Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Cancer Research
Click here for the English version

Cancer Research

In vitro-analys för att studera interaktion med tumör-makrofage

Published: August 1, 2019 doi: 10.3791/59907
Automatic Translation
1, 1,2,3
1Department of Neurology, University of California, San Francisco, 2Helen Diller Family Comprehensive Cancer Center, University of California, San Francisco, 3Departments of Pediatrics and Neurological Surgery, University of California, San Francisco

Summary

Denna artikel är en användbar in vitro-analys för att utvärdera förmågan hos konditionerade medium från tumörceller att locka makrofager.

Abstract

Tumör associerade makrofager (TAMs) står för en stor andel av celler i tumör massan för olika typer av cancer. Glioblastoma (GBM), en elakartad hjärntumör utan botemedel, har upp till en halv tumören massan TAMs. TAMs kan vara protumoral eller anti-tumoral, beroende på aktiveringen av specifika gener i cellerna. Genetiska mutationer i tumörer, genom att reglera cytokin uttryck, kan påverka rekryteringen av TAMs till tumören mikromiljö. Här beskriver vi en kvantitativ cell-baserad analys för att bedöma makrofagrekrytering av det konditionerade mediet från tumörcellerna. Denna analys använder mänskliga makrofage cellinjer MV-4-11 att studera makrofage attraktion av det konditionerade mediet från glioblastoma, möjliggör hög reproducerbarhet och låg variation. Data som genereras med denna analys kan bidra till en bättre förståelse av samspelet mellan tumören och tumören mikromiljö. Liknande analys kan användas för att bedöma samspelet mellan tumörceller och andra immunceller, inklusive T-celler och naturliga mördare (NK) celler.

Introduction

Makrofager är immunceller med hög fenotypisk och funktionell heterogenitet1. De spelar viktiga roller i värd försvaret system, vävnad reparation, utveckling och tumör progression1. TAMs är makrofager i mikromiljön av solida tumörer. Vissa Tams kan främja tumörtillväxt genom att hämma T cell-medierad cytotoxisk aktivitet, modulerande tumören mikromiljö (TME), främja angiogenes, invasion och metastaser2,3,4, 5. Tams är bland de vanligast förekommande celltyperna i TME och högre antal Tams i allmänhet korrelerar med sämre patientens överlevnad i många typer av solida tumörer6. De distinkta genetiska signaturerna av tumörcellerna påverkar deras förmåga att rekrytera makrofager. I GBM, en aggressiv hjärntumör utan botemedel, makrofager kan representera upp till hälften av tumör massan7. Samtidig amplifiering av epidermal tillväxtfaktorreceptor (EGFR) och dess trunkering Mutant egfrviii observeras ofta i GBM, som ger tumörtillväxt fördelar8. Celler Co-uttrycker EGFR och EGFRvIII locka fler makrofager jämfört med celler som uttrycker EGFR eller EGFRvIII var för sig7.

Chemokines är en familj av små cytokiner som spelar betydande roller i regleringen av immun sammansättningen i TME6,9. Humana celler uttrycker mer än 50 cytokiner10. Immun infiltration i tumörerna realiseras till stor del av samspelet mellan cytokiner och cytokin receptorer11. Varje typ av immunceller uttrycker distinkta Chemokine receptorer/chemokines och kan rekryteras av celler utsöndring specifika chemokiner/Chemokine receptorer12. Cancer celler kan öka uttrycket av vissa chemokines att rekrytera immunceller såsom TAMs, reglerande T-celler och myeloida-derived suppressor celler (MDSCs)6. Blockad av specifika Chemokine utsöndras av tumörerna kan vara ett lovande sätt att hämma infiltration av immunceller i tumör massan.

Här, vi beskriver ett protokoll som möjliggör in vitro-utvärdering av tumör-makrofaginteraktion, med hjälp av konditionerade medier från tumörceller som innehåller chemokiner och makrofage cellinjer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. medelstora preparat

