptische Bruchprotokolle verwendet haben, um die USV speziell an Synapsen als Reaktion auf das Lernen22,23,24zu studieren, schließen die angewandten Methoden die Fähigkeit zur Messung kerntechnische und zytoplasmatische Ubiquitin-Proteasom-Veränderungen im selben Tier. Dies führt zu einer unnötigen Notwendigkeit, Experimente mehrmals zu wiederholen, wobei jeweils eine andere subzelluläre Fraktion gesammelt wird. Dies führt nicht nur zu einem größeren Verlust von Tierleben, sondern eliminiert auch die Möglichkeit, DIE USV-Aktivität in verschiedenen subzellulären Abteilungen als Reaktion auf ein bestimmtes Ereignis oder während eines bestimmten Krankheitszustands direkt zu vergleichen. Wenn man bedenkt, dass die Proteinziele von Ubiquitin und dem Proteasom in der Zelle sehr unterschiedlich sind, ist es entscheidend zu verstehen, wie sich die Ubiquitin-Proteasome-Signalisierung in verschiedenen subzellulären Kompartimenten unterscheidet, um die funktionelle Rolle der USB in der Gedächtnisbildung und neurologische, neurodegenerative und psychiatrische Störungen.
Um diesem Bedarf gerecht zu werden, haben wir vor kurzem ein Verfahren entwickelt, bei dem kerntechnische, zytoplasmatische und synaptische Fraktionen für eine bestimmte Hirnregion desselben Tieres gesammelt werden könnten21. Um die begrenzte Menge an Protein zu berücksichtigen, die aus der Entnahme mehrerer subzellulärer Fraktionen aus derselben Probe gewonnen werden kann, haben wir zuvor etablierte Protokolle optimiert, um die In-vitro-Proteasomaktivität und die linkage-spezifische Protein-Ubiquitination in lysierten Zellen aus Nagetier-Gehirngewebe gesammelt. Mit diesem Protokoll konnten wir lernabhängige Veränderungen der Proteasomaktivität K48, K63, M1 und der gesamten Proteinpolyubiquitination im Kern und Zytoplasma sowie an Synapsen in der lateralen Amygdala von Ratten sammeln und direkt vergleichen. Hier beschreiben wir detailliert unser Verfahren (Abbildung 1), das unser Verständnis davon, wie die USV an der Langzeitgedächtnisbildung und verschiedenen Krankheitszuständen beteiligt ist, erheblich verbessern könnte. Es sollte jedoch darauf hingewiesen werden, dass die in unserem Protokoll diskutierte In-vitro-Proteasomaktivität zwar weit verbreitet ist, aber die Aktivität vollständiger 26S-Proteasomkomplexe nicht direkt misst. Vielmehr misst dieser Assay die Aktivität des 20S-Kerns, d. h. er kann nur als Proxy dienen, um die Aktivität des Kerns selbst im Gegensatz zum gesamten 26S-Proteasom-Komplex zu verstehen.
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Protocol
Alle Verfahren einschließlich tierischer Fächer wurden vom Virginia Polytechnic Institute und dem State University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt.
1. Sammlung und Zerlegung von Nagetier-Gehirngewebe
HINWEIS: Dieses Protokoll kann auf eine Vielzahl von Gehirnregionen angewendet und mit verschiedenen Gewebeentnahmeverfahren verwendet werden. Unten ist das Verfahren in unserem Labor für subzelluläre von Ratte Hirngewebe verwendet, mit 8-9 Wochen alten männlichen Sprague Dawley Ratten. Um alle Zellfächer im selben Tier zu verarbeiten, Abschnitt 1.3. unabhängig vom verwendeten Gewebeentnahmeverfahren befolgt werden.
- Extrahieren Sie das Rattenhirn und legen Sie es in eine kryogene Tasse, die auf Trockeneis vorgekühlt ist. Das Gehirn auf Trockeneis einfrieren oder flüssigen Stickstoff verwenden, falls verfügbar, und in einen -80 °C-Gefrierschrank übertragen. Gehirne können am selben Tag oder zu einem späteren Zeitpunkt seziert werden.
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Entfernen Sie das gefrorene Gehirn aus der kryogenen Tasse und legen Sie es in eine Rattenhirnmatrix, die mit Trockeneis gekühlt ist. Jeder Steckplatz auf der Matrix entspricht 0,5 mm, die verwendet werden können, um die ungefähre Position der Interessenregion (ROI) zu bestimmen.
- Mit einem Rat Brain Atlas legen Sie eine Rasierklinge unmittelbar vor dem vorhergesagten ROI-Start in die Matrix ein. Als nächstes legen Sie sofort eine Rasierklinge am vorhergesagten Ende (posterior) des ROI ein.
- Entfernen Sie die Scheibe zwischen den Rasierklingen mit einem Skalpell und legen Sie auf einem Mikroskop-Dia gekühlt auf Trockeneis. In der Regel sind die Abschnitte 2-3 mm dick, aber dies variiert je nach ROI.
- Skalpell mit hilfe eines Skalpells sezieren Sie den ROI jeweils eine Hemisphäre. Legen Sie jede Hemisphäre in separate 1,5 ml Mikrozentrifugenrohre vorgekühlt auf Trockeneis. Gefrorenes Gewebe kann sofort zur subzellulären Fraktionierung verwendet oder zu einem späteren Zeitpunkt verarbeitet werden, wenn es bei -80 °C gelagert wird.
2. Nukleare und zytoplasmatische Extraktion
HINWEIS: Dieses Protokoll verwendet vorgefertigte Lagerlösungen von gängigen Laborchemikalien, einschließlich 0,1 M HEPES, 1 M MgCl2, 1 M Dithiothreitol (DTT), 0,5 M Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), 5 M NaCl, 10% NP-40 (IGEPAL) und 50% Glycerin. Wenn Endpunkt in Proteasomen-Aktivitätstests verwendet wird, können Glycerin und ATP zu allen Puffern hinzugefügt werden, um die Demontage von Proteasom-Komplexen während der Lyse zu verhindern.
