Summary
Burada açıklanan kas kriyokesitlerinde nekrotik miyofiberlerin doğrudan immünolabelling için bir protokoldür. Nekrotik hücreler immünglobulin G (IgG) dahil olmak üzere serum proteinlerine geçirilebilir. Miyofiberler tarafından IgG alımının ortaya çıkması, kas durumuna bakılmaksızın nekroz geçiren miyoliflerin tanımlanmasını ve ölçülmesine olanak sağlar.
Abstract
Kas liflerinin nekrozu (mionekrozisi) kas distrofileri de dahil olmak üzere çeşitli kas hastalıklarının patogenezinde merkezi bir rol oynar. Kas dejenerasyonu hafifletmek için kas distrofi patogenezi nedenleri ele terapötik seçenekler bekleniyor. Bu nedenle kas biyopsilerinde hücre ölümünün derecesini hesaplamak ve hesaplamak için bir yöntem gereklidir. Yerinde miyofiber dejenerasyongözlemlemek için geleneksel yöntemler ya kötü kantitatif ya da hayati boyaların enjeksiyonu güveniyor. Bu makalede, immünofloresan protokolü, miyolifler tarafından immünglobulin G (IgG) alımını hedefleyerek nekrotik miyoliflerin lekelerinin nekrotik miyokerruz lar olduğu tanımlanmıştır. IgG alım yöntemi nekrotik ölümü karakterize eden hücre özelliklerine dayanır, dahil 1) hasara bağlı moleküler desenlerin salınımı ile plazma membran bütünlüğünün kaybı ve 2) plazmatik proteinlerin alımı. Murine kesitlerinde, miyoliflerin, hücre dışı matriks proteinlerinin ve fare IgG'nin birlikte immünetiketlemesi miyoliflerin nekrotik kaderle temiz ve anlaşılır bir şekilde tanımlanmasını sağlar. Bu basit yöntem kantitatif analiz için uygundur ve insan örnekleri de dahil olmak üzere tüm türler için geçerlidir ve hayati boya enjeksiyonu gerektirmez. IgG alımı ile nekrotik miyofiberlerin boyanması da diğer co-immünlabelling ile eşleşebilir.
Introduction
Striated iskelet kası esas olarak karakteristik gönüllü kontraktil fonksiyon sorumludur kas lifleri (miyofiberler), oluşur. Bu hücreler daralma sırasında meydana gelen mekanik stresi destekleyen çok çekirdekli, post-mitotik yapılardır. Miyofiber membranın yapısal stabilitesi (sarkolemma) ve hücre dışı matriks doku homeostazisi için çok önemlidir. Uydu hücreleri olgun iskelet kası ana kas atası popülasyonunu oluşturur ve sağlıklı kaslarda kin halinde bulunur. Miyofiber ölümden sonra, kas rejenerasyonuydu hücre aktivasyonu içeren bir miyojenik programı takip uydu hücreleri tarafından desteklenir, çoğalma, farklılaşma, ve füzyon sonuçta yeni multinükleli miyofonlar oluşturmak için.
Miyofik ölümü birden fazla kas koşullarında oluşabilir, mekanik travma da dahil olmak üzere, iskemi-reperfüzyon yaralanmaları, veya kas distrofiler, ve ölü hücrelerin nekrotik morfolojisi ile ilişkili1,2. Nekrotik ölüm plazma zarının hızlı geçirgenliği ve hücre dışı kompartmanda hücre içeriğinin serbest bırakılması ile karakterizedir3. Uygun bir hücre sinyali (yani kazara nekroz) içermeyen düzensiz bir süreç ya da düzenlenmiş bir hücre içi yol (yani, düzenlenmiş nekroz) ile sonuçlanabilir. Miyofiberlerde hem düzenlenmiş4 hem de düzensiz5 proses nekrozuna yol açabilir. Mionekrozun tipik bir sonucu, hasarla ilişkili molekül desenlerinin serbest bırakılmasıdır, güçlü bir inflamatuaryanıtıaktive 6. Makrofajların varlığı yaklaşık 48 h ve 72 h yaralanma dan sonra gözlenmektedir7. Nekrotik enkaz temizliği ndeki rollerinin yanı sıra, kas rejenerasyonu8,9da önemlidir.
Kas distrofileri (MDs) genellikle sarkolemma yapısında bir kusur sonucu patolojiler heterojen bir gruptur. Duchenne musküler distrofi (DMD)dünyaçapında her 3.500 erkek doğumdan yaklaşık 1'ini etkileyen x bağlantılı bir hastalıktır ve sarkolemmada distrofin ekspresyonunun olmamasından kaynaklanır. DMD erkek çocuklarda kas dokusunun kronik dejenerasyonu aşırı kas güçsüzlüğü ve erken mortaliteye yol açar. Nekrotik ölüm sonucu inflamasyon sitotoksisite artırır, ve kas fibrozis ve kas fonksiyonu kaybı teşvik11,12. Gen tedavisi gibi kas dejeneratif bozukluklarının köklerini hedefleyen klinik çalışmalarda şu anda tedavilerin mionekroziyi hafifletmesi beklenmektedir. Bu nedenle kas dejenerasyonu doğru bir şekilde ölçmek için basit tekniklere ihtiyaç vardır.
Çeşitli yöntemler rutin in vivo miyofiber kaybını izlemek için kullanılır. Kandaki kreatin kizazın (CK) enzimatik aktivitesinin ölçülmesi kas ve kalp dokularında devam eden nekrozun güvenilir bir şekilde ölçülmesine olanak sağlar. Yerinde, hematoksilin ve eozin (H & E) boyama şu anda dejenerasyon-rejenerasyon remodelling değerlendirmek için tanı kullanılan en popüler yöntemdir. Ancak, ölü hücrelerin H & E etiketleme moleküler temeli belirsizliğini koruyor. Ayrıca, H & E boyama miyofiber ölüm düşündüren renk modifikasyonları nispeten ince ve güvenilir ve tekrarlanabilir nicelleştirme kolaylaştırmak değildir. Terminal deoksinükleotidyl transferaz dUTP nick uç etiketleme (TUNEL), kusurlu etiket nekrotik ölüm3gibi DNA parçalanması ortaya çıkaran yöntemler. Onlar da kötü miyofibers gibi senytial hücrelerin ölümünü izlemek için adapte edilmiştir. Evan'ın mavi boya (EBD) gibi hayati boyaların enjeksiyonu, sarkolemmanın bütünlüğünü kaybetmiş miyolifleri değerlendirmek için yararlı bir alternatiftir, ancak bazı deneysel protokollerde mutlaka uygun değildir. Örneğin, kan örneklerinde EBD varlığı CK ölçümleri, bir kolorimetrik tahsin sonuçlarını etkileyebilir. Ayrıca, EBD hücre içi alımı co-immunolabelling zorlu hale getirir. Bu nedenle, nekroz geçiren miyofiberlerin doğrudan etiketlenmesine olanak tanıyan alternatif bir yöntem ilgi çekicidir.
Hayati boyaların etki mekanizması nekrotik miyofiberlerde plazma membran bütünlüğünün kaybına ve enjekte edilen boyanın pasif alımına dayanır. Benzer şekilde, nekrotik miyofiberler albümin gibi kan proteinlerini alımı, hangi EBD güçlü bir yakınlık vardır13,14, immünglobulin G (IgG), ve IgM15. Miyolifler içinde kan proteinlerinin anormal varlığı bu nedenle yerinde mionekroz için uygun belirteçleri temsil eder. Bu proteinlerin boyanması hayati boyaların kullanımı için bir alternatif olabilir.
IgG alımını yerinde mionekrozun belirteci olarak kullanarak, bu protokol mdx distrofin eksikliği olan farelerin tibialis anterior (TA) kas dejenerasyonu değerlendirmek için kullanılır. Bu yöntem alternatif teknikler üzerinde önemli avantajlar sunar: 1) çoğaltılabilir ve yürütülmesi basit; 2) bu kas toplama öncesinde herhangi bir hayvan tedavisi gerektirmez, hayati boyalar dolaşan enjeksiyon gibi, ve 3) herhangi bir konvansiyonel immünetiketleme olarak, bu co-etiketleme ile uyumludur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deneyler Fransız ve Avrupa Topluluğu mevzuatına (lisans numarası 11-00010) uygun olarak yapılmıştır.
1. Tragacanth sakız hazırlama
- Bir cam kabında, 100 mL deiyonize suda 6 g tragacanth tozunu çözün. Folyo ile kaplayın ve en az 3 saat bekletin.
