Summary
Este artigo representa um ensaio in vitro útil para avaliar a capacidade do meio condicionado das células tumorais para atrair macrófagos.
Abstract
Os macrófagos associados ao tumor (TAMs) respondem por uma grande porcentagem de células na massa tumoral para diferentes tipos de cânceres. Glioblastoma (GBM), um tumor cerebral maligno sem a cura, tem até uma metade da massa de tumor TAMs. Os TAMs podem ser pró-tumorais ou antitumorais, dependendo da ativação de genes específicos nas células. As mutações genéticas nos tumores, com a expressão de regulação do citocinas, podem afetar o recrutamento de Tams ao microambiente do tumor. Aqui, nós descrevemos um ensaio Cell-Based quantitativo para avaliar o recrutamento do macrófago pelo meio condicionado das pilhas do tumor. Este ensaio utiliza a linhagem celular de macrófago humano MV-4-11 para estudar a atração de macrófago pelo meio condicionado do glioblastoma, permitindo alta reprodutibilidade e baixa variabilidade. Os dados gerados com este ensaio podem contribuir para uma melhor compreensão da interação entre o tumor e o microambiente tumoral. O ensaio similar pode ser usado para avaliar a interação entre as pilhas do tumor e outras pilhas imunes, incluindo pilhas de T e pilhas naturais do assassino (NK).
Introduction
Os macrófagos são células imunes com alta heterogeneidade fenotípica e funcional1. Desempenham papéis importantes nos sistemas de defesa do hospedeiro, reparação tecidual, desenvolvimento e progressão tumoral1. Os TAMs são macrófagos no microambiente de tumores sólidos. Certos Tams podem promover o crescimento tumoral através da inibição da atividade citotóxica mediada por células T, modulando o microambiente tumoral (TME), promovendo a angiogênese, invasão e metástase2,3,4, 5. os Tams estão entre os tipos os mais abundantes da pilha no TME e um número mais elevado de Tams correlaciona geralmente com a sobrevivência paciente mais má em muitos tipos de tumores contínuos6. As distintas assinaturas genéticas das células tumorais afetam sua capacidade de recrutar macrófagos. Em GBM, um tumor cerebral agressivo sem cura, os macrófagos podem representar até uma metade da massa tumoral7. A co-amplificação do receptor do fator de crescimento epidérmico (EGFR) e seu mutante egfrviii do truncamento são observados freqüentemente em GBM, que confere vantagens do crescimento do tumor8. As células que coexpressam o EGFR e o EGFRvIII atraem mais macrófagos em comparação com células que expressam EGFR ou EGFRvIII isoladamente7.
As quimiocinas são uma família de pequenas citocinas que desempenham papéis significativos na regulação da composição imunológica no TME6,9. As células humanas expressam mais de 50 citocinas10. A infiltração imune nos tumores é amplamente realizada pela interação entre citocinas e receptores de citocina11. Cada tipo de células imunes expressa receptores de quimiocina/quimiocinas distintas e pode ser recrutado por células secretando quimiocinas específicas/receptores de quimiocina12. As células cancerosas podem aumentar a expressão de certas quimiocinas para recrutar células imunes, tais como TAMs, células T reguladoras e células supressoras mielóides derivadas (MDSCs)6. O bloqueio da quimiocina específica secretada pelos tumores pode ser uma forma promissora na inibição da infiltração de células imunes na massa tumoral.
Aqui, nós descrevemos um protocolo que permita in vitro a avaliação da interação do tumor-macrófago, usando meios condicionados das pilhas do tumor que contêm quimiocinas e linhas de pilha do macrófago.
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Protocol
1. preparação média
-
Preparação do meio de células-tronco sem soro
- Descongelar o suplemento 50x B27, o fator de crescimento epidérmico (EGF, 20 μg/mL em ácido acético a 10 mM com 0,1% de BSA) e o fator de crescimento do fibroblasto (FGF, 20 μg/mL em ácido acético a 10 mM com 0,1% de BSA).
- Adicionar 500 μL de EGF (concentração final 20 ng/mL), 500 μL de FGF (concentração final 20 ng/mL), 10 mL de 50x B27 a 500 mL de Dulbecco ' s modificado Eagle médio/nutriente mistura F-12 (DMEM/F12) e 5 mL de 100x penicilina/estreptomicina (Pen/Strep). Inverta a garrafa 4-6 vezes para misturar, esterilizar o filtro através de um copo de filtração 500 mL 0,1 μm. Marque a garrafa e armazene a 4 ° c.
Nota: O meio é bom usar-se por até um mês em 4 ° c.
- Prepare o meio de cultura MV-4-11: Adicionar 50 mL de soro fetal bovino (FBS) a 500 mL de Iscove ' s Modified Dulbecco ' s Medium (IMDM). Inverta a garrafa 4-6 vezes para misturar, esterilizar o filtro através de um copo de filtração 500 mL 0,1 μm. Marque a garrafa e armazene a 4 ° c.
Nota: O meio é bom usar-se por até um mês em 4 ° c. - Prepare o meio de manutenção celular tumoral: adicione 50 mL de FBS a 500 mL de meio de águia modificada de Dulbecco (DMEM). Inverta a garrafa 4-6 vezes para misturar, esterilizar o filtro através de um copo de filtração 500 mL 0,1 μm. Marque a garrafa e armazene a 4 ° c.
Nota: O meio é bom usar-se por até um mês em 4 ° c.
2. preparação de células
Dia 1:
- Descongelar as células tumorais
- Aqueça o meio de manutenção celular tumoral (conforme descrito na etapa 1,3) em um banho de água de 37 ° c por 20 min.
- Tome as pilhas congeladas U87, U87: EGFR, U87: EGFRvIII e U87: EGFR + EGFRvIII do reservatório de azoto líquido. Descongelar as células no banho de água de 37 ° c durante 2 min.
Cuidado: tenha cuidado ao tomar as células do reservatório de nitrogênio líquido. Use luvas com proteção térmica e óculos de segurança, conforme necessário. - Pulverize a superfície da capa da cultura do tecido com etanol 70% e limpe o etanol de 70% na superfície com toalhas de papel.
- Pulverizar os frascos criogênicos contendo células e o frasco médio com 70% de etanol, limpe 70% etanol na superfície com toalhas de papel, e trazê-los para a capa de cultura de tecido.
- Pipete 5 mL de meio de manutenção celular tumoral em um tubo de centrífuga estéril de 15 mL. Inverta o tubo contendo células tumorais 4-6 vezes para misturar. Pipeta todas as pilhas no tubo de centrifugação de 15 mL. Inverta o tubo de centrifugação 4-6 vezes para misturar.
- Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Lave as células com 10 mL de soro fisiológico tamponado com fosfato (PBS). Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Ressuscitem as células em 12 mL de meio de manutenção celular tumoral (conforme descrito na etapa 1,3). Pipeta para cima e para baixo 3-5 vezes para misturar. Transfira as células para um balão de cultura de células T75.
- Cresça as células em uma incubadora de 37 ° c com 5% de CO2. Põr o meio da manutenção da pilha do tumor de volta ao refrigerador de 4 ° c.
Dia 2:
- Verifique as células o microscópio. Mude o meio, se necessário. As células devem crescer em uma monocamada na cultura.
Dia 3:
- Thawing MV-4-11 células
- Aqueça o meio de cultura MV-4-11 (conforme descrito na etapa 1,2) em um banho de água de 37 ° c por 20 min.
Nota: MV-4-11 pode ser alterado para macrófagos primários ou outras linhagens celulares de macrófago, dependendo da necessidade do estudo específico. - Pegue as células MV-4-11 congeladas do tanque de nitrogênio líquido. Descongelar as células a um banho de água de 37 ° c durante 2 min.
Atenção: Tenha cuidado ao tomar as células do tanque de nitrogênio líquido. Use luvas com proteção térmica e óculos de segurança, conforme necessário. - Pulverize a superfície da capa da cultura do tecido com etanol 70% e limpe o etanol de 70% na superfície com toalhas de papel.
- Pulverizar os frascos criogênicos contendo células e o frasco médio com 70% de etanol, limpe 70% etanol na superfície com toalhas de papel, e trazê-los para a capa de cultura de tecido.
- Pipete 5 mL de meio de cultura MV-4-11 (conforme descrito na etapa 1,2) em um tubo de centrífuga estéril de 15 mL. Inverta o tubo contendo células tumorais 4-6 vezes para misturar. Pipeta todas as pilhas no tubo de centrifugação de 15 mL. Inverta o tubo de centrifugação 4-6 vezes para misturar.
- Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Lave as células em 10 mL de PBS e Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Ressuscitem as células em 12 mL de meio de cultura MV-4-11 (conforme descrito na etapa 1,2). Gentilmente pipeta para cima e para baixo 3-5 vezes para misturar. Transfira as células para um balão de cultura de células T75.
- Cresça as células em uma incubadora de 37 ° c com 5% de CO2.
- Aqueça o meio de cultura MV-4-11 (conforme descrito na etapa 1,2) em um banho de água de 37 ° c por 20 min.
- Dividindo células tumorais
- Aqueça o meio de células-tronco sem soro (conforme descrito na etapa 1,1) em um banho de água de 37 ° c por 20 min.
- Pulverize a superfície da capa da cultura do tecido com etanol 70% e limpe o etanol de 70% na superfície com toalhas de papel. Pegue a solução de descolamento celular da geladeira. Pulverize os frascos da solução do destacamento do meio e da pilha com etanol 70%, limpe fora do etanol 70% na superfície com toalhas de papel e traga-as na capa da cultura do tecido.
Nota: Não Pre-aqueça a solução do destacamento da pilha do reagente. - Transfira a cultura da pilha do tumor da incubadora na capa da cultura do tecido. Aspirar o meio, adicionar 2 mL de solução de descolamento celular no balão.
Nota: Enxaguar com PBS antes de adicionar reagente é opcional aqui. - Defina o balão no capô. Verifique se as células tumorais arredondar a cada minuto. Uma vez que as células tumorais arredondarem, Bata suavemente no lado do balão para ajudar as células a desanexar do balão.
- Pipetar 8 mL de meio de células-tronco livres de soro para dentro do balão, Pipetar para cima e para baixo 3 vezes para misturar e transferir as células para um tubo de centrifugação estéril de 15 mL. Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Lave as células em 10 mL de PBS. Pipeta para cima e para baixo 3-5 vezes para misturar. Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
Nota: Esta etapa é opcional. - Ressuscitem as células em 10 mL de meio de células-tronco livres de soro (conforme descrito na etapa 1,1). Pipeta para cima e para baixo 3-5 vezes para misturar. Tome 10 μL das células e misture com 10 μL de solução de trypan Blue. Pipetar 10 μL da mistura para o slide de contagem, quantificar o número de células vivas utilizando um contador automático de células.
- Ajuste a densidade celular para 2,5 x 105 células/ml com meio de células-tronco livres de soro (conforme descrito na etapa 1,1) e semeie 2 ml das células em cada poço de uma placa de cultura de células de 6 poços. Para cada tipo de células, semente 3 poços (triplicado amostra). Ao mesmo tempo, prepare 6 poços com 2 mL de meio de células-tronco livres de soro apenas (sem células).
Nota: Estas amostras serão utilizadas: 1) como controlos negativos e 2) para ajustar o volume médio condicionado com base nos números das células. - Coloque as placas de 6 poços em uma incubadora de 37 ° c com 5% de CO2. Permita que as células cresçam por 24 h.
3. ensaio de atração de macrófago in vitro
- Preparação de meios condicionados
- Aqueça o meio de manutenção celular tumoral (conforme descrito na etapa 1,3) em um banho de água de 37 ° c por 20 min.
- Pulverize a superfície da capa da cultura do tecido com etanol 70% e limpe o etanol de 70% na superfície com toalhas de papel. Pegue a solução de descolamento celular da geladeira. Pulverizar as garrafas do meio e a solução de descolamento de células com 70% de etanol, limpe 70% etanol na superfície com toalhas de papel e trazê-los para a capa de cultura de tecido.
- Pegue as placas de 6 poços da incubadora. Pipetar cuidadosamente os suportes condicionados em tubos de centrifugação estéreis de 15 mL. Coloque os tubos no gelo. Pipeta a mídia no "apenas mídia" bem em um tubo de centrífuga estéril separado de 15 mL.
Nota: Antes desta etapa, certifique-se verific o microscópio para ver se as pilhas anexam. Se não, um pode usar placas revestidas na etapa 2.4.8 para permitir o melhor acessório ou para incluir as pilhas de flutuação na etapa de contagem. - Adicionar 0,5 mL de solução de descolamento de células em cada poço da placa de 6 poços. Verifique se as células tumorais arredondar a cada minuto. Uma vez que as células tumorais arredondarem, Bata suavemente no lado da placa para ajudar as células a desanexar.
- Pipetar 2,5 mL de meio de manutenção celular tumoral no poço, Pipetar para cima e para baixo 3 vezes para misturar e transferir as células para um tubo de centrífuga estéril de 15 mL. Tome 10 μL das células e misture com 10 μL de solução de trypan Blue. Pipetar 10 μL da mistura para o slide de contagem e quantificar o número de células vivas usando um contador automático de células.
- Ajuste o volume da mídia condicionada de acordo com o número da célula usando o meio de células-tronco livres de soro (37 ° c de incubação durante a noite). Por exemplo, se bem A tem 3x como muitas células ao vivo como o poço com o menor número de células, diluir sua mídia condicionada 1:3. Esta etapa é usada para controlar a diferença causada pela taxa de proliferação celular.
Nota: A razão usar o meio livre da pilha de haste do soro com incubação de 37 ° c durante a noite é controlar a mudança possível nos meios com exposição prolongada do ° c 37. - Filtre a mídia condicionada através de filtros de 0,45 μm. Coloque a mídia condicionada no gelo.
Nota: Esta etapa remove as células e os detritos da célula na mídia condicionada.
- Preparação de células MV-4-11
- Aqueça o meio de IMDM (sem FBS) em um banho de água de 37 ° c por 20 minutos.
- Pulverize a superfície da capa da cultura do tecido com etanol 70% e limpe o etanol de 70% na superfície com toalhas de papel. Pulverize o frasco médio com o etanol 70%, limpe fora do etanol 70% na superfície com toalhas de papel e traga-as na capa da cultura do tecido.
- Tome o frasco de MV-4-11 células para a cultura do tecido Hood. Pipete 10 mL de células para um tubo de centrifugação estéril de 15 mL. Tome 10 μL de células e misture com 10 μL de solução de trypan Blue. Pipetar 10 μL da mistura para o slide de contagem e quantificar o número de células vivas usando um contador automático de células. Centrifugue as pilhas em 200 x g para 5min em 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Lave as células com 10 mL de PBS e Centrifugue as células a 200 x g durante 5 min a 4 ° c. Aspirar o sobrenadante.
- Resuspend as pilhas no meio de IMDM (sem FBS) para uma densidade de pilha final de 1x106 Cells/ml.
Nota: O número de células de macrófagos usados aqui pode ser ajustado.
- Ensaio transwell
Nota: Para esta etapa, use um kit de ensaio de migração de células ou adquira os reagentes e insira separadamente. Para as células MV-4-11, escolha as pastilhas Transwell com tamanho de poros de 5 μm. Para detectar a migração do macrófago, quantifique diretamente o número de macrófagos na câmara inferior ou use métodos colorimétricos/fluimétricos. Aqui, demonstramos o ensaio utilizando o método colorimétrico.- Coloque a placa de 24 poços, a pastilha e os reagentes à temperatura ambiente.
- Adicionar 250 μL de células MV-4-11 preparadas acima em cada pastilha.
- Adicionar 400 μL de média/média condicionada (com incubação durante a noite a 37 ° c, estas amostras servem como controlo negativo) para as câmaras inferiores da placa de 24 poços. Para cada linha ou controle do tumor, use amostras triplicado. Evite bolhas entre a pastilha e o meio condicionado. Bolhas irá inibir macrófagos de migrar para os poços inferiores.
- Incubar as chapas em uma incubadora de 37 ° c com 5% de CO2 por 4 h.
Nota: O tempo de incubação pode ser ajustado. As células que migram para as câmaras inferiores podem ser observadas o microscópio. - Bata suavemente a pastilha na parede interna do mesmo poço e descarte a pastilha. Como as células MV-4-11 crescem em suspensão, solução de descolamento de células ou tratamento de tripsina não é necessário aqui.
- Gentilmente pipeta as células nos poços para cima e para baixo 3 vezes para misturar. Transfira 225 μL de suspensão celular para uma placa de parede preta 96-well adequada para medição fluorescente.
- Diluir o corante CyQuant 1:75 com 4x tampão de Lise. Vortex brevemente e gire para baixo a solução. Adicionar 75 μL de solução a cada poço da placa 96-well. Incubar 15 min à temperatura ambiente.
- Leia a fluorescência usando o conjunto de filtros 480/520 nm com um leitor de placas de fluorescência.
- Analise dados subtraindo o espaço em branco e normalizando para a linha celular do tumor de controle.
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Representative Results
Os resultados são geralmente mostrados através de gráficos de barras (exemplo mostrado na Figura 1). Amostras com valores elevados de 480/520 indicam que a mídia climatizada tem alta capacidade de recrutar macrófagos. Dependendo da necessidade experimental, controles adicionais podem ser incluídos. Por exemplo, pode-se usar anticorpos neutralizantes para tratar a mídia condicionada para abolir os quimiotaxos de macrófago e realizar o mesmo ensaio. Pode-se também adicionar quimiocinas extras (i.e., CCL2) para a mídia condicionada, que serve como um controle positivo.
Figura 1: os meios condicionados de U87 pilhas que coexpressam EGFR e egfrviii atraem mais macrófagos do que U87 pilhas que expressam um vetor do controle, ou EGFR/egfrviii individualmente. Este valor foi modificado de an, et al.7. Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
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Discussion
Neste protocolo, existem várias etapas-chave: 1) seleção da inserção Transwell. Para a linha celular MV-4-11, as inserções Transwell de 5 μm funcionam bem. No entanto, para outras linhas celulares, como a linha de células de monócitos comumente usados THP-1, um tamanho de poro diferente pode funcionar melhor. 2) porque as linhas de pilha diferentes crescem em velocidades diferentes, é importante ajustar o volume dos meios condicionados de acordo com números de pilha. Para isso, a mídia sem células incubada as mesmas condições experimentais pode ser usada para diluir os meios condicionados. 3) FBS contem cytokines. É importante usar o meio livre de soro para semear as células MV-4-11 na câmara superior. Se o FBS é usado aqui, às vezes a migração de célula não pode ser observada.
Os pesquisadores podem modificar este ensaio para diferentes aplicações. Por exemplo, outras células tumorais, tanto a cultura do Xenoenxerto derivado do paciente primário, como as células do camundongo podem substituir a linha celular do tumor cerebral usada no exemplo acima mencionado. A linhagem celular macrófago pode ser substituída por macrófagos primários ou monócitos de pacientes ou camundongos, dependendo da necessidade específica. Um ponto importante é que os pesquisadores precisam selecionar células da mesma espécie para garantir o melhor resultado. Embora a via de quimiotaxia de macrófago seja altamente conservada, a variação da seqüência protéica da estrutura entre diferentes espécies pode acrescentar camadas de complicação para interpretar os resultados experimentais.
Os Tams estão atraindo cada vez mais atenção na Imunologia do câncer13,14. Como as mudanças genéticas diferentes nos tumores afetam o recrutamento de TAMs e outras pilhas imunes no microambiente do tumor ainda esperam uns estudos mais adicionais. Alterando os tamanhos de poros das pastilhas Transwell, este ensaio pode ser usado para estudar a interação entre tumor e outras células imunes, como células T e células NK. Uma vantagem de usar o ensaio de Transwell para avaliar a interação tumor-imune é que é fácil demonstrar como os oncogenes/mutações específicos afetam o recrutamento de um determinado tipo de pilhas imunes. Além disso, este ensaio é fácil escalar-acima para telas genoma-largas. Este ensaio abre possibilidades adicionais para que os investigadores estudem interações tumor-imunes da pilha. Adicionalmente, este ensaio pode ser usado para estudar como os meios condicionados das pilhas do tumor afetam o perfil da transcrição dos macrófagos/outras pilhas imunes.
Todos os ensaios têm suas limitações. Para este ensaio, o meio condicionado é proveniente de células tumorais cultivadas in vitro. As quimiocinas secretadas aqui podem ser diferentes daquelas secretadas por tumores cultivados in vivo. Adicionalmente, a linhagem celular macrófago é diferente dos macrófagos infiltrantes tumorais, que são mais fenotipicamente e transcripcionalmente diversificados. Conseqüentemente, uma confirmação mais adicional dos resultados in vitro usando outros métodos in vitro e in vivo é necessária.
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Disclosures
William A. Weiss é co-fundador da StemSynergy Therapeutics. Zhenyi an não tem nada a revelar.
Acknowledgments
Apoio de subvenção: Z. um apoio recebido de Alex ' s Lemonade stand Foundation, associação americana de tumores cerebrais, NIH T32CA108462 e programa de pesquisa biomédica Breakthrough, que é parcialmente financiado pela Fundação Sandler. W. Weiss foi apoiado por concessões de NIH R01CA221969, R01NS091620, P50CA097257, U01CA217864, P30CA82103; a Fundação de pesquisa de câncer de Samuel G. Waxman; e a Evelyn e a cadeira Mattie Anderson.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.1 μm filtration cup | Thermo fisher | 566-0010 | |
| 0.45 μm filter unit | Millipore | SLHA033SS | |
| 10 mL serological pipettes | Olympus plastics | 12-104 | |
| 15 mL sterile centrifuge tubes | Olympus plastics | 28-103 | |
| 1 mL pipette tip | ART molecular bioproducts | 2779-RI | |
| 2 mL aspirating pipet | Falcon | 357558 | |
| 24-well plate | Millipore | ECM507 | Part of ECM507, or can be purchased separately |
| 4x lysis buffer | Millipore | ECM507 | Part of ECM507, or can be purchased separately |
| 5 μm Transwell insert | Millipore | ECM507 | Part of ECM507, or can be purchased separately |
| 75 cm2 flask | Corning | 430641U | |
| Accutase | Innovative cell technologies | AT-104 | |
| B27 | Gibco | 12587-010 | |
| CyQuant Dye | Millipore | ECM507 | Part of ECM507, or can be purchased separately |
| DMEM | Gibco | 11965-092 | |
| DMEM:F12 | Gibco | 10565-018 | |
| EGF | Peprotech | AF-100-15 | |
| FBS | Gibco | 26140 | |
| FGF | Peprotech | 100-18B | |
| IMDM | Gibco | 12440-053 | |
| PBS | Gibco | 14190-144 | |
| Pen Strep | Gibco | 15140-122 | |
| Trypan blue | Biorad | 1450021 |
References
- Liu, Y., Cao, X. The origin and function of tumor-associated macrophages. Cellular & Molecular Immunology. 12 (1), 1-4 (2015).
- Riabov, V., et al. Role of tumor associated macrophages in tumor angiogenesis and lymphangiogenesis. Frontiers in Physiology. 5, (2014).
- Coussens, L. M., Zitvogel, L., Palucka, A. K. Neutralizing tumor-promoting chronic inflammation: a magic bullet. Science. 339 (6117), 286-291 (2013).
- Tsukamoto, H., et al. Combined Blockade of IL6 and PD-1/PD-L1 Signaling Abrogates Mutual Regulation of Their Immunosuppressive Effects in the Tumor Microenvironment. Cancer Research. 78 (17), 5011-5022 (2018).
- Borgoni, S., et al. Depletion of tumor-associated macrophages switches the epigenetic profile of pancreatic cancer infiltrating T cells and restores their anti-tumor phenotype. Oncoimmunology. 7 (2), e1393596 (2018).
- Argyle, D., Kitamura, T. Targeting Macrophage-Recruiting Chemokines as a Novel Therapeutic Strategy to Prevent the Progression of Solid Tumors. Frontiers in Immunology. 9, 2629 (2018).
- An, Z., et al. EGFR cooperates with EGFRvIII to recruit macrophages in glioblastoma. Cancer Research. , (2018).
- Fan, Q. W., et al. EGFR phosphorylates tumor-derived EGFRvIII driving STAT3/5 and progression in glioblastoma. Cancer Cell. 24 (4), 438-449 (2013).
- Jacquelot, N., Duong, C. P. M., Belz, G. T., Zitvogel, L. Targeting Chemokines and Chemokine Receptors in Melanoma and Other Cancers. Frontiers in Immunology. 9, 2480 (2018).
- Arimont, M., et al. Structural Analysis of Chemokine Receptor-Ligand Interactions. Journal of Medicinal Chemistry. 60 (12), 4735-4779 (2017).
- Turner, M. D., Nedjai, B., Hurst, T., Pennington, D. J. Cytokines and chemokines: At the crossroads of cell signalling and inflammatory disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1843 (11), 2563-2582 (2014).
- Sokol, C. L., Luster, A. D. The chemokine system in innate immunity. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (5), (2015).
- Pathria, P., Louis, T. L., Varner, J. A. Targeting Tumor-Associated Macrophages in Cancer. Trends in Immunology. 40 (4), 310-327 (2019).
- Mantovani, A., Marchesi, F., Malesci, A., Laghi, L., Allavena, P. Tumour-associated macrophages as treatment targets in oncology. Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (7), 399-416 (2017).