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Bereiten Sie den Lysis-Puffer vor. 8,63 ml ultrareines (deionisiertes und destilliertes) Wasser zu einem sterilen 15 ml konischen Rohr geben.
- Zum konischen Rohr 1.000 l 0,1 m HEPES, 15 l mit 1 M MgCl, 100 l 1 M DTT und 50 l mit 10% NP-40 hinzufügen.
- Fügen Sie 100 l Protease-Hemmer-Cocktail und 100 l Phosphatase-Inhibitor-Cocktail hinzu. Kurz wirbeln die Lösung zu mischen und auf nassem Eis zu kühlen. Beachten Sie, dass die Lösung eine gelbe Färbung aus dem Phosphatase-Inhibitor haben kann.
HINWEIS: Die Verwendung von Proteasehemmern ist wichtig, um das Protein zu erhalten und die Spezifität des In-vitro-Proteasom-Aktivitäts-Assays zu gewährleisten. Diese Inhibitoren können jedoch auch zu einer leichten Verringerung der Proteasomenaktivität führen, was bedeutet, dass die am In-vitro-Test gemessene Aktivität eine Unterschätzung des tatsächlichen Aktivitätsniveaus sein kann.
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Bereiten Sie den Extraktionspuffer vor. 5,925 ml ultrareines (deionisiertes und destilliertes) Wasser zu einem sterilen 15 ml konischen Rohr geben.
- In das konische Rohr geben Sie 2.000 l 0,1 m HEPES, 1250 l 50 % Glycerin, 15 l von 1 M MgCl2, 5 l von 1 M DTT, 5 l mit 0,5 m EDTA und 600 l 5 M NaCl.
- Fügen Sie 100 l Protease-Hemmer-Cocktail und 100 l Phosphatase-Inhibitor-Cocktail hinzu. Kurz wirbeln die Lösung zu mischen und auf nassem Eis zu kühlen. Beachten Sie, dass die Lösung eine gelbe Färbung aus dem Phosphatase-Inhibitor haben kann.
- Entfernen Sie das 1,5 ml Zentrifugen-Mikrorohr, das eine Hemisphäre des ROI enthält, aus dem Gefrierschrank -80 °C. Stellen Sie sicher, dass die verwendete Hemisphäre für jede Versuchsgruppe über die Extraktionsbedingungen hinweg ausgeglichen wird. Verwenden Sie beispielsweise in einem Zwei-Gruppen-Experiment die linke Hemisphäre für die ersten beiden Tiere in jeder Gruppe und die rechte Hälfte für die nächsten beiden Proben usw.
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Übertragen Sie das gefrorene Hirngewebe mit einem Skalpell auf einen 2 ml Glas-Teflon-Homogenisator. Fügen Sie dem Teflonrohr 500 L Lysis-Puffer hinzu.
- Mit dem Stößel B homogenisieren Sie das gleiche Gewebe mit 15 Strichen, bis keine sichtbare Menge an festem Material vorhanden ist. Verwenden Sie bei jedem Hub eine Drehbewegung (im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn).
- Übertragen Sie die homogenisierte Probe mit einer 1.000-L-Pipette in ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr. Legen Sie die Röhre auf nasses Eis und brüten Sie für 30 min.
- Rohr in Mikrozentrifuge geben und 10 min bei 845 x g und 4 °C drehen. Nach Abschluss des Überstandes vorsichtig durch Pipetten entfernen und in ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr geben; Dies ist die Zytoplasma-Fraktion, die bis Abschnitt 2.9 auf Eis oder bei 4 °C gelagert werden kann.
- Fügen Sie dem resultierenden Pellet 50 L Extraktionspuffer hinzu und setzen Sie es durch Pipettieren wieder auf. Wirbeln Sie das Pellet nicht. Das Rohr mit dem resuspendierten Pellet auf Eis legen und 30 min inkubieren.
- Das Rohr in Mikrozentrifuge legen und 20 min bei 21.456 x g, 4 °C drehen. Nach Abschluss des Überstandes vorsichtig durch Pipetten entfernen und in ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr geben; das ist die Kernfraktion. Das Pellet kann nun entsorgt werden.
- Messen Sie die Proteinkonzentration der zytoplasmatischen und nuklearen Extraktionen mit dem Dc-Protein-Assay (gemäß den Anweisungen des Herstellers) oder einem gleichwertigen Assay für Proben, die mit nichtionischen Reinigungsmitteln entnommen wurden. Fahren Sie sofort mit dem Proteasomen-Aktivitätstest (Abschnitt 4) oder dem Western Blotting (Abschnitt 5) fort. Alternativ können Proben bis zum Bedarf bei -80 °C gelagert werden.
3. Synaptic Fraction Collection
HINWEIS: Dieses Protokoll verwendet vorgefertigte Lagerlösungen von gängigen Laborchemikalien, einschließlich 1 M Tris (pH 7.5), 0,5 M EDTA, 5 M NaCl und 10% SDS. Wenn Endpunkt in Proteasom-Aktivitätstests verwendet wird, können Glycerin und ATP zu allen Puffern hinzugefügt werden, um die Demontage von Proteasom-Komplexen während der Lyse zu verhindern
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Bereiten Sie den TEVP-Puffer mit 320 mM Saccharose vor. 60 ml ultrareines (deionisiertes und destilliertes) Wasser in ein sauberes 100 ml Becherglas geben.
- Zum Becher geben Sie 1.300 l von 1 M Tris (pH 7,5), 260 l mit 0,5 m EDTA, 100 l Protease-Hemmer-Cocktail, 100 l Phosphatase-Inhibitor-Cocktail und 10,944 g Saccharose. Mit einem Rührstab vermischen, bis Saccharose vollständig aufgelöst ist.
- Bringen Sie den pH-Wert auf 7,4 , indem Sie die Lösung tropfenweise mit einer Pipette in die Lösung einbringen.