  1. Beredning av det serum fria stamcells mediet
    1. Tina 50x B27 tillägg, den Epidermal tillväxtfaktor (EGF, 20 μg/mL i 10 mM ättiksyra med 0,1% BSA), och fibroblast tillväxtfaktor (FGF, 20 μg/mL i 10 mM ättiksyra med 0,1% BSA).
    2. Tillsätt 500 μL av EGF (slutlig koncentration 20 ng/mL), 500 μL av FGF (slutlig koncentration 20 ng/mL), 10 mL 50x B27 till 500 mL av Dulbecco ' s modifierade Eagle medium/näringsämne blandning F-12 (DMEM/F12) och 5 mL 100x penicillin/streptomycin (Pen/STREP). Vänd flaskan 4-6 gånger för att blanda, filtrera sterilisera genom en 500 mL 0,1 μm filtrerings bägare. Märk flaskan och förvara den vid 4 ° c.
      Anmärkning: Mediet är bra att använda i upp till en månad vid 4 ° c.
  2. Förbered MV-4-11 odlingssubstrat: Tillsätt 50 mL fetalt bovint serum (FBS) till 500 mL av Iscoves modifierade Dulbecco-medium (IMDM). Vänd flaskan 4-6 gånger för att blanda, filtrera sterilisera genom en 500 mL 0,1 μm filtrerings bägare. Märk flaskan och förvara den vid 4 ° c.
    Anmärkning: Mediet är bra att använda i upp till en månad vid 4 ° c.
  3. Förbered tumör cell underhåll medium: Tillsätt 50 mL FBS till 500 mL av Dulbecco modifierade Eagle medium (DMEM). Vänd flaskan 4-6 gånger för att blanda, filtrera sterilisera genom en 500 mL 0,1 μm filtrerings bägare. Märk flaskan och förvara den vid 4 ° c.
    Anmärkning: Mediet är bra att använda i upp till en månad vid 4 ° c.

2. cell beredning

Dag 1:

  1. Upptining tumörceller
  2. Värm upp tumören cell underhålls medium (som beskrivs i steg 1,3) vid en 37 ° c vattenbad för 20 min.
  3. Ta den frusna U87, U87: EGFR, U87: EGFRvIII och U87: EGFR + EGFRvIII celler från behållaren för flytande kväve. Tina cellerna vid vattenbadet 37 ° c i 2 minuter.
    FÖRSIKTIGHET: var försiktig när du tar cellerna från flytande kväve tanken. Använd handskar med termiskt skydd och skyddsglasögon vid behov.
  4. Spraya huvytan med 70% etanol och torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar.
  5. Spraya de kryogena flaskorna som innehåller celler och medel flaskan med 70% etanol, torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar, och föra dem in i vävnaden Culture Hood.
  6. Pipettera 5 mL av tumör cells underhålls mediet till ett 15 mL sterilt centrifugerrör. Invertera röret som innehåller tumörceller 4-6 gånger för att blanda. Pipettera över alla celler i det 15 mL centrifugerröret. Vänd centrifugerröret 4-6 gånger för att blanda.
  7. Centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
  8. Tvätta cellerna med 10 mL fosfatbuffrad saltlösning (PBS). Centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
  9. Omsuspendera cellerna i 12 mL underhålls medium för tumörceller (enligt beskrivningen i steg 1,3). Pipettera upp och ner 3-5 gånger för att blanda. Överför cellerna till en T75 cell odlings kolv.
  10. Odla cellerna i en 37 ° c inkubator med 5% CO2. Sätt tumör cell underhålls mediet tillbaka till 4 ° c kylskåpet.

Dag 2:

  1. Kontrollera cellerna under mikroskopet. Ändra mediet om det behövs. Celler ska växa i en enskiktslager i kulturen.

Dag 3:

  1. Upptining av MV-4-11 celler
    1. Värm upp MV-4-11 odlingssubstrat (enligt beskrivningen i steg 1,2) vid ett vattenbad på 37 ° c i 20 minuter.
      Anmärkning: MV-4-11 kan ändras till primära makrofager eller andra makrofagcellinjer, beroende på behovet av den specifika studien.
    2. Ta de frusna MV-4-11-cellerna från behållaren med flytande kväve. Tina cellerna vid en 37 ° c vattenbad för 2 min.
      Försiktighet: Var försiktig när du tar cellerna från flytande kväve tanken. Använd handskar med termiskt skydd och skyddsglasögon vid behov.
    3. Spraya huvytan med 70% etanol och torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar.
    4. Spraya de kryogena flaskorna som innehåller celler och medel flaskan med 70% etanol, torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar, och föra dem in i vävnaden Culture Hood.
    5. Pipettera över 5 mL MV-4-11 odlingssubstrat (enligt beskrivningen i steg 1,2) till ett 15 mL sterilt centrifugerör. Invertera röret som innehåller tumörceller 4-6 gånger för att blanda. Pipettera över alla celler i det 15 mL centrifugerröret. Vänd centrifugerröret 4-6 gånger för att blanda.
    6. Centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
    7. Tvätta cellerna i 10 mL PBS och centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
    8. Omsuspendera cellerna i 12 mL MV-4-11 odlingssubstrat (enligt beskrivningen i steg 1,2). Pipettera försiktigt upp och ner 3-5 gånger för att blanda. Överför cellerna till en T75 cell odlings kolv.
    9. Odla cellerna i en 37 ° c inkubator med 5% CO2.
  2. Dela tumörceller
    1. Värm upp det serum fria stamcells mediet (enligt beskrivningen i steg 1,1) vid ett vattenbad i 37 ° c i 20 minuter.
    2. Spraya huvytan med 70% etanol och torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar. Ta cell avlossning lösning från kylskåpet. Spraya medium och cell avlossning lösning flaskor med 70% etanol, torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar och föra dem in i vävnaden kultur huva.
      Anmärkning: Förvärm inte accutase cell avlossning lösning.
    3. Överföra tumör cellkulturen från inkubatorn in i vävnads kulturen huva. Aspirera mediet, tillsätt 2 mL lösning för cell avlossning i kolven.
      Anmärkning: Sköljning med PBS innan du lägger accutase är valfritt här.
    4. Ställ kolven i huven. Kontrollera om tumörcellerna runda upp varje minut. När tumörcellerna är runda, knacka försiktigt på sidan av kolven för att hjälpa cellerna att lossna från kolven.
    5. Pipettera 8 mL serumfritt stamcells medium i kolven, Pipettera upp och ned 3 gånger för att blanda och överför cellerna till ett 15 mL sterilt centrifugeringsrör. Centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
    6. Tvätta cellerna i 10 mL PBS. Pipettera upp och ner 3-5 gånger för att blanda. Centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
      Anmärkning: Det här steget är valfritt.
    7. Omsuspendera cellerna i 10 mL serumfritt stamcells medium (enligt beskrivningen i steg 1,1). Pipettera upp och ner 3-5 gånger för att blanda. Ta 10 μL av cellerna och blanda med 10 μL Trypan Blue-lösning. Pipettera 10 μL av blandningen i räkneglaset, kvantifiera levande cell nummer med hjälp av en automatisk cell räknare.
    8. Justera CELLTÄTHETEN till 2,5 x 105 celler/ml med serumfritt stamcells medium (som beskrivs i steg 1,1), och utsäde 2 ml av cellerna i varje brunn av en 6-brunn cell-kultur tallrik. För varje typ av celler, utsäde 3 brunnar (triplicate prov). Förbered samtidigt 6 brunnar med 2 mL serumfritt stamcells medium (inga celler).
      Anmärkning: Dessa prover kommer att användas: 1) som negativa kontroller och 2) för att justera betingat medium volym baserat på cell nummer.
    9. Sätt 6-brunnen plattorna i en 37 ° c inkubator med 5% CO2. Låt cellerna växa för 24 h.