- Tragacanth karışımını bir gece leme 60 °C'de bir su banyosunda veya fırında bırakın. Kurumasını önlemek için kabı dikkatlice kapatın. Aliquoting önce en az bir kez karıştırın.
- Aliquot ve 2 hafta ya kadar 4 °C'de saklayın.
2. Kas toplama
NOT: Bu deney için servikal çıkığı ile 4 haftalık erkek mdx faresi kurban edildi. Bu prosedür anestezi gerektirmez ve yerel mevzuata uygun olarak insancıl bir öldürme yöntemidir.
- Tibialis anterior (TA) kasının diseksiyonu
- Fare bacağını tıraş ettikten sonra fareyi sırtüstü yatırın ve ayakları iğnelerle bir mantar tahtasına sabitle. Hassas makas (veya neşter) ve forceps kullanarak, tibia ve TA tüm uzunluğu ortaya çıkarmak için diz ayak bacak deri sini çıkarın.
- Makas ile, tibia ve TA arasında bir kesi yapmak. Bu kemikTEN TA ayrılmasını kolaylaştıracak ve epimysium için kolay bir kavrama sağlar. Hassas forceps kullanarak, dikkatle TA yüzeyinden epimysium tabakası kaldırın.
NOT: Bu adımdan itibaren, TA kurumaya daha duyarlı olabilir, bu kaçınılmalıdır. - Ayak bileği bölgesinde, forceps ile diğer tendonları TA tendon izole. Yavaşça tibia ve çevresindeki kaslardan izole etmek için TA tendon çekin.
- TA göbek tamamen ayrıldığında, ta kas sadece proksimal kısmı diz bağlı böylece tendon tutun. Proksimal tendonu diz kemiğine mümkün olduğunca yakın bir şekilde hafifçe ayırın.
- Kas dondurma önce kurumasını önlemek için hafifçe tuzlu ile nemlendirilmiş bir gazlı bez TA yerleştirin.
- Plastik veya politetrafloroetilen kabın içinde 70−100 mL isopentane'nin önceden soğutulması ve kısmen sıvı nitrojene batırılması. Kabın altındaki isopentane beyaz bir katı hale gelene kadar soğumasını bekleyin.
- Dairesel bir mantar parçasına (20 mm x 11 mm x 8 mm) ~0,5 mL tragacanth sakız yerleştirin. Biyopsinin donma adımından sonra doğru bir şekilde tespit edilebilmeleri için mantarın diğer tarafını dikkatlice etiketleyebilirsiniz.
- Ta'yı forceps ve distal tendonla sakızın içine gömün. Kasın uygun kesitleri sağlamak için, mantar yüzeyine dik ekseni ile kas tutun. Biyopsi sakızın içine tamamen gömülmemişse kriyokesitlerin kalitesi artacaktır. TA (tendon tarafı) en az yarısı sakız tarafından ortaya çıkarmak için izin verin.
- Hızlı bir şekilde dondurulmamış içine gömülü kas ile mantar daldırma, soğuk isopentane tabaka. Mantar sıvı isopentane içinde yüzen olacağını unutmayın. Kas isopentane içine batırılmış olması gerektiğinden örnek baş aşağı tutun. Tam donma sağlamak için yaklaşık 2 dakika boyunca isopentane örnekleri bırakın.
NOT: Bu aşamadan itibaren, TA kriyoksiyon kadar dondurulmuş kalmalıdır. -80 °C'lik bir dondurucuda uzun süreli depolamadan önce kasları kuru buzda saklayın.
3. Kriyoding
- Kriyostat sıcaklığını -25 °C olarak ayarlayın. Nesne sıcaklığını -20 °C civarında tutun. En uygun kesme sıcaklığı (OCT) bileşiği kullanarak kriyostattaki nesneyi düzeltin. Kas göbeğine ulaşana kadar kas kırpın sonra 7−10 μm kesin.
NOT: Nesne sıcaklığının stabilizasyonu en az 10 dakika gerektirir. - Oda sıcaklığında (RT) kriyokesit toplamak için kullanılan cam slaytları tutun. Her slaytta en az iki bölüm toplayın. Kas bölümleri otomatik olarak sıcak cam slayt temas sopa ve çözülme olacaktır. Slaydını çıkarın ve RT'de saklayın.
- Havalandırılan bir ortamda rt'de en az 20 dk'lık bölümlerin kurumasını bekleyin.
- Kriyokesitleri cam kaydıraklarda -80 °C'de kullanıma kadar saklayın.
4. İmmün etiketleme
- Havalandırılan bir ortamda en az 15 dakika boyunca RT'de kaydırma lar çözülür.
- Bir hidrofobik kalem ile bölümler alanı delineate. Hidrofobik bariyerin kurumasını bekleyin.
- Nemli bir odada 10 dakika için% 2 paraformaldehit ile doku düzeltin.
- Bölümleri her biri 5 dk için fosfat tamponlu salin (PBS) 2x ile yıkayın.
- PBS'de %10 keçi serumu seyreltilmiş kas bölümlerini nemli bir odada RT'de 1 saat boyunca bloke edin.
- %5 keçi serumunda seyreltilmiş birincil antikorlar ile nemli bir odada RT'de (veya geceleme 4 °C'de) 2 saat boyunca bölümleri kuluçkaya yatırın. Miyofiberlerde basit IgG alımı etiketleme için, fare pan-laminin tavşan antikorile sadece kuluçka bölümleri.
NOT: Hücre dışı matriksin diğer antijenleri, miyofiberlerin çevresindeki ekstrasellüler matriksin net etiketlemisi sayıldıkları sürece hedeflenebilir. Antikorlar bir fare konakçısında yükseltilmediği sürece kas yenilenmesi, inflamasyon veya diğer parametreler için belirteçler birleştirilebilir. Analiz için kullanılan mikroskop ek bir floresan renk içermelidir. - Her biri 5 dakika boyunca PBS 3x ile bölümleri yıkayın.
- Tavşan IgG H & L ve yeşil floresan keçi poliklonal sekonder antikor ile kırmızı floresan keçi poliklonal sekonder antikor ile bölümleri kuluçka ya da yeşil floresan keçi poliklonal sekonder antikor fare IgG H & L. İnkübate RT için 45 dk nemli bir odada.
- Her biri 10 dakika boyunca PBS 3x ile yıkayın.
- 100 ng/mL 4′,6-diamidino-2-fenilindole (DAPI) içeren floresan montaj ortamındaki bölümleri monte edin ve her slaytı bir kapak kaymaile kaplayın.
- Görüntülemeden önce 4 °C'de bir gecede kurutulun.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Miyofiberler lamina içeren hücre dışı bir matrisle çevrilidir. Kırmızı boyama miyofiberlerin çevresini sınırlar ve kimliklerinin belirlenmesini sağlar. IgG yeşil olarak gösterilir. Çekirdekler DAPI ile boyanmış ve mikroskop altında mavi bulunur. Ancak, çekirdekleri burada beyaz olarak gösterilir (Şekil 1). Zayıf bir IgG immünoreaktivite ekstrasellüler bölmesi bekleniyor, hangi inflamasyon durumunda artabilir. Miyofiberler içinde yeşil boyama IgG varlığını yansıtır.
Mdx fare tas 3 haftalık kenakut mionekrozisin geçici bir evresi ile karakterizedir ve bunu asensenöz dejenerasyon-rejenerasyon olayları takip eder. Sonuç olarak, 4 haftalık mdx farelerin ta'ları genellikle kötü etkilenen bölgeler ve aynı kesitte dejeneratif ve yenileyici alanlar da dahil olmak üzere heterojen profiller gösterirler(Şekil 1a). Etkilenmemiş/hafif etkilenen kas alanları büyük ve homojen ebatlarda miyolifler içerir ve çekirdekler düşük yoğunlukta bulunur ve esas olarak çevrede veya miyolifler in arasında yer alır (Şekil 1b). IgG-pozitif miyofiberler genellikle bu tür sağlıklı veya hafif etkilenen alanlarda yoktur.
Miyofiberlerde IgG-immünoreaktivite mionekrozisi gösterir(Şekil 1c, alt kısım). Hücre dejenerasyonu sonrasında nekrotik lifler fagositler tarafından temizlenir. Yeni oluşan miyofiller erken aşamalarında küçük boyutlu mevcut, ve daha sonra giderek kas ataları sigorta olarak büyütmek ve senytial hücrekatkıda. Bu işlem sırasında, miyokenü merkezi konumda kalır. Küçük, merkezi çekirdekli miyofiber kümeleri yakın zamanda yenilenen miyofiberleri gösterir(Şekil 1c, üst kısım).
Şekil 1: Dejeneratif mdx kas bir kesitte IgG alımı boyama temsili görüntü. (a) 4 haftalık mdx fareden TA, tavşan (kırmızı) ve fare IgG (yeşil) olarak yetiştirilen pan-lamininantikorlar kullanılarak kriyokesited ve immünolabelled edildi. Çekirdekler DAPI (beyaz) kullanılarak etiketlenmiştir. (b, c) Panel a. Ölçek çubuğunun genişlemiş alanları = 500 μm. Bu rakamın daha büyük bir sürümünü görmek için lütfen buraya tıklayın.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Miyofiber nekrozu normal kaslarda travmatik egzersizin yaygın bir sonucudur. Bu iyi yerel kas atalarının güçlü bir rejeneratif kapasitesi ile telafi edilir. Ancak, MDs gibi çeşitli kas koşullarında, uydu hücrelerinin rejeneratif kapasitesi kronik mionekroz isi ve aşırı fibrozis tarafından tehlikeye. Son bulgular kas liflerinin nekrozun düzenlenmiş bir formu olan nekroz ile ölebileceğini göstermektedir. Daha spesifik olarak, nekroz inhibisyonu DMD tedavisi için yeni bir tedavi stratejisi haline gelebilir4. Kas dejenerasyonu bozukluklarında hücre ölüm yollarının araştırılması kas hücresi ölüm niceliği güvenilir yöntemler gerektirir. Bu protokol, nekroz yapılan miyofiberleri etiketleyen IgG alımı immünfloresans tekniğini açıklamaktadır.
Nekroz karakterize plazma membran bütünlüğünün kaybı hasar ilişkili moleküllerin desenlerinin serbest bırakılması ve albumin, IgG ve IgM15gibi plazmatik proteinlerin alımına yol açar. IgG alım etiketleme yönteminin etki mekanizması EBD gibi hayati boyalara benzer. Nekrotik miyolifler geçirilir hale gelir ve enjekte edilen hayati boyaların kan proteinlerini yakalarken, canlı hücreler bunu yapmaz. Bu tekniğin kanıtı-MDs15 Kevin Campbell grubu tarafından doğrulandı ama yetersiz yayılır kalır.
Şekil 1, mionekrozisinden etkilenen distrofik kaslarda IgG alımı etiketlemesinin tipik sonuçlarını sağlar. Sadece üç renk (yeşil IgG, kırmızı ve mavi / beyaz çekirdekleri ekstrasellüler matris) dahil olmak üzere bir immünlabelling ile. Kas histolojisinin çeşitli önemli parametreleri, miyofiberlerin sayısı ve boyutu ve mionekrozinin kapsamı da dahil olmak üzere, kesitsel alandaki etiketleme yüzdesi veya nekrotik miyofiberlerin yüzdesi ile ifade edilebilir. Rejenerasyon un adil bir tahmini de bu boyama ile belirlenebilir. Gerçekten de, merkezi çekirdekli miyofiberlerin varlığı(Şekil 1c, üst kısım) yerel yenilenmeyi yansıtır ve böylece dejeneratif olayı geçmiştir. Karşılaştırma için, sağlıklı kas dokusu Şekil 1b'desunulmuştur. Not, yeni oluşan miyoliflermerkezi çekirdekleşme yetişkin farelerin rejenere miyofiberler birkaç hafta sürer. Ancak, nükleer yeniden konumlandırma farelerde16kesişme yaşından önce önemli ölçüde daha hızlı oluşur.
Bu tür bir sonuç, başka bir renk tarafından ortaya çıkarılan başka bir etiketleme eklenerek kolayca zenginlenebilir. Örneğin, infiltrasyon hücrelerinin doğası ve fenotip daha uygun belirteçleri kullanılarak incelenebilir. CD68'e karşı yöneltilen antikorlar tercihen makrofaj popülasyonlarını etiketleyecek, inflamatuar durumları ne olursa olsun4,9. Gerekirse, bu hücrelerin inflamatuar durumu daha fazla araştırılabilir17.
Herhangi bir konvansiyonel floresan boyama gibi, kas kalitesi çok önemlidir. Kas biyopsileri ve kriyokesitler her zaman kuru buzda ve kullanım anına kadar -80 °C'de uzun süreli depolama için tutulmalıdır. -20 °C'de depolanması, doku korumasını etkileyebileceğinden kaçınılmalıdır. Örneklerin donma-eritme döngüleri de kesinlikle kaçınılmalıdır.
Bu teknik, EBD ve H&E lekeleri gibi en popüler tekniklere göre önemli avantajlara sahiptir. Bu basit ve esnek ve sadece geleneksel immünetiketleme malzeme ve floresan mikroskop gerektirir. Esneklik deneysel ihtiyaçlarına göre IgG ile ilişkili florofor renk seçimi ile ilgili olarak sunulmaktadır, yanı sıra daha fazla antijenlere karşı co-immunolabelling performansı ile ilgili. Bir karşılaştırma olarak, H & E leke ve EBD sadece aynı renkte ortaya olabilir ve miyofiber konumu veya inflamatuar hücre infiltrasyonu nun kapsamı ve doğası gibi önemli parametreleri değerlendirmek için diğer etiketleme ile ilişkili olamaz. EBD yöntemi kasları hasat etmeden önce 24 saat civarında hayvanların boya enjeksiyonu gerektirir, IgG alım yöntemi insanlar da dahil olmak üzere herhangi bir örnekte yapılabilir iken. EBD enjekte edilen hayvanların tüm kas muhtemelen kasların floresan immünetiketleme veya kan CK kolorimetrik tahlil gibi daha fazla analiz etkileyebilir boya içerir.
Mionekrozun kesin niceliğini belirlemek tercihen hücre tipinde güvenilir bir belirteç anlamına gelir. Burada, hücrelerin doğası miyofiberleri çevreleyen hücre dışı bölme ile IgG'yi birlikte etiketleyerek nekrotik kaderle birlikte değerlendirilebilir. Şekil 1'demiyolifler, laminin gibi çevredeki hücre dışı matriksproteinlerine karşı antikorlar kullanılarak tanımlanmıştı. Kollajen gibi diğer bileşenler de lekeli olabilir. Ancak sarkolemmaya ait proteinlere karşı antikorlardan kaçınılmalıdır. Deneyimlerimize göre, immünoreaktivite lifne nekroz dan sonra hemen kaybolur.
Miyofiberler içinde IgG alımının immünetiketleme özellikle nekrotik kas lifleri leke için basit ve güvenilir bir yöntemdir. Kolayca ve rutin olarak yapılabilir ve klasik immünoresans boyama için uygun örnekler için geçerlidir. Özgüllüğü ve genel kontendikasyon eksikliği göz önünde bulundurularak, nekrotik yaralanmanın niteliğine bakılmaksızın mionekrozis değerlendirmesi için altın standart olarak kullanılması tavsiye edilir.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.
Acknowledgments
Bu çalışma Translamuscle programı ile Dernek Française contre les Myopathies tarafından desteklenmiştir. Yazarlar dr Perla Reyes-Fernandez ve Dr Matthew Borok onların el yazması dikkatli okuma için teşekkür ederiz.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Circular cork disks | Pyramid Innovation | R30001-E | Don't forget to clearly label the cork so that the the ID of the sample can be determined after freezing |
| Cryostat | Leica | CM3050 sn34 | Muscle cryosectionning should be performed between -20 and -25°C. Thickness:7-10 micrometers. |
| Dakopen | Dako | S2002 | A hydrophobic barrier around the muscle sections. It prevents the dispertion of medium during incubation |
| Forceps | FST | 91117-10 | / |
| Goat anti-Mouse IgG (H+L) antibody, Alexa Fluor Plus 488 | ThermoFischer Scientific | A-11029 | Dilution: 1/500 |
| Goat anti-Rabbit IgG (H+L) antibody Alexa Fluor Plus 594 | ThermoFischer Scientific | A32740 | Dilution: 1/500 |
| Goat serum | Jackson ImmunoResearch | 005-000-121 | At the blocking step, use 10% dilution in PBS. For antibodies incubation, use 5% dilution in PBS |
| Isopentane | Sigma Aldrich | 78-78-4 | Freezing medium. Should be cooled down in a beaker placed in liquid nitrogen. |
| mdx mouse | Jackson Laboratory | C57BL/10ScSn-Dmdmdx/J | Mdx mice are mutated for the dystrophin gene. From three weeks of age, muscles are characterized by chronic degeneration |
| Microscope | Zeiss | Imager.D1 | / |
| OCT | Cellpath | KMA-0100-00A | Embedding matrix |
| PFA (Paraformaldehyde) | ThermoFischer Scientific | 28908 | Used for fixing cryosection (2% or 4% PFA can be used) |
| PBS | Eurobio | CS3PBS00-01 | Dilution medium for immunolabeling |
| Precision scisors | FST | fst 14001-12 and fst 14001-14 | Used for the muscle collection |
| Rabbit antibody to mouse pan-Laminin | Sigma Aldrich | L9393 | Dilution: 1/1000 |
| Tragacanth | Sigma Aldrich | G1128 | Aliquots to keep at +4°C |
References
- Carpenter, S., Karpati, G. Duchenne muscular dystrophy: plasma membrane loss initiates muscle cell necrosis unless it is repaired. Brain. 102 (1), 147-161 (1979).
- Cornelio, F., Dones, I. Muscle fiber degeneration and necrosis in muscular dystrophy and other muscle diseases: cytochemical and immunocytochemical data. Annals of Neurology. 16 (6), 694-701 (1984).
- Galluzzi, L., et al. Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring cell death in higher eukaryotes. Cell Death and Differerentiation. 16 (8), 1093-1107 (2009).
- Morgan, J. E., et al. Necroptosis mediates myofiber death in dystrophin-deficient mice. Nature Communications. 9 (1), 3655 (2018).
- Moens, P., Baatsen, P. H., Marechal, G. Increased susceptibility of EDL muscles from mdx mice to damage induced by contractions with stretch. Journal of Muscle Research and Cell Motility. 14 (4), 446-451 (1993).
- Tidball, J. G., Villalta, S. A. Regulatory interactions between muscle and the immune system during muscle regeneration. American Journal of Physiology Regulatory Integrative and Comparative Physiology. 298 (5), R1173-R1187 (2010).
- Riederer, I., et al. Slowing down differentiation of engrafted human myoblasts into immunodeficient mice correlates with increased proliferation and migration. Molecular Therapy. 20 (1), 146-154 (2012).
- Arnold, L., et al. Inflammatory monocytes recruited after skeletal muscle injury switch into antiinflammatory macrophages to support myogenesis. Journal of Experimental Medicine. 204 (5), 1057-1069 (2007).
- Bencze, M., et al. Proinflammatory macrophages enhance the regenerative capacity of human myoblasts by modifying their kinetics of proliferation and differentiation. Molecular Therapy. 20 (11), 2168-2179 (2012).
- Moat, S. J., Bradley, D. M., Salmon, R., Clarke, A., Hartley, L. Newborn bloodspot screening for Duchenne muscular dystrophy: 21 years experience in Wales (UK). European Journal of Human Genetics. 21 (10), 1049-1053 (2013).
- Serrano, A. L., Munoz-Canoves, P. Regulation and dysregulation of fibrosis in skeletal muscle. Experimental Cell Research. 316 (18), 3050-3058 (2010).
- Rosenberg, A. S., et al. Immune-mediated pathology in Duchenne muscular dystrophy. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
- Kobayashi, Y. M., Rader, E. P., Crawford, R. W., Campbell, K. P. Endpoint measures in the mdx mouse relevant for muscular dystrophy pre-clinical studies. Neuromuscular Disorders. 22 (1), 34-42 (2012).
- Saunders, N. R., Dziegielewska, K. M., Mollgard, K., Habgood, M. D. Markers for blood-brain barrier integrity: how appropriate is Evans blue in the twenty-first century and what are the alternatives? Frontiers in Neuroscience. 9. 385, (2015).
- Straub, V., Rafael, J. A., Chamberlain, J. S., Campbell, K. P. Animal models for muscular dystrophy show different patterns of sarcolemmal disruption. Journal of Cell Biology. 139 (2), 375-385 (1997).
- Pastoret, C., Sebille, A. Age-related differences in regeneration of dystrophic (mdx) and normal muscle in the mouse. Muscle and Nerve. 18 (10), 1147-1154 (1995).
- Villalta, S. A., Nguyen, H. X., Deng, B., Gotoh, T., Tidball, J. G. Shifts in macrophage phenotypes and macrophage competition for arginine metabolism affect the severity of muscle pathology in muscular dystrophy. Human Molecular Genetics. 18 (3), 482-496 (2009).