- Übertragen Sie die Lösung in einen 100 ml Volumetkolben. Bringen Sie das Volumen auf 100 ml, indem Sie Reinstwasser hinzufügen. Kühlen Sie die endgültige Lösung auf Eis, bis sie benötigt wird.
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Bereiten Sie den Homogenisierungspuffer vor. 60 ml ultrareines (deionisiertes und destilliertes) Wasser in ein sauberes 100 ml Becherglas geben.
- Zum Becher hinzufügen, fügen Sie 5.000 l von 1 M Tris (pH 7,5), 3.000 l von 5 M NaCl, 100 l Protease-Hemmer-Cocktail, 100 l Phosphatase-Inhibitor-Cocktail und 2.000 l 10% SDS hinzu. Mit einer Rührstange mischen.
HINWEIS: Ionische Detergenzien können die Proteasomenaktivitätstests stören, indem sie zur Denaturierung des Proteasom-Komplexes führen. Das Volumen von SDS könnte gesenkt werden, um die Proteasome-Funktion auf Wunsch zu erhalten. - Bringen Sie den pH-Wert auf 7,4 , indem Sie hCl tropfenweise mit einer Pipette in die Lösung eintragen.
- Übertragen Sie die Lösung in einen 100 ml Volumetkolben. Bringen Sie das Volumen auf 100 ml, indem Sie Reinstwasser hinzufügen. Bewahren Sie die bei Raumtemperatur auf; nicht abkühlen, da SDS aus der Lösung herausfällt.
- Zum Becher hinzufügen, fügen Sie 5.000 l von 1 M Tris (pH 7,5), 3.000 l von 5 M NaCl, 100 l Protease-Hemmer-Cocktail, 100 l Phosphatase-Inhibitor-Cocktail und 2.000 l 10% SDS hinzu. Mit einer Rührstange mischen.
- Entfernen Sie die 1,5 ml Zentrifuge, die eine Hemisphäre des ROI enthält, aus dem Gefrierschrank -80 °C. Stellen Sie sicher, dass die verwendete Hemisphäre für jede Versuchsgruppe über die Extraktionsbedingungen hinweg ausgeglichen wird. Verwenden Sie beispielsweise in einem Zwei-Gruppen-Experiment die linke Hemisphäre für die ersten beiden Tiere in jeder Gruppe und die rechte Hälfte für die nächsten beiden Proben usw.
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Übertragen Sie das gefrorene Hirngewebe mit einem Skalpell auf einen 2 ml Glas-Teflon-Homogenisator. Fügen Sie dem Teflon-Rohr 500 L TEVP-Puffer hinzu.
- Mit dem Stößel B homogenisieren Sie das gleiche Gewebe mit 15 Strichen, bis keine sichtbaren Übertragungen von festem Material vorhanden sind. Verwenden Sie bei jedem Hub eine Drehbewegung (im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn).
- Übertragen Sie die homogenisierte Probe mit einer 1.000-L-Pipette in ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr. Zentrifugieren Sie die Probe bei 1.000 x g für 10 min, 4 °C.
- Sammeln Sie den Überstand und übertragen Sie mit einer 1.000-L-Pipette auf ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr. Zentrifugieren Sie die Probe bei 10.000 x g für 10 min, 4 °C. Das Originalpellet (P1) enthält Kerne und die großen Trümmer und kann entsorgt werden.
- Übertragen Sie den Überstand auf ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr. Dies ist eine zytosolische Fraktion. Fügen Sie dem Pellet (P2) 50 L Homogenisierungspuffer hinzu und setzen Sie das Pellet (P2) wieder auf, bis kein festes Material sichtbar ist.
- Zentrifugieren Sie die Probe bei 20.000 x g für 10 min, 4 °C. Übertragen Sie den Überstand auf ein neues 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr; Dies ist die Crude Synaptosomal Membrane (Synaptic) Fraktion. Das Pellet kann entsorgt werden.
- Messen Sie die Proteinkonzentration der Synaptischen Fraktion mit dem Dc-Protein-Assay (gemäß den Anweisungen des Herstellers) oder einem gleichwertigen Assay für Proben, die mit ionischen Reinigungsmitteln entnommen wurden. Fahren Sie sofort mit dem Proteasomen-Aktivitätstest (Abschnitt 4) oder dem Western Blotting (Abschnitt 5) fort. Alternativ können Proben bis zum Bedarf bei -80 °C gelagert werden.
4. Proteasom Aktivität Assay
HINWEIS: Die Proteasome-Aktivität kann in homogenisiertem Hirngewebe mit einer leicht modifizierten Version des 20S Proteasome Activity Kit gemessen werden. Dieser Test misst nicht direkt die Aktivität von kompletten 26S-Proteasom-Komplexen. Vielmehr misst sie die Aktivität des 20S-Kerns, d. h. sie kann nur als Stellvertreter dienen, um die Aktivität des Kerns selbst im Gegensatz zum gesamten 26S-Proteasom-Komplex zu verstehen. Der Erfolg dieses Testes nimmt mit wiederholten Frost-Tau-Zyklen und/oder steigenden Waschmitteln, insbesondere ionischen, ab und erfordert die Verwendung eines Plattenlesers mit einem Filtersatz 360/460 (Erregung/Emission) und Heizfähigkeiten bis 37 °C.
- Plattenlesereinstellungen: Vorwarm auf 37 °C und durch halten.
- Setzen Sie die Anregung auf 360 und die Emission auf 460. Wenn die verwendete 96-Wellplatte klar ist, stellen Sie die Optikposition auf Untenein. Wenn eine dunkel/schwarze 96-Wellplatte verwendet wird, stellen Sie die Optikposition auf Topein.
- Stellen Sie ältere Plattenlesermodelle unter den fluoreszierenden Leseoptionen auf Auto-Gain ein; neuere Modelle sind dafür voreingestellt. Programmieren Sie einen kinetischen Lauf mit einer Zeit von 2 h, Scannen (Lesen) alle 30 min.
- Rekonstituieren Sie den 10x Assay Puffer im Kit mit 13,5 ml Reinstwasser. Fügen Sie dem jetzt 1x-Puffer 14 l von 100 mM ATP hinzu; dies verbessert die Proteasomaktivität in den Proben erheblich und verbessert die Zuverlässigkeit des Assays. Der endgültige 20S Assay Puffer kann bis zum Bedarf auf Eis oder bei 4 °C gelagert werden und ist mehrere Monate stabil.
- Rekonstituieren Sie den im Kit enthaltenen AMC-Standard mit 100 L DMSO. Führen Sie diesen Schritt im Dunkeln oder bei schlechten Lichtverhältnissen aus, da der Standard lichtempfindlich ist.
- Erstellen Sie eine Standkurve von AMC mit dem rekonstituierten Standard, bei Dunkelheit oder bei schlechten Lichtverhältnissen.
- In separaten 0,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen 16, 8, 6,4, 3,2, 1,6, 0,8, 0,4 und 0 l des AMC-Standards hinzufügen, was der AMC-Konzentration von 20, 10, 8, 4, 2, 1, 0,5 und 0 M AMC entspricht.
- Zu diesen Röhren in der gleichen Reihenfolge, fügen Sie 84, 92, 93.6, 96.8, 98.4, 99.2, 99.6 und 100 l von 20S Assay Puffer. Dadurch entsteht eine Reihe von hohen bis niedrigen AMC-Konzentrationen, die für die Kalibrierung und Analyse der Proteasomaktivität in den homogenisierten Proben verwendet werden.
- Lagern Sie alle verdünnten Standards auf Eis im Dunkeln, bis sie benötigt werden.
- Rekonstituieren Sie das proteamische Substrat (Suc-LLVY-AMC) im Kit mit 65 l DMSO. Führen Sie diesen Schritt im Dunkeln oder bei schlechten Lichtverhältnissen durch, da das Substrat lichtempfindlich ist. Erstellen Sie eine 1:20 Verdünnung des Proteasomensubstrats in einem neuen 1,5 ml Mikrozentrifugenrohr mit 20S Assay Puffer. Das verdünnte Substrat bis zum Bedarf auf Eis im Dunkeln aufbewahren.
HINWEIS: Wenn die Platte z. B. 10 Proben und 1 Rohling hat, benötigen Sie genügend verdünntes Substrat für 22 Brunnen (mit Duplikaten) bei 10 l pro Brunnen. Dies entspricht 220 l Bedarf + 30 l für Pipettierfehler, die 12,5 l Substrat und 237,5 l 20S Assay-Puffer erfordern. - Gewünschte Proben auftauen (wenn sie gefroren sind) und eine normalisierte Menge zu einer 96-Well-Platte hinzufügen. Führen Sie jedes Beispiel in Duplikaten aus. Die benötigte Probenmenge variiert je nach Gewebevorbereitung. Im Allgemeinen reichen 10-20 g für jede subzelluläre Fraktion aus.
- Bringen Sie die Probe gut Volumen auf 80 l mit Reinstwasser. Der hinzugefügte Betrag hängt vom Volumen der hinzugefügten Probe ab. Wenn z. B. Probe 1 4,5 l Protein betrug und Probe 2 8,7 l betrug, beträgt die benötigte Wassermenge 75,5 l bzw. 71,3 l. In zwei separaten Brunnen, fügen Sie 80 L Wasser allein; dies werden die Assay Blanks sein.
HINWEIS: Um Veränderungen des Proteinvolumens aufgrund von Pipettierfehlern zu begrenzen, können die Proteinkonzentrationen auf die am wenigsten konzentrierte Probe normalisiert werden. Dies ermöglicht die Verwendung des gleichen Probenvolumens unter allen Bedingungen. - Fügen Sie jedem Brunnen 10 L 20S Assay-Puffer hinzu, einschließlich Assay Blanks. Eine Repeater/automatisierte Pipette wird hier empfohlen, um ein konsistentes Assay-Volumen über Brunnen hinweg zu gewährleisten.
- Optional: Führen Sie in diesem Stadium auf Wunsch In-vitro-Manipulationen ein; Dies erfordert, dass jede Probe zusätzliche 2 Brunnen pro Behandlung hat, einschließlich des Fahrzeugs. Wenn ja, fügen Sie 2 der Probenbrunnen und ein entsprechendes Kontroll-/Fahrzeugvolumen zu weiteren 2 Brunnen hinzu. Legen Sie die Platte 30 min auf den vorgewärmten Plattenleser oder in einen 37 °C-Inkubator.
- Schalten Sie die Lichter aus oder betreten Sie einen dunklen Raum. Fügen Sie alle 100 L verdünnten AMC-Standards zu einem neuen Brunnen hinzu; jeder Standard hat einen einzigen Brunnen.
- Fügen Sie im Dunkeln 10 l verdünntes Proteasomsubstrat in Brunnen mit Proben und Assay Blanks hinzu, jedoch nicht den AMC-Standard. Eine Repeater/automatisierte Pipette wird hier empfohlen, um ein konsistentes Assay-Volumen über Brunnen hinweg zu gewährleisten.
- Legen Sie die Platte in den Plattenleser und starten Sie den kinetischen Lauf.
HINWEIS: Die Platte muss während des kinetischen Laufs nicht ständig gerührt sein, der Anwender kann jedoch auf Wunsch wählen, - Exportieren Sie am Ende des kinetischen Durchlaufs rohe 360/460-Fluoreszenzwerte nach Microsoft Excel.
- Durchschnittlich zusammen doppelte Brunnen für jeden Standard, jede Probe und die Assay Blank für alle 5 Scans. Rohe Fluoreszenzwerte sollten bei Scans für die Proben ansteigen, aber für Standards und Assay Blanks stabil bleiben (oder leicht abnehmen).
- Nehmen Sie den höchsten AMC-Standard BrunnenDurchschnitt und dividieren Sie durch die bekannte Konzentration (20 m). Dividieren Sie diesen Wert durch die Im Test verwendete Probenkonzentration, um einen standardisierten AMC-Wert zu erhalten. Dividieren Sie für jede Probe und den Assay Blank-Durchschnitt durch den standardisierten AMC-Wert.
- Nehmen Sie diesen Endwert und dividieren Sie durch die im Test verwendete Probenkonzentration, um den normalisierten Wert für jede Probe und den Assay Blank zu erhalten. Führen Sie dies für alle 5 Scans durch.
- Subtrahieren Sie den normalisierten Assay Blank-Wert von jedem normalisierten Stichprobenwert für alle 5 Scans.
5. Quantifizierung der linkage-spezifischen Protein-Ubiquitination
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Die Quantifizierung verschiedener Polyubiquitin-Tags in verschiedenen subzellulären Fraktionen, die aus Nagetier-Hirngewebe gesammelt wurden, sollte mit einer Vielzahl von Standard-Western-Blotting-Protokollen in Kombination mit einzigartigen, linkage-spezifischen Polyubiquitin-Antikörpern erfolgen.
- Zur Denaturierung die normalisierten Proben mit einem gleichen Volumen von Laemmli-Probenpuffer mischen, ergänzt durch das Mitband-Mercaptoethanol auf einen Volumenprozentsatz von 5 Volumenprozent, wie der Hersteller vorgibt.
- Zur Quantifizierung aller Monoubiquitinations- und Polyubiquitinationsmodifikationen unabhängig von der Verbindung verwenden Sie einen Pan-Ubiquitin-Antikörper.
- Um alle polyubiquitinierten Proteine zu erkennen, verwenden Sie einen Ubiquitin-Antikörper, der nicht mit Monoubiquitination kreuzreagiert.
- Für die linkagespezifische Polyubiquitination verwenden Sie Antikörper, die Lysin-27, Lysin-48, Lysin-63 und lineare (M1) Polyubiquitination erkennen können.
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Um eine Kreuzkontamination zwischen den Entwicklungen zu verhindern, die zu einem falsch positiven oder störenden Bildgebung einer anderen Ubiquitin-Modifikation führen könnte, streifen Membranen zwischen den Entwicklungen mit 0,1 M NaOH für 10 min.
- Waschen Sie die Membranen in TBS mit 0,1% Tween zweimal für 10 min und reblockieren (mit jedem Blockierungsmittel wird im Western Blot-Protokoll bevorzugt).
- Inkubieren Sie die Membran mit dem sekundären Antikörper und entwickeln Sie sich neu, um zu bestätigen, dass die Membran von primären und sekundären Antikörpern ordnungsgemäß entfernt wurde.
- Empfohlen: Für die erfolgreiche Entwicklung verschiedener Ubiquitin-Antikörper ohne Kontamination verwenden Sie fluoreszierende oder Nahinfrarot-Bildgebungssysteme. Dies kann oft eine Übertragung zwischen Antikörpern verhindern.
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Einige ubiquitin Western Blot Bilder werden Spalten von unterschiedlichen Bändern (wie M1) bieten, während andere ein abschmierendes Muster mit wenigen oder gar keinen klaren Linien erzeugen (gemeinsam mit K48). Zur Quantifizierung der abgebildeten Ubiquitin Western Blots, zeichnen Sie eine Box um die Säule, die die gesamte molekulare Standards Leiter erweitert.
- Passen Sie die Box nach oben (oder unten) an, wenn sich die Ubiquitinfärbung über die gesamte Leiter erstreckt; Dies ist bei Lysin-48-Modifikationen üblich und variiert stark in subzellulären Fächern.
- Subtrahieren Sie den Hintergrund, der als mittlere optische Dichte des Hintergrunds berechnet wird, der die Säule auf allen Seiten unmittelbar umgibt.
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Representative Results
Mit dem hier beschriebenen Verfahren wurden kernnukleare, zytoplasmatische und synaptische Fraktionen aus der lateralen Amygdala des Rattenhirns (Abbildung1) entnommen. Die Reinheit der einzelnen Fraktionen wurde durch Western Blotting bestätigt, wobei Antikörper gegen Proteine untersucht wurden, die im Lysat angereichert oder erschöpft werden sollten. In der ersten Hemisphäre, auf der eine grobe synaptische Fraktion gesammelt wurde, war das postsynaptische Dichteprotein 95 (PSD95) in der synaptischen, aber nicht nuklearen Fraktion mit niedrigeren Konzentrationen im Zytoplasma vorhanden (Abbildung 2A). Dies stimmt mit früheren Arbeiten überein, die zeigen, dass die synaptische Bruchpräparation sowohl präsynaptische als auch postsynaptische Komponentenisoliert 25. Umgekehrt war das Kernprotein Histon H3 in der Kernkraft vorhanden, aber nicht in der synaptischen Fraktion, mit niedrigeren Konzentrationen im Zytoplasma (Abbildung 2B). Das Vorhandensein von PSD95 und H3 im Zytoplasma stimmt mit ihrer zytoplasmatischen Translation überein. Das zytoplasmatische Protein -Tubulin war in unserer zytoplasmatischen Fraktion vorhanden, fehlte aber weitgehend im Kernlysat (Abbildung 2C), mit niedrigeren Konzentrationen in der synaptischen Region. Dies deutet darauf hin, dass wir in der Lage waren, eine kerntechnische Fraktion zu produzieren, die weitgehend von zytoplasmatischen Proteinen fehlte. Das Vorhandensein von Tubulin in der synaptischen Region stimmt mit früheren Studien überein26. Alle drei Fraktionen zeigten ähnliche Konzentrationen des Gehäuses, das Dasminiati -Actin (Abbildung 2D) aufhielt, das als Ladekontrolle verwendet wurde. Zusammen bestätigen diese Ergebnisse, dass die Reinheit der kerntechnischen, zytoplasmischen und synaptischen Fraktionen, die aus einer einzelnen seitlichen Amygdala der Einzigen Ratte gesammelt wurden.
Als nächstes wurden alle Lysate für die funktionelle Proteasomaktivität mit der beschriebenen modifizierten Version des in vitro 20S Proteasom-Aktivitäts-Assays bestätigt. In allen Lysaten wurde der Erfolg des Assays definiert als eine Zunahme der Rohfluoreszenzeinheiten (RFU), die vom ersten Scan (0 min) bis zum fünften/letzten Scan (120 min) nachgewiesen wurden. Für alle diese Analysen wurde 10 M AMC als höchster Standard für die Normalisierung der Rohfluoreszenzeinheiten (RFU) verwendet. In der rohen synaptischen Fraktion erreichte RFU bei Scan 5 (Abbildung 3A) einen Spitzenwert, was zu einer normalisierten RFU von knapp 0,1 führte (Abbildung 3B). In der zytoplasmatischen Fraktion erhöhte sich rFU über Scans hinweg (Abbildung 3C) mit einer endgültigen normalisierten RFU von 1,6 (Abbildung 3D). Der Kernanteil zeigte auch zeitabhängige Veränderungen in RFU (Abbildung 3E), mit einer endgültigen normalisierten RFU von 0,3 (Abbildung 3F). Die Unterschiede in der Proteasomenaktivität in den Fächern spiegeln wahrscheinlich die Verfügbarkeit von Proteasomen in der Fraktion wider, die im Allgemeinen am häufigsten in den Zytoplasma- und Kernbereichen27, Kompartimenten, die die höchste Aktivität in unserem vorbereitung. Die niedrigste Aktivität in der synaptischen Region ist konsistent mit ihm ist das einzige Lysat, das mit ionischen Detergenzien gesammelt wurde, die Proteasomaktivität aufgrund der härteren Denaturierung Zustand reduzieren können. Wichtig ist, dass RFU nicht im Laufe der Zeit in den Assay Blanks oder in Lysaten (synaptisch) mit dem hochspezifischen und potenten Proteasom-Inhibitor clasto-lactacystin--lactone inkubiert erhöht hat (Abbildung 3G, 0,01 bzw. 0,001 (Abbildung 3H). Dies deutet darauf hin, dass die beobachtete Veränderung der RFU speziell auf die Aktivität des Proteasos und nicht auf andere Proteasen zurückzuführen war. Darüber hinaus gab es bei der Analyse über experimentelle Bedingungen hinweg eine Zunahme der nuklearen, aber nicht zytoplasmatischen, proteasomischen Aktivität in der lateralen Amygdala nach dem Lernen, die gleichzeitig mit einer Abnahme der synaptischen Proteasomaktivität bei Vergleich mit Kontrolltieren (Abbildung 4). Zusammen bestätigen diese Ergebnisse, dass die Proteasomaktivität in allen drei subzellulären Fraktionen, die aus einer einzelnen seitlichen Amygdala der Ratte gesammelt wurden, genau gemessen werden konnte.
Einer der Vorteile des Proteasomen-Aktivitäts-Assays besteht darin, dass In-vitro-Manipulationen unmittelbar vor der Zugabe des Proteasosubstrats in die Proben eingeführt werden können, was die Identifizierung spezifischer Moleküle ermöglicht, die das Proteasom in diese bestimmte subzelluläre Fraktion. Als Beispiel dafür wurde die Rolle von CaMKII (Calcium/Calmodulin-abhängige Proteinkinase II) in der synaptischen Fraktion bewertet, dem härtesten denaturierten Lysat, das gesammelt wurde, da CaMKII vermutlich die Proteasomenfunktion an Synapsen reguliert. Eine 30 min Inkubation mit dem CaMKII-Hemmer myr-AIP (myristolayted autocamtide-2 related inhibitory peptide) führte zu einer signifikant verminderten Zunahme der Proteasomaktivität auf dem Assay, die nur Werte erreichte, die (Abbildung5A). Umgekehrt hat die gleiche Manipulation, die auf das Zytoplasma angewendet wurde, nicht zu einer Änderung der Proteasomaktivität von fahrzeugbehandelten Brunnen geführt (Abbildung 5B). Diese Ergebnisse bestätigen, dass die Proteasome-Aktivität in vitro weiter manipuliert werden kann und dass diese Manipulation je nach subzellulärer Fraktion unterschiedliche Auswirkungen haben kann.
Neben der Quantifizierung der Proteasomenaktivität kann das beschriebene Protokoll verwendet werden, um subzelluläre Unterschiede in verschiedenen Ubiquitin-Modifikationen mit westlichen Blot-Verfahren zu messen. Es ist wichtig zu beachten, dass die Ubiquitin-Tags, die erkannt werden können, durch die Verfügbarkeit von linkage-spezifischen Antikörpern begrenzt sind, die derzeit K48, K63 und M1 für Ratten enthalten (Hinweis: ein K27-Antikörper ist verfügbar, hat jedoch kein nachweisbares Bild in laterale Amygdala-Fraktion oder ganze Zelle lysiert unter einer Vielzahl von Bedingungen). Insgesamt wurden Polyubiquitination, degradationsunabhängige lineare/M1- und K63-Ubiquitination und abbauspezifische K48-Ubiquitination in allen subzellulären Fraktionen nachgewiesen. Wichtig ist, dass bei der Analyse über verschiedene versuchsbedingte Bedingungen insgesamt (Abbildung 6A), linear (Abbildung 6B), K63 (Abbildung 6C) und K48 (Abbildung 6D) Polyubiquitination in der lateralen Amygdala Kernfraktion nach dem Lernen im Vergleich zur Kontrolle von Tieren. Gleichzeitig nahm die Polyubiquitination in der zytoplasmatischen Region ab und die K48-Ubiquitination nahm nach dem Lernen zu, während die synaptische K63-Ubiquitination reduziert wurde. Zusammen zeigen diese Ergebnisse, dass innerhalb desselben Tieres subzelluläre Unterschiede in der linkagespezifischen Protein-Ubiquitination genau nachgewiesen werden können.
Abbildung 1 : Schematisch für subzelluläre Fraktionierung von Rattenhirngewebe. Das Gehirn des Nagetiers wird extrahiert, die Hirnregion seziert und die Hemisphären gespalten. Mit einer Reihe von Puffern und Zentrifugierungsschritten werden kerntechnische und zytoplasmatische Fraktionen aus einer Hemisphäre gesammelt, während eine grobe synaptische Fraktion von der anderen gesammelt wird. Beide Fraktionen werden dann für Proteasomen-Aktivitätstests und Western Blotting verwendet, um Proteinpolyubiquitinationsniveaus zu untersuchen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 2 : Bestätigung der rohen synaptischen, nuklearen und zytoplasmatischen Fraktionreinheitreinheit. (A) Das synaptische Protein postsynaptische Dichte Protein 95 (PSD95; 1:1,000) war in der synaptischen, aber nicht kernnuklearen Fraktion mit niedrigeren Ebenen im Zytoplasma vorhanden. (B) Histon H3 (1:500) war in der nuklearen, aber nicht synaptischen Fraktion mit niedrigerer Expression im Zytoplasma vorhanden. (C) -Tubulin (1:1.000) war im zytoplasmischen, aber weitgehend nicht in der Kernkraft, Fraktion mit niedrigerer Expression im synaptischen Lysat vorhanden. (D) In allen subzellulären Kompartimenten war das Housekeeping-Protein -Actin (1:1.000) vorhanden. Die Bereiche geben die erwartete Größe des Zielproteins an. Diese Zahl wurde von Orsi, S.A. et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 3 : Quantifizierung der Proteasomaktivität in kerntechnischen, zytoplasmatischen und synaptischen Fraktionen, die aus der lateralen Amygdala desselben Tieres gesammelt wurden. Während des In-vitro-Proteasomen-Aktivitätstests wurden relative fluoreszierende Einheiten (RFU) vom Anfang (Scan 1) bis zum Ende (Scan 5) des Assays in den synaptischen (A), Zytoplasma- (C) und nuklearen (E) Fraktionen nachgewiesen. Die Quantifizierung dieser Veränderung gegenüber dem Ausgangswert ergab einen normalisierten RFU-Wert (relativ zu 10 M AMC) von 0,1 in der synaptischen (B), 1,6 in der zytoplasmischen (D) und 0,3 in den Kernfraktionen (F). Der Proteasomen-Inhibitor 'lac verhinderte, dass sich die RFUs über die Sitzung änderten (G-H). Diese Zahl wurde von Orsi, S.A. et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 4 : Subzelluläre Unterschiede in der Proteasomaktivität in der lateralen Amygdala desselben Tieres. Bei ausgebildeten (angstkonditionierten) Tieren wurde eine Zunahme der nuklearen Proteasomaktivität im Vergleich zu Kontrollen festgestellt, was einer Abnahme der Aktivität innerhalb der synaptischen Fraktion entsprach. Die zytoplasmatische Proteasomaktivität blieb an der Ausgangsbasis. *P < 0,05 von Control. Diese Zahl wurde von Orsi, S.A. et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 5 : In-vitro-Manipulation der Proteasomaktivität in gesammelten synaptischen und zytoplasmatischen Fraktionen. In-vitro-Manipulation der CaMKII-Signalisierung über den Inhibitor AIP reduzierte die Proteasomaktivität in der synaptischen (A), aber nicht die zytoplasmische (B), Fraktion von der Ratte laterale Amygdala. Diese Zahl wurde von Jarome, T.J. et al.23geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
Abbildung 6 : Subzelluläre Unterschiede in der linkagespezifischen Protein-Ubiquitination in der lateralen Amygdala desselben Tieres nach dem Lernen. (A) Nach dem Lernen nahm die Gesamtubiquitination in der Kernfraktion zu, was mit einer Abnahme der zytoplasmatischen Fraktion korrelierte. (B) Es gab eine Zunahme der linearen Ubiquitination in der nuklearen, aber nicht zytoplasmischen oder synaptischen, Fraktion nach dem Lernen. (C) Nach dem Lernen stieg die K63-Ubiquitination in der Kernfraktion, die mit einer Abnahme der synaptischen Fraktion korrelierte. (D) K48-Ubiquitination in der nuklearen und zytoplasmischen, aber nicht synaptischen, Fraktion nach dem Lernen erhöht. *P < 0,05 von Control. Alle erhaltenen optischen Ubiquitin-Dichten wurden auf die A-Actin-Spiegel normalisiert (niedrigere repräsentative westliche Blot-Bilder in A), die als Ladekontrolle verwendet wurde. Diese Zahl wurde von Orsi, S.A. et al.21geändert. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.
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Discussion
Hier zeigen wir eine effiziente Methode zur Quantifizierung von Veränderungen der Ubiquitin-Proteasom-Aktivität in verschiedenen subzellulären Kompartimenten im selben Tier. Derzeit sind die meisten Versuche zur Messung subzellulärer Aktivitätsänderungen des Ubiquitin-Proteasom-Systems auf ein einziges Fach pro Probe beschränkt, was dazu führt, dass Experimente wiederholt werden müssen. Dies führt zu erheblichen Kosten und Verlusten an Tierleben. Unser Protokoll lindert dieses Problem, indem es Hemisphären spaltet, so dass verschiedene zelluläre Fraktionen aus jeder Hemisphäre desselben Tieres gesammelt werden können. Mit diesem Protokoll konnten wir zum ersten Mal zeigen, dass sich in der gleichen tierischen Ubiquitin-Proteasom-Aktivität differentiale Veränderungen in nuklearen, zytoplasmatischen und synaptischen Fraktionen als Reaktion auf das Lernen21.
Die Hauptbeschränkung des hier beschriebenen Protokolls ist, dass es von der Menge des erhaltenen Hirngewebes (Probe) abhängt. Wie oben beschrieben, erfordert dieses Protokoll beispielsweise die Aufteilung der Hemisphären einer bestimmten Hirnregion. Dies ist jedoch möglicherweise nicht immer möglich, z. B. bei bestimmten Gebieten, die nur in einer Hemisphäre vorhanden sind. In diesen Fällen könnte das Protokoll geändert werden, indem zuerst die gesamte Hirnregion im TEVP-Puffer homogenisiert wird, der im synaptischen Bruchschritt verwendet wird (Abschnitt 3.1), da dieser Puffer frei von allen Denaturierungsmitteln ist. Die Probe kann dann nach Volumen in zwei gleiche Teile aufgeteilt werden. Der erste Teil kann für die synaptische Fraktion verwendet werden, nach dem Protokoll wie beschrieben. Für die zweite Hälfte der Probe kann das nichtionische Waschmittel NP-40 zu einer Endkonzentration von 0,05 % hinzugefügt werden, gefolgt von Zentrifugieren gemäß Abschnitt 2.6. Dies ermöglicht die Trennung von zytoplasmatischen Proteinen in die überstandenen und nuklearen Proteine in das Pellet, die nach den verbleibenden Schritten in Abschnitt 2 weiter isoliert werden können. Eine weitere Sorge in der Gewebemenge ist, dass einige Gehirnregionen sehr klein sind, wie die prälimbische Kortex. In diesen Fällen kann das obige Protokoll jedoch weiterhin verwendet werden, indem die Volumen der verwendeten Puffer reduziert werden, die empirisch anhand der Größe der gesammelten Hirnregion bestimmt werden müssten. Somit kann dieses Protokoll auch in die schwierigeren Hirnregionen geändert werden, in denen weniger Gewebe zur Verfügung steht.
Einer der Hauptvorteile des Protokolls, das wir hier skizzieren, besteht darin, dass es gemeinsame Laborgeräte und Reagenzien verwendet, die in den meisten Einrichtungen zu finden sind, so dass diese Methode auch mit begrenztem Budget oder mit begrenzten Mitteln geändert werden kann. Während wir dieses Protokoll als eine Möglichkeit zur Messung subzellulärer Veränderungen in der Ubiquitin-Proteasomen-Signalisierung skizzieren, kann diese Methode auch auf jeden anderen Protein- oder Zellprozess angewendet werden, in dem das Verständnis der zellulären Lokalisierung und Funktion ist wichtig. Daher könnte dieses Protokoll breite Anwendungen haben, um die subzellulären Funktionen bestimmter Proteine oder Komplexe während des Lernens und Gedächtnisses oder verschiedener Krankheitszustände zu verstehen.
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Disclosures
Die Autoren haben nichts zu verraten.
Acknowledgments
Diese Arbeit wurde durch Start-up-Fonds des College of Agricultural and Life Sciences und des College of Science an der Virginia Tech unterstützt. T.M. wird vom George Washington Carver Program an der Virginia Tech unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.5 M EDTA | Fisher | 15575020 | Various other vendors |
| 20S Proteasome Activity Kit | Millipore Sigma | APT280 | Other vendors carry different versions |
| ATP | Fisher | FERR1441 | Various other vendors |
| Beta-actin antibody | Cell signaling | 4967S | Various other vendors |
| Beta-tubulin antibody | Cell signaling | 2128T | Various other vendors |
| BioTek Synergy H1 plate reader | BioTek | VATECHH1MT3 | Other vendors carry different versions |
| B-mercaptoethanol | Fisher | ICN19024280 | Various other vendors |
| Clasto lactacystin b-lactone | Millipore Sigma | L7035 | Various other vendors |
| Cryogenic cup | Fisher | 033377B | Various other vendors |
| DMSO | DMSO | D8418 | Varous other vendors |
| DTT | Millipore Sigma | D0632 | Various other vendors |
| Glycerol | Millipore Sigma | G5516 | Various other vendors |
| H3 antibody | Abcam | ab1791 | Various other vendors |
| HEPES | Millipore Sigma | H3375 | Various other vendors |
| Hydrochloric acid | Fisher | SA48 | Various other vendors |
| IGEPAL (NP-40) | Millipore Sigma | I3021 | Various other vendors |
| K48 Ubiquitin Antibody | Abcam | ab140601 | Various other vendors |
| K63 Ubiquitin Antibody | Abcam | ab179434 | Various other vendors |
| KCl | Millipore Sigma | P9541 | Various other vendors |
| KONTES tissue grinder | VWR | KT885300-0002 | Various other vendors |
| Laemmli sample buffer | Bio-rad | 161-0737 | Various other vendors |
| Linear Ubiquitin Antibody | Life Sensors | AB-0130-0100 | Only M1 antibody |
| MgCl | Millipore Sigma | 442611 | Various other vendors |
| Microcentrifuge | Eppendorf | 2231000213 | Various other manufacturers/models |
| myr-AIP | Enzo Life Sciences | BML-P212-0500 | Carried by Millipore-Sigma |
| NaCl | Millipore Sigma | S3014 | Various other vendors |
| Odyssey Fc Imaging System | LiCor | 2800-02 | Other vendors carry different versions |
| Phosphatase Inhibitor | Millipore Sigma | 524625 | Various other vendors |
| Precision Plus Protein Standard | Bio-rad | 161-0373 | Various other vendors |
| Protease Inhibitor | Millipore Sigma | P8340 | Various other vendors |
| PSD95 antibody | Cell signaling | 3450T | Various other vendors |
| SDS | Millipore Sigma | L3771 | Various other vendors |
| Sodium hydroxide | Fisher | SS255 | Various other vendors |
| Sucrose | Millipore Sigma | S0389 | Various other vendors |
| TBS | Alfa Aesar | J62938 | Varous other vendors |
| Tris | Millipore Sigma | T1503 | Various other vendors |
| Tween-20 | Fisher | BP337-100 | Various other vendors |
| Ubiquitin Antibody | Enzo Life Sciences | BML-PW8810 | Various other vendors |
References
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