3. in vitro-analys av macrophage attraktion

  1. Beredning av konditionerade medier
    1. Värm upp tumören cell underhålls medium (som beskrivs i steg 1,3) vid en 37 ° c vattenbad för 20 min.
    2. Spraya huvytan med 70% etanol och torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar. Ta cell avlossning lösning från kylskåpet. Spraya flaskorna på mediet och cell avlossning lösning med 70% etanol, torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar och föra dem in i vävnaden kultur huva.
    3. Ta 6-brunnen plattorna ut från inkubatorn. Pipettera försiktigt de konditionerade medierna i 15 mL sterila centrifugrör. Sätt rören på is. Pipettera mediet i "endast media" i ett separat 15 mL sterilt centrifugerör.
      Anmärkning: Innan detta steg, se till att kontrollera under mikroskopet för att se om cellerna fäster. Om inte, kan man använda belagda plattor i steg 2.4.8 för att möjliggöra bättre kvarstad eller inkludera de flytande cellerna i inventerings steget.
    4. Tillsätt 0,5 mL av cell avlossning lösning i varje brunn av 6-brunnen plattan. Kontrollera om tumörcellerna runda upp varje minut. När tumörcellerna runda upp, knacka försiktigt på sidan av plattan för att hjälpa cellerna att lossna.
    5. Pipettera 2,5 mL av tumörcellernas underhålls medium i brunnen, Pipettera upp och ner 3 gånger för att blanda och överföra cellerna till ett 15 mL sterilt centrifugeringsrör. Ta 10 μL av cellerna och blanda med 10 μL Trypan Blue-lösning. Pipettera 10 μL av blandningen i räkneglaset och kvantifiera antalet levande celler med hjälp av en automatisk cell räknare.
    6. Justera volymen av de konditionerade medierna enligt cell nummer med hjälp av serumfritt stamcells medium (37 ° c inkubation över natten). Till exempel, om väl A har 3x så många levande celler som väl med minst antal celler, späd sin konditionerade Media 1:3. Det här steget används för att kontrollera skillnaden som orsakas av cell spridnings frekvensen.
      Anmärkning: Anledningen till att använda serumfritt stamcells medium med 37 ° c inkubation över natten är att kontrollera den möjliga förändringen i media med långvarig exponering av 37 ° c.
    7. Filtrera de konditionerade medierna genom 0,45 μm filter. Sätt de konditionerade medierna på isen.
      Anmärkning: Det här steget tar bort celler och cellfragment i det konditionerade mediet.
  2. Beredning av MV-4-11-celler
    1. Värm upp IMDM-mediet (utan FBS) vid ett vattenbad på 37 ° c i 20 minuter.
    2. Spraya huvytan med 70% etanol och torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar. Spraya medium flaskan med 70% etanol, torka av 70% etanol på ytan med pappershanddukar och föra dem in i vävnaden kultur huva.
    3. Ta kolven av MV-4-11 celler i vävnaden Culture Hood. Pipettera över 10 mL celler till ett 15 mL sterilt centrifugerör. Ta 10 μL celler och blanda med 10 μL Trypan Blue-lösning. Pipettera 10 μL av blandningen i räkneglaset och kvantifiera antalet levande celler med hjälp av en automatisk cell räknare. Centrifugera cellerna vid 200 x g i 5min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
    4. Tvätta cellerna med 10 mL PBS och centrifugera cellerna vid 200 x g i 5 min vid 4 ° c. Aspirera på supernatanten.
    5. Omsuspendera cellerna i IMDM-medium (utan FBS) för en slutlig celltäthet på 1x106 celler/ml.
      Anmärkning: Cellen numrerar av makrofager som används här, kan justeras.
  3. Transwell-analys
    Anmärkning: För detta steg, Använd en cell migration assay Kit eller köpa reagenser och infoga separat. För MV-4-11 celler, Välj Transwell skär med 5 μm porstorlek. För att upptäcka makrofagmigrering, direkt kvantifiera antalet makrofager i nedre kammaren eller använda kolorimetriska/fluorimetriska metoder. Här demonstrerar vi analysen med hjälp av den kolorimetriska metoden.
    1. Ta med 24-brunnen plattan, insatsen och reagenser till rumstemperatur.
    2. Tillsätt 250 μL av MV-4-11-celler som bereds ovan i varje skär.
    3. Tillsätt 400 μL betingat medium/medium endast (med övernattning inkubering vid 37 ° c, dessa prover fungerar som den negativa kontrollen) till de nedre kamrarna i 24-brunnen plattan. För varje tumör linje eller kontroll, använda tre exemplar prover. Undvik bubblor mellan skäret och det konditionerade mediet. Bubblor kommer att hämma makrofager från att migrera till botten brunnar.
    4. Inkubera plattorna i en inkubator på 37 ° c med 5% CO2 för 4 h.
      Anmärkning: Inkubationstiden kan justeras. Celler som migrerar in i de nedre kamrarna kan ses under mikroskopet.
    5. Knacka försiktigt på skäret på innerväggen i samma brunn och kassera skäret. Som MV-4-11 celler växer i suspension, cell avlossning lösning eller trypsin behandling behövs inte här.
    6. Pipettera försiktigt cellerna i brunnarna upp och ner 3 gånger för att blanda. Överför 225 μL cellsuspension till en svart vägg 96-brunn-platta som lämpar sig för fluorescerande mätningar.
    7. Späd den CyQuant Dye 1:75 med 4x lysis buffert. Virvel kort och snurra ner lösningen. Tillsätt 75 μL lösning till varje brunn på 96-brunnen plattan. Inkubera 15 minuter i rumstemperatur.
    8. Läs fluorescens med 480/520 Nm-Filterset med en fluorescens-Plattläsare.
    9. Analysera data genom att subtrahera den tomma och normalisera till kontroll tumör cell linjen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Resultaten visas vanligtvis via stapeldiagram (exemplet visas i figur 1). Prover med höga 480/520 värden indikerar att de konditionerade medierna har hög kapacitet att rekrytera makrofager. Beroende på experimentellt behov kan ytterligare kontroller inkluderas. Till exempel kan man använda neutraliserande antikroppar för att behandla de konditionerade medierna att avskaffa makrofag chemotaxis, och utföra samma analys. Man kan också tillfoga extra chemokines (dvs., CCL2) till det villkorat massmedia, som fungerar som en realitet kontrollerar.

Figure 1
Figur 1: konditionerade media från U87 celler Co-uttrycker EGFR och EGFRvIII locka fler makrofager än U87 celler som uttrycker en kontroll vektor, eller EGFR/EGFRvIII var för sig. Denna siffra har modifierats från an, et al.7. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

I det här protokollet finns det flera viktiga steg: 1) val av Transwell-insatsen. För MV-4-11 cell linjen, 5 μm Transwell skär fungerar bra. Men för andra cellinjer som vanligt förekommande monocyt cell linje THP-1, en annan porstorlek kan fungera bättre. 2) eftersom olika cellinjer växer i olika hastigheter, är det viktigt att justera volymen av de konditionerade medierna enligt cell nummer. För detta ändamål, cell-fria medier inkuberas under samma experimentella förhållanden kan användas för att späda ut de konditionerade medierna. 3) FBS innehåller cytokiner. Det är viktigt att använda serumfritt medium till Seed MV-4-11 celler i övre kammaren. Om FBS används här, ibland kan inte cell migration observeras.

Forskare kan modifiera denna analys för olika tillämpningar. Till exempel, andra tumörceller, antingen primär patient-härledda xenograft kultur, eller musceller kan ersätta hjärntumör cellinjer som används i det ovan nämnda exemplet. Makrofagen cellinjer kan ersättas av primära makrofager eller monocyter från patienter eller möss beroende på det specifika behovet. En viktig punkt är att forskarna måste välja celler från samma art för att säkerställa bästa resultat. Även om makrofag chemotaxis vägen är mycket bevarad, kan variationen av proteinsekvens av struktur mellan olika arter lägga till lager av komplikation för att tolka experimentella resultat.

Tams lockar alltmer uppmärksamhet i cancerimmunologi13,14. Hur olika genetiska förändringar i tumörerna påverkar rekrytering av Tams och andra immunceller i tumören mikromiljö väntar fortfarande ytterligare studier. Genom att ändra porstorlek av Transwell skär, denna analys kan användas för att studera interaktion mellan tumör och andra immunceller såsom T-celler och NK-celler. En fördel med att använda Transwell analysen för att utvärdera tumör-immun interaktion är att det är lätt att visa hur specifika onkogener/mutationer påverkar rekrytering av en viss typ av immunceller. Dessutom är denna analys lätt att skala upp för genomomfattande skärmar. Denna analys öppnar ytterligare möjligheter för forskare att studera tumör-immun cell interaktioner. Dessutom, denna analys kan användas för att studera hur de konditionerade medierna från tumörceller påverkar transkriptionsprofilen av makrofager/andra immunceller.

Alla analyser har sina begränsningar. För denna analys är det konditionerade mediet från tumörceller odlade in vitro-. De utsöndras chemokines här kan skilja sig från dem som utsöndras av tumörer odlas in vivo. Dessutom är makrofage cellinjer skiljer sig från tumörinfiltrerande makrofager, som är mer fenotypiskt och transkriptionellt varierande. Därför krävs ytterligare bekräftelse av in vitro-resultaten med hjälp av andra in vitro-och in vivo-metoder.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

William A. Weiss är en av grundarna av StemSynergy Therapeutics. Zhenyi an har ingenting att avslöja.

Acknowledgments

Grant support: Z. a fick stöd från Alex Lemonade Stand Foundation, American Brain tumör Association, NIH T32CA108462 och program för genombrott biomedicinsk forskning, som delvis finansieras av Sandler Foundation. W. Weiss stöddes av NIH Grants R01CA221969, R01NS091620, P50CA097257, U01CA217864, P30CA82103; Samuel G. Waxman cancer Research Foundation; och Evelyn och Mattie Anderson Chair.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
0.1 μm filtration cup Thermo fisher 566-0010
0.45 μm filter unit Millipore SLHA033SS
10 mL serological pipettes Olympus plastics 12-104
15 mL sterile centrifuge tubes Olympus plastics 28-103
1 mL pipette tip ART molecular bioproducts 2779-RI
2 mL aspirating pipet Falcon 357558
24-well plate Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
4x lysis buffer Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
5 μm Transwell insert Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
75 cm2 flask Corning 430641U
Accutase Innovative cell technologies AT-104
B27 Gibco 12587-010
CyQuant Dye Millipore ECM507 Part of ECM507, or can be purchased separately
DMEM Gibco 11965-092
DMEM:F12 Gibco 10565-018
EGF Peprotech AF-100-15
FBS Gibco 26140
FGF Peprotech 100-18B
IMDM Gibco 12440-053
PBS Gibco 14190-144
Pen Strep Gibco 15140-122
Trypan blue Biorad 1450021

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Liu, Y., Cao, X. The origin and function of tumor-associated macrophages. Cellular & Molecular Immunology. 12 (1), 1-4 (2015).
  2. Riabov, V., et al. Role of tumor associated macrophages in tumor angiogenesis and lymphangiogenesis. Frontiers in Physiology. 5, (2014).
  3. Coussens, L. M., Zitvogel, L., Palucka, A. K. Neutralizing tumor-promoting chronic inflammation: a magic bullet. Science. 339 (6117), 286-291 (2013).
  4. Tsukamoto, H., et al. Combined Blockade of IL6 and PD-1/PD-L1 Signaling Abrogates Mutual Regulation of Their Immunosuppressive Effects in the Tumor Microenvironment. Cancer Research. 78 (17), 5011-5022 (2018).
  5. Borgoni, S., et al. Depletion of tumor-associated macrophages switches the epigenetic profile of pancreatic cancer infiltrating T cells and restores their anti-tumor phenotype. Oncoimmunology. 7 (2), e1393596 (2018).
  6. Argyle, D., Kitamura, T. Targeting Macrophage-Recruiting Chemokines as a Novel Therapeutic Strategy to Prevent the Progression of Solid Tumors. Frontiers in Immunology. 9, 2629 (2018).
  7. An, Z., et al. EGFR cooperates with EGFRvIII to recruit macrophages in glioblastoma. Cancer Research. , (2018).
  8. Fan, Q. W., et al. EGFR phosphorylates tumor-derived EGFRvIII driving STAT3/5 and progression in glioblastoma. Cancer Cell. 24 (4), 438-449 (2013).
  9. Jacquelot, N., Duong, C. P. M., Belz, G. T., Zitvogel, L. Targeting Chemokines and Chemokine Receptors in Melanoma and Other Cancers. Frontiers in Immunology. 9, 2480 (2018).
  10. Arimont, M., et al. Structural Analysis of Chemokine Receptor-Ligand Interactions. Journal of Medicinal Chemistry. 60 (12), 4735-4779 (2017).
  11. Turner, M. D., Nedjai, B., Hurst, T., Pennington, D. J. Cytokines and chemokines: At the crossroads of cell signalling and inflammatory disease. Biochimica et Biophysica Acta. 1843 (11), 2563-2582 (2014).
  12. Sokol, C. L., Luster, A. D. The chemokine system in innate immunity. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7 (5), (2015).
  13. Pathria, P., Louis, T. L., Varner, J. A. Targeting Tumor-Associated Macrophages in Cancer. Trends in Immunology. 40 (4), 310-327 (2019).
  14. Mantovani, A., Marchesi, F., Malesci, A., Laghi, L., Allavena, P. Tumour-associated macrophages as treatment targets in oncology. Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (7), 399-416 (2017).

Tags

Cancer forskning makrofager tumör betingat medium tumören microenvironment glioblastoma den epidermal tillväxtfaktorreceptor
In vitro-analys för att studera interaktion med tumör-makrofage
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

An, Z., Weiss, W. A. In Vitro Assay… More

An, Z., Weiss, W. A. In Vitro Assay to Study Tumor-macrophage Interaction. J. Vis. Exp. (150), e59907, doi:10.3791/59907 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter