Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

In vitro-analyse for at studere tumor-makrofag interaktion

Published: August 1, 2019 doi: 10.3791/59907
Automatic Translation
1, 1,2,3
1Department of Neurology, University of California, San Francisco, 2Helen Diller Family Comprehensive Cancer Center, University of California, San Francisco, 3Departments of Pediatrics and Neurological Surgery, University of California, San Francisco

Summary

Denne artikel repræsenterer en nyttig in vitro-analyse til at evaluere evnen af konditioneret medium fra tumorceller til at tiltrække makrofager.

Abstract

Tumor associeret makrofager (TAMs) tegner sig for en stor procentdel af celler i tumormassen for forskellige typer af kræft. Glioblastoma (GBM), en malign hjernetumor uden kur, har op til halvdelen af tumormassen TAMs. TAMs kan være Pro-tumoral eller anti-tumoral, afhængigt af aktivering af specifikke gener i cellerne. Genetiske mutationer i tumorer, gennem regulering af cytokinekspression, kan påvirke rekruttering af TAMs til tumor mikromiljø. Her beskriver vi en kvantitativ celle baseret analyse for at vurdere makrofag rekruttering af det konditionerede medium fra tumorcellerne. Denne analyse bruger den humane makrofag cellelinje MV-4-11 til at studere makrofag tiltrækning af det konditionerede medium fra glioblastoma, hvilket giver mulighed for høj reproducerbarhed og lav variation. Data genereret med denne analyse kan bidrage til en bedre forståelse af samspillet mellem tumoren og Tumorens mikromiljø. Lignende analyse kan anvendes til at vurdere samspillet mellem tumorcellerne og andre immunceller, herunder T-celler og naturlige Killer (NK) celler.

Introduction

Makrofager er immunceller med høj fænotypisk og funktionel heterogenitet1. De spiller vigtige roller i værts forsvarssystemer, vævsreparation, udvikling og tumorprogression1. TAMs er makrofager i mikromiljøet af solide tumorer. Visse Tams kan fremme tumorvækst gennem hæmme T cellemedieret cytotoksisk aktivitet, moduler tumor mikromiljø (TME), fremme angiogenese, invasion og metastase2,3,4, 5. Tams er blandt de mest rigelige celletyper i TME og højere antal Tams generelt korrelerer med dårligere patientoverlevelse i mange typer af solide tumorer6. De særskilte genetiske signaturer af tumorcellerne påvirker deres evne til at rekruttere makrofager. I GBM, en aggressiv hjernetumor uden helbredelse, kan makrofager repræsentere op til halvdelen af tumormassen7. Co-amplifikation af epidermal vækstfaktor receptor (EGFR) og dens trunkering mutant egfrviii observeres hyppigt i GBM, som giver tumorvækst fordele8. Celler, som medudtrykker EGFR og EGFRvIII, tiltrækker flere makrofager sammenlignet med celler, som udtrykker EGFR eller EGFRvIII enkeltvis7.

Chemokines er en familie af små cytokiner, der spiller en betydelig rolle i reguleringen af immun sammensætningen i TME6,9. Humane celler udtrykker mere end 50 cytokiner10. Immun infiltration i tumorer er stort set realiseret af samspillet mellem cytokiner og cytokinreceptorer11. Hver type af immunceller udtrykker forskellige kemo receptorer/kemo okiner og kan rekrutteres af celler, der udskiler specifikke kemo okiner/chemokin-receptorer12. Kræftceller kan øge ekspression af visse kemo okiner til at rekruttere immunceller såsom TAMs, regulatoriske T-celler og myeloid-afledte suppressor celler (MDSCs)6. Blokade af specifikke chemokin udskilles af tumorer kan være en lovende måde at hæmme infiltration af immunceller i tumormassen.

Her beskriver vi en protokol, der tillader in vitro-evaluering af tumor-makrofag interaktion, ved hjælp af konditionerede medier fra tumorcellerne, der indeholder kemo okiner og makrofag cellelinjer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. medium forberedelse

  1. Fremstilling af det serum frie stamcelle medium
    1. Tø 50x B27 supplement, den epidermal vækstfaktor (EGF, 20 μg/mL i 10 mM eddikesyre med 0,1% BSA), og fibroblast vækstfaktor (FGF, 20 μg/mL i 10 mM eddikesyre med 0,1% BSA).
    2. Tilsæt 500 μL EGF (endelig koncentration 20 ng/mL), 500 μL FGF (slutkoncentration 20 ng/mL), 10 mL 50x B27 til 500 mL Dulbecco's modificerede Eagle medium/næringsstof blanding F-12 (DMEM/F12) og 5 mL 100x penicillin/streptomycin (pen/STREP). Vend flasken 4-6 gange for at blande, Filtrer sterilisering gennem et 500 mL 0,1 μm filtrerings bæger. Marker flasken, og opbevar den ved 4 °C.
      Bemærk: Mediet er godt at bruge i op til en måned ved 4 °C.
  2. Forbered MV-4-11-kulturmediet: Tilsæt 50 mL føtal kvægserum (FBS) til 500 mL Iscove modificerede Dulbecco's medium (IMDM). Vend flasken 4-6 gange for at blande, Filtrer sterilisering gennem et 500 mL 0,1 μm filtrerings bæger. Marker flasken, og opbevar den ved 4 °C.
    Bemærk: Mediet er godt at bruge i op til en måned ved 4 °C.
  3. Forbered tumor celle vedligeholdelses mediet: Tilsæt 50 mL FBS til 500 mL Dulbecco's modificerede Eagle medium (DMEM). Vend flasken 4-6 gange for at blande, Filtrer sterilisering gennem et 500 mL 0,1 μm filtrerings bæger. Marker flasken, og opbevar den ved 4 °C.
    Bemærk: Mediet er godt at bruge i op til en måned ved 4 °C.

2. klargøring af celler

Dag 1:

  1. Optøning af tumorceller
  2. Opvarmer tumor cellens vedligeholdelses medium (som beskrevet i trin 1,3) ved et 37 °C vandbad i 20 minutter.
  3. Tag den frosne U87, U87: EGFR, U87: EGFRvIII og U87: EGFR + EGFRvIII celler fra den flydende nitrogen tank. Tø cellerne ved 37 °C-vandbad i 2 min.
    Forsigtig: Vær forsigtig, når du tager cellerne fra den flydende nitrogen tank. Bær handsker med termisk beskyttelse og sikkerhedsbriller efter behov.
  4. Spray vævet Culture Hood overflade med 70% ethanol og tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder.
  5. Spray de kryogene hætteglas indeholdende celler og medium flasken med 70% ethanol, tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder, og Bring dem ind i vævs kulturen Hood.
  6. 5 mL tumor celle vedligeholdelses medium afpipetteres i et 15 mL sterilt centrifugeglas. Vend røret indeholdende tumorceller 4-6 gange for at blande. Alle cellerne afpipetteres i 15 mL centrifugeglasset. Vend centrifuge røret 4-6 gange for at blande det.
  7. Cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
  8. Cellerne vaskes med 10 mL fosfat bufferet saltvand (PBS). Cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
  9. Resuspendér cellerne i 12 mL tumor celle vedligeholdelses medium (som beskrevet i trin 1,3). Pipetten op og ned 3-5 gange for at blande. Cellerne overføres til en T75 celle dyrknings kolbe.
  10. Vokse cellerne i en 37 °C inkubator med 5% CO2. Sæt tumor celle vedligeholdelse medium tilbage til 4 °C køleskab.

Dag 2:

  1. Kontroller cellerne under mikroskopet. Skift mediet, hvis det er nødvendigt. Celler bør vokse i en enkeltlags i kulturen.

Dag 3:

  1. Optøning MV-4-11 celler
    1. Opvarmer MV-4-11-kulturmediet (som beskrevet i trin 1,2) ved et vandbad på 37 °C i 20 minutter.
      Bemærk: MV-4-11 kan ændres til primære makrofager eller andre makrofag cellelinjer, afhængigt af behovet for den specifikke undersøgelse.
    2. Tag de frosne MV-4-11 celler fra den flydende nitrogen tank. Tø cellerne ved et 37 °C vandbad i 2 min.
      Forsigtig: Vær forsigtig, når du tager cellerne fra den flydende nitrogen tank. Bær handsker med termisk beskyttelse og sikkerhedsbriller efter behov.
    3. Spray vævet Culture Hood overflade med 70% ethanol og tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder.
    4. Spray de kryogene hætteglas indeholdende celler og medium flasken med 70% ethanol, tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder, og Bring dem ind i vævs kulturen Hood.
    5. Der afpipetteres 5 mL MV-4-11-dyrkningsmedium (som beskrevet i trin 1,2) i et 15 mL sterilt centrifugeglas. Vend røret indeholdende tumorceller 4-6 gange for at blande. Alle cellerne afpipetteres i 15 mL centrifugeglasset. Vend centrifuge røret 4-6 gange for at blande det.
    6. Cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
    7. Cellerne vaskes i 10 mL PBS, og cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
    8. Cellerne opslæmmes i 12 mL MV-4-11-kulturmedium (som beskrevet i trin 1,2). Pipetten forsigtigt op og ned 3-5 gange for at blande. Cellerne overføres til en T75 celle dyrknings kolbe.
    9. Vokse cellerne i en 37 °C inkubator med 5% CO2.
  2. Opdeling tumorceller
    1. Opvarmer det serum frie stamcelle medium (som beskrevet i trin 1,1) på et 37 °C vandbad i 20 minutter.
    2. Spray vævet Culture Hood overflade med 70% ethanol og tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder. Tag cellen løsrivelse løsning fra køleskab. Spray medium og Cell løsrivelse løsning flasker med 70% ethanol, tørre 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder og bringe dem ind i vævet kultur hætte.
      Bemærk: Du må ikke pre-varme accutase Cell løsrivelse løsning.
    3. Overfør tumor cellekulturen fra inkubator ind i vævs kulturen Hood. Aspirer mediet tilsættes 2 mL løsrivelse af celler i kolben.
      Bemærk: Skylning med PBS, før du tilføjer accutase, er valgfrit her.
    4. Sæt kolben i hætten. Kontroller, om tumorcellerne runde op hvert minut. Når tumorcellerne rundes op, skal du forsigtigt tappe på siden af kolben for at hjælpe cellerne med at løsne sig fra kolben.
    5. Der afpipetteres 8 mL serumfrit stamcelle medium i kolben, pipetteres op og ned 3 gange for at blande, og cellerne overføres til et 15 mL sterilt centrifugeglas. Cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
    6. Cellerne vaskes i 10 mL PBS. Pipetten op og ned 3-5 gange for at blande. Cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
      Bemærk: Dette trin er valgfrit.
    7. Cellerne opslæmmes i 10 mL serumfrit stamcelle medium (som beskrevet i trin 1,1). Pipetten op og ned 3-5 gange for at blande. Tag 10 μL af cellerne og bland med 10 μL Trypan blå opløsning. Afpipettere 10 μL af blandingen i tælle diaset, kvantificere levende celle nummer ved hjælp af en automatisk celle tæller.
    8. Juster celletætheden til 2,5 x 105 celler/ml med serumfrit stamcelle medium (som beskrevet i trin 1,1), og frø 2 ml af cellerne i hver brønd af en 6-brønden celle-kultur plade. For hver type celler, frø 3 brønde (triplicate prøve). På samme tid, Forbered 6 brønde med 2 mL serum-fri stamcelle medium kun (ingen celler).
      Bemærk: Disse prøver vil blive brugt: 1) som negative kontroller og 2) til justering konditioneret medium volumenbaseret på cellenumre.
    9. Sæt de 6-brønde plader i en 37 °C inkubator med 5% CO2. Lad cellerne vokse i 24 timer.

3. analyse af in vitro-makrofag-tiltrækning

  1. Forberedelse af konditionerede medier
    1. Opvarmer tumor cellens vedligeholdelses medium (som beskrevet i trin 1,3) ved et 37 °C vandbad i 20 minutter.
    2. Spray vævet Culture Hood overflade med 70% ethanol og tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder. Tag cellen løsrivelse løsning fra køleskab. Spray flaskerne af mediet og cellen løsrivelse løsning med 70% ethanol, tørre 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder og bringe dem ind i vævet kultur hætte.
    3. Tag de 6-brønde plader ud fra inkubator. Afpipettér forsigtigt det konditionerede medie i 15 mL sterile centrifugeglas. Sæt rørene på is. Afpipettere mediet i "kun mediet" godt ind i et separat 15 mL sterilt centrifugeglas.
      Bemærk: Før dette trin skal du sørge for at tjekke under mikroskopet for at se, om cellerne vedhæfter. Hvis ikke, kan man bruge coatede plader på trin 2.4.8 for at tillade bedre fastgørelse eller inkludere de flydende celler i optællings trinnet.
    4. Tilsæt 0,5 mL af cellen løsrivelse løsning i hver brønd af 6-brønd pladen. Kontroller, om tumorcellerne runde op hvert minut. Når tumorcellerne rundes op, skal du forsigtigt tappe på siden af pladen for at hjælpe cellerne med at løsne sig.
    5. Pipetten 2,5 mL tumor celle vedligeholdelses medium ind i brønden, pipetten op og ned 3 gange for at blande og overføre cellerne til et 15 mL sterilt centrifugeglas. Tag 10 μL af cellerne og bland med 10 μL Trypan blå opløsning. Afpipettere 10 μL af blandingen i tælle slæden og kvantificere antallet af levende celler ved hjælp af en automatisk celle tæller.
    6. Juster lydstyrken på konditionerede medier i henhold til celle nummer ved hjælp af serum frie stamcelle medium (37 °C inkubation natten over). For eksempel, hvis godt A har 3x så mange levende celler som brønden med det mindste antal celler, fortynde sin konditionerede medier 1:3. Dette trin bruges til at kontrollere forskellen forårsaget af celle sprednings hastigheden.
      Bemærk: Grunden til at bruge serumfrit stamcelle medium med 37 °C inkubation natten over er at kontrollere den mulige ændring i medierne med forlænget 37 °C eksponering.
    7. Filtrer det konditionerede medie gennem 0,45 μm-filtre. Sæt det konditionerede medie på isen.
      Bemærk: Dette trin fjerner celler og cellerester i det konditionerede medie.
  2. Fremstilling af MV-4-11 celler
    1. Opvarmer IMDM-mediet (uden FBS) ved et 37 °C-vandbad i 20 minutter.
    2. Spray vævet Culture Hood overflade med 70% ethanol og tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder. Spray medium flasken med 70% ethanol, tør 70% ethanol på overfladen med papirhåndklæder og bringe dem ind i vævet kultur hætte.
    3. Tag kolben af MV-4-11 celler ind i vævs kulturen hætte. 10 mL af cellerne afpipetteres i et 15 mL sterilt centrifugeglas. Tag 10 μL celler og bland med 10 μL Trypan blå opløsning. Afpipettere 10 μL af blandingen i tælle slæden og kvantificere antallet af levende celler ved hjælp af en automatisk celle tæller. Cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
    4. Cellerne vaskes med 10 mL PBS, og cellerne centrifugeres ved 200 x g i 5 minutter ved 4 °c. Aspirere supernatanten.
    5. Resuspension cellerne i IMDM medium (uden FBS) for en endelig celletæthed på 1x106 celler/ml.
      Bemærk: Celle antallet af makrofager, der anvendes her, kan justeres.
  3. Transwell-analyse
    Bemærk: For dette trin, brug en celle migration assay Kit eller købe reagenser og indsætte separat. For MV-4-11-celler, Vælg Transwell skær med 5 μm porestørrelse. For at påvise makrofag migration, kvantificere antallet af makrofager i det nedre kammer direkte eller anvende kolorimetriske/fluorimetriske metoder. Her viser vi analysen ved hjælp af den kolorimetriske metode.
    1. Medbring 24-brønd pladen, indsatsen og reagenserne til stuetemperatur.
    2. Tilsæt 250 μL MV-4-11 celler fremstillet over i hver indsats.
    3. Tilsæt 400 μL konditioneret medium/medium kun (med natten inkubation ved 37 °C, disse prøver tjener som den negative kontrol) til de nedre kamre i 24-brønden plade. For hver tumor linje eller kontrol, brug tre eksemplarer prøver. Undgå bobler mellem skæret og det konditionerede medium. Bobler vil hæmme makrofager fra migrere til bunden brønde.
    4. Pladerne inkubates i en 37 °C kubator med 5% CO2 i 4 timer.
      Bemærk: Inkubationstiden kan justeres. Celler, der migrerer ind i de nedre kamre, kan ses under mikroskopet.
    5. Tryk forsigtigt på indsatsen på den indvendige væg af samme brønd og kassér indsatsen. Da MV-4-11 celler vokser i suspension, er cellernes løsrivelse eller trypsin behandling ikke nødvendig her.
    6. Pipetten forsigtigt cellerne i brøndene op og ned 3 gange for at blande. Overfør 225 μL celle affjedring til en 96-brønd plade med sort vægge, der egner sig til fluorescerende måling.
    7. Fortynde Cykant farvestof 1:75 med 4X lyse buffer. Vortex kortvarigt og drej opløsningen ned. Tilsæt 75 μL opløsning til hver brønd af 96-brønd pladen. Inkuber 15 min ved stuetemperatur.
    8. Læs fluorescens ved hjælp af 480/520 nm-filter sættet med en fluorescens plade læser.
    9. Analysér data ved at trække det tomme og normalisere til kontrol tumor celle linjen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Resultaterne vises normalt via bjælke grafer (eksempel vist i figur 1). Prøver med høje 480/520 værdier indikerer, at de konditionerede medier har høj kapacitet til at rekruttere makrofager. Afhængigt af eksperimentelt behov kan yderligere Kontroller inkluderes. For eksempel kan man bruge neutraliserende antistoffer til at behandle de konditionerede medier til at afskaffe makrofag chemotaxis, og udføre den samme analyse. Man kan også tilføje ekstra kemokiner (dvs., CCL2) til de konditionerede medier, som fungerer som en positiv kontrol.

Figure 1
Figur 1: konditionerede medier fra U87-celler, der samtidig udtrykker EGFR og egfrviii, tiltrækker flere makrofager end U87 celler, der udtrykker en kontrol vektor, eller EGFR/egfrviii enkeltvis. Dette tal er blevet ændret fra et, et al.7. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I denne protokol er der flere vigtige trin: 1) udvælgelse af Transwell INSERT. For den MV-4-11 cellelinje, 5 μm Transwell skær fungerer godt. Men for andre cellelinjer som den almindeligt anvendte monocyt cellelinje THP-1, en anden porestørrelse kan fungere bedre. 2) da forskellige cellelinjer vokser ved forskellige hastigheder, er det vigtigt at justere lydstyrken af de konditionerede medier i henhold til cellenumre. Til dette formål kan celle frie medier inkuberet under de samme eksperimentelle betingelser anvendes til at fortynde konditionerede medier. 3) FBS indeholder cytokiner. Det er vigtigt at bruge serum-fri medium til frø MV-4-11 celler i det øvre kammer. Hvis FBS bruges her, kan celle migrering sommetider ikke observeres.

Forskere kan ændre denne analyse til forskellige applikationer. For eksempel, andre tumorceller, enten primær patient-afledte xenograft kultur, eller museceller kan erstatte hjernen tumor cellelinje, der anvendes i ovennævnte eksempel. Makrofag-celle linjen kan erstattes af primære makrofager eller monocytter fra patienter eller mus afhængigt af det specifikke behov. Et vigtigt punkt er, at forskerne har brug for at vælge celler fra de samme arter for at sikre det bedste resultat. Selv om makrofag chemotaxis pathway er stærkt bevaret, variation af protein sekvens af struktur mellem forskellige arter kan tilføje lag af komplikation til at fortolke eksperimentelle resultater.

Tams tiltrækker mere og mere opmærksomhed i kræft immunologi13,14. Hvordan forskellige genetiske ændringer i tumorer påvirker rekruttering af TAMs og andre immunceller i tumor mikromiljø stadig afventer yderligere undersøgelser. Ved at ændre porestørrelser af Transwell skær, kan denne analyse bruges til at studere interaktion mellem tumor og andre immunceller såsom T-celler og NK-celler. En fordel ved at bruge Transwell assay til at evaluere tumor-immun interaktion er, at det er let at demonstrere, hvordan specifikke oncogenes/mutationer påvirker rekruttering af en bestemt type af immunceller. Desuden er denne analyse let at opskalere til Genome-Wide skærme. Denne analyse åbner yderligere muligheder for forskere til at studere tumor-immuncelle interaktioner. Derudover kan denne analyse bruges til at studere, hvordan de konditionerede medier fra tumorceller påvirker transkriptionsprofilen for makrofager/andre immunceller.

Alle assays har deres begrænsninger. Til denne analyse, konditioneret medium er fra tumorceller kultiveret in vitro. De udskillede chemokiner her kan være forskellige fra dem, der udskilles af tumorer dyrket in vivo. Derudover er makrofag celle linjen forskellig fra tumor infiltrerende makrofager, som er mere fænotypisk og transkriptivt forskelligartet. Det er derfor nødvendigt yderligere at bekræfte in vitro-resultaterne ved hjælp af andre in vitro-og in vivo-metoder.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

William A. Weiss er medstifter af StemSynergy Therapeutics. Zhenyi an har intet at afsløre.

Acknowledgments

Grant støtte: Z. en modtaget støtte fra Alex's lemonade stand Foundation, American Brain tumor Association, NIH T32CA108462 og program for banebrydende biomedicinsk forskning, som er delvist finansieret af Sandler Foundation. W. Weiss blev støttet af NIH Grants R01CA221969, R01NS091620, P50CA097257, U01CA217864, P30CA82103; Samuel G. Waxman Cancer Research Foundation; og Evelyn og Mattie Anderson stolen.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.1 μm filtration cup Thermo fisher 566-0010
0.45 μm filter unit Millipore SLHA033SS
10 mL serological pipettes Olympus plastics 12-104
15 mL sterile centrifuge tubes Olympus plastics 28-103
1 mL pipette tip ART molecular bioproducts 2779-RI
2 mL aspirating pipet Falcon 357558
24-well plate Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
4x lysis buffer Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
5 μm Transwell insert Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
75 cm2 flask Corning 430641U
Accutase Innovative cell technologies AT-104
B27 Gibco 12587-010
CyQuant Dye Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
DMEM Gibco 11965-092
DMEM:F12 Gibco 10565-018
EGF Peprotech AF-100-15
FBS Gibco 26140
FGF Peprotech 100-18B
IMDM Gibco 12440-053
PBS Gibco 14190-144
Pen Strep Gibco 15140-122
Trypan blue Biorad 1450021

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liu, Y., Cao, X. The origin and function of tumor-associated macrophages. Cellular & Molecular Immunology. 12 (1), 1-4 (2015).
  2. Riabov, V., et al. Role of tumor associated macrophages in tumor angiogenesis and lymphangiogenesis. Frontiers in Physiology. 5, (2014).
  3. Coussens, L. M., Zitvogel, L., Palucka, A. K. Neutralizing tumor-promoting chronic inflammation: a magic bullet. Science. 339 (6117), 286-291 (2013).
  4. Tsukamoto, H., et al. Combined Blockade of IL6 and PD-1/PD-L1 Signaling Abrogates Mutual Regulation of Their Immunosuppressive Effects in the Tumor Microenvironment. Cancer Research. 78 (17), 5011-5022 (2018).
  5. Borgoni, S., et al. Depletion of tumor-associated macrophages switches the epigenetic profile of pancreatic cancer infiltrating T cells and restores their anti-tumor phenotype. Oncoimmunology. 7 (2), e1393596 (2018).
  6. Argyle, D., Kitamura, T. Targeting Macrophage-Recruiting Chemokines as a Novel Therapeutic Strategy to Prevent the Progression of Solid Tumors. Frontiers in Immunology. 9, 2629 (2018).
  7. An, Z., et al. EGFR cooperates with EGFRvIII to recruit macrophages in glioblastoma. Cancer Research. , (2018).
  8. Fan, Q. W., et al. EGFR phosphorylates tumor-derived EGFRvIII driving STAT3/5 and progression in glioblastoma. Cancer Cell. 24 (4), 438-449 (2013).
  9. Jacquelot, N., Duong, C. P. M., Belz, G. T., Zitvogel, L. Targeting Chemokines and Chemokine Receptors in Melanoma and Other Cancers. Frontiers in Immunology. 9, 2480 (2018).
  10. Arimont, M., et al. Structural Analysis of Chemokine Receptor-Ligand Interactions. Journal of Medicinal Chemistry. 60 (12), 4735-4779 (2017).
  11. Turner, M. D., Nedjai, B., Hurst, T., Pennington, D. J. Cytokines and chemokines: At the crossroads of cell signalling and inflammatory disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1843 (11), 2563-2582 (2014).
  12. Sokol, C. L., Luster, A. D. The chemokine system in innate immunity. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (5), (2015).
  13. Pathria, P., Louis, T. L., Varner, J. A. Targeting Tumor-Associated Macrophages in Cancer. Trends in Immunology. 40 (4), 310-327 (2019).
  14. Mantovani, A., Marchesi, F., Malesci, A., Laghi, L., Allavena, P. Tumour-associated macrophages as treatment targets in oncology. Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (7), 399-416 (2017).

Tags

Kræftforskning macrophage tumor konditioneret medium tumor mikromiljø glioblastoma den epidermal vækstfaktor receptor
In vitro-analyse for at studere tumor-makrofag interaktion
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

An, Z., Weiss, W. A. In Vitro Assay… More

An, Z., Weiss, W. A. In Vitro Assay to Study Tumor-macrophage Interaction. J. Vis. Exp. (150), e59907, doi:10.3791/59907 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter