Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Kronisk implantation af flere fleksible polymer elektrode systemer

Published: October 4, 2019 doi: 10.3791/59957
Automatic Translation
*1,2, *1,2, 2, 3, 2, 2, 3, 2, 4,5, 4, 4, 4, 4,5, 2,6
1Medical Scientist Training Program and Neuroscience Graduate Program, University of California San Francisco, 2Kavli Institute for Fundamental Neuroscience, Center for Integrative Neuroscience, and Department of Physiology, University of California San Francisco, 3Bioengineering Graduate Program, University of California San Francisco, 4Center for Micro- and Nanotechnology, Lawrence Livermore National Laboratory, 5Neuralink Corp., 6Howard Hughes Medical Institute
* These authors contributed equally

Summary

Beskrevet nedenfor er en metode til implantation af flere polymer elektrode arrays på tværs af anatomisk fjernt hjerneområder for kronisk elektrofysiologisk optagelse i frit bevægende rotter. Forberedelse og kirurgisk implantation er beskrevet i detaljer, med vægt på designprincipper for at vejlede tilpasningen af disse metoder til brug i andre arter.

Abstract

Samtidige optagelser fra store populationer af individuelle neuroner på tværs af distribuerede hjerneregioner over måneder til år vil muliggøre nye muligheder for videnskabelig og klinisk udvikling. Brugen af fleksible polymer elektrode systemer kan understøtte langtidsholdbar optagelse, men de samme mekaniske egenskaber, der giver mulighed for optagelse, gør flere indsættelser og integration i et kronisk implantat til en udfordring. Her er en metode, hvormed flere polymer elektrode arrays kan målrettes mod et relativt rumligt ubegrænset sæt af hjerneområder.

Metoden udnytter tynde film polymer enheder, udvalgt til deres biokompatibilitet og evne til at opnå langsigtede og stabile elektrofysiologisk optagelse grænseflader. Det resulterende implantat muliggør præcis og fleksibel målretning af anatomisk fjerne regioner, fysisk stabilitet i månedsvis og robusthed over for elektrisk støj. Metodologien understøtter op til 16 serielt indsatte enheder på tværs af otte forskellige anatomiske mål. Som tidligere påvist, metoden er i stand til at optage fra 1024 kanaler. Af disse, de 512 kanaler i denne demonstration, der anvendes til enkelt neuron optagelse gav 375 enkelt enheder fordelt på seks optagelsessteder. Vigtigere, denne metode kan også optage enkelt enheder i mindst 160 dage.

Denne implantation strategi, herunder midlertidigt afstikning hver enhed med en løftbare silicium indsættelse shuttle, involverer tøjring af enheder på deres mål dybder til en kraniet-klæbet plastik Grundstykke, som er specialdesignet til hvert sæt af optagelse mål og stabilisering/beskyttelse af enhederne i et silikone fyldt, specialdesignet plastik etui. Også dækket er forberedelsen af anordninger til implantation, og designprincipper, der skal guide tilpasning til forskellige kombinationer af hjerneområder eller array designs.

Introduction

En ideel neurale implantat ville optage fra et meget stort antal individuelle neuroner i distribuerede hjerneområder i løbet af uger til måneder. Fleksible polymer elektrode systemer giver elektrofysiologiske optagelser med lang levetid at optage i månedsvis og stabiliteten til at spore individuelle neuroner1,2,3. Men de samme mekaniske egenskaber, der reducerer klipning skader4 og giver biokompatibilitet og optagelse kapacitet2,3,5,6,7, 8 udgør en udfordring for deres indsættelse i hjernen i forhold til deres stive modparter. Tidligere arbejde opnået et maksimum på 4 32-kanal arrays, men det samlede udbytte af sorteret formodede enkelt neuroner er urapporteret2,3,9. Omvendt, silicium-baserede elektrode arrays er blevet anvendt i high-density, multi-region implantater, men disse teknologier mangler enten evnen til at optage pigge fra neuroner over måneder (levetid) eller til at spore de samme neuroner (stabilitet) på denne tidshorisont, eller tætheden at optage fra hundredvis af individuelle neuroner på tværs af flere hjerneregioner. Den metode, der præsenteres her, overvinder det lave antal indsættelser i nuværende polymer elektrode array-baserede metoder, hvorved der skabes midler til elektrofysiologisk registrering af et stort antal individuelle neuroner i flere anatomisk fjerne regioner for måneder, med den stabilitet at registrere fra de samme individuelle neuroner på tværs af mange dage.

Der er en vis debat om betydningen af at bruge et polymer substrat i stedet for mikrowire-eller silicium-baserede strategier. Som påvist af Dhawale et al.10, er mikroledninger faktisk i stand til måneder lange stabile optagelser i gnavere, selv om implantaterne var begrænset til 16 tetrodes i en enkelt region. Opskalering af størrelsen af mikrowire implantatet når en relativ høj øvre grænse, med op til 1792 implanterede kanaler opnået i en ikke-menneskelig primat11. Men konstruktionen af mikrowire arrays er uforenelig med silicium nanofabrikering processer og er derfor ekstremt tidskrævende, kræver manuel håndtering af hver kanal individuelt under konstruktionen12,13 ,14. Som sådan er det ikke klart, om denne teknologi kan støtte en størrelsesorden stigning i optagelsen kanaler.

Nuværende silicium enheder kan placere hundredvis eller endda over tusind elektroder på en enkelt monolitisk enhed15,16,17,18,19. De seneste silicium fremstillingsprocesser genererer enheder med mindre tværsnits områder, uanset materialet, hvilket resulterer i mindre gliaceller aktivering20,21,22,23 ,24 og mere kompatible enheder. Der er en variation i rapporter om silicium Probe enkelt enhed optagelse levetid, med nogle tyder på, at relativt store silicium sonder kan give langsigtet optagelse25,26. Især de nyeste kommercielt tilgængelige silicium enheder17 har lang levetid til at optage i flere måneder og har tværsnits områder meget lig de skafter, der anvendes i den beskrevne metode (jun et al. 201717: 70 μm x 20 μm, enheder, der er beskrevet her og i Chung et al. 20191: 68 μm – 80 μm x 14 μm). På grund af forskellen i stabilitet, er denne sonde ikke blevet påvist at være i stand til at optage fra de samme neuroner i løbet af uger. Dette skyldes sandsynligvis en kombination af brugen af stiv silicium samt direkte tøjring til kraniet, kendt for at forårsage mikromotion, ustabilitet og gliose på array-hjerne-grænsefladen27,28. At konstruere en enhed, der kan bevæge sig med neurale væv, materialer, der er bløde5,29 og fleksibel7 er påkrævet. Mange tilgængelige polymerer (Se Geddes og Roeder30, fattahi et al.31, og weltman et al.32 for anmeldelser) har fleksibiliteten og stabiliteten af mikroledninger og er også kompatible med nanofabrikering processer, som tillader den tætte pakning af silicium enheder.

Flere neurale implantations problemer er specifikke for brugen af fleksible polymer elektrode systemer. Den første af disse er indsættelsen af array, som fleksible arrays mangler den stivhed, der skal fremføres i hjernen som silicium-eller mikrowire-baserede strategier. Størstedelen af indsættelses strategier for fleksible anordninger afhænger af en midlertidig stivhed af substratet, som det sker i denne metode (Se Weltman et al.32 til gennemgang). Der er fem bemærkelsesværdige strategier, der ikke gør brug af en stiv shuttle. For det første er der metoder, der gør brug af materialer, der overgår fra stiv til kompatibel ved implantation33,34. En ulempe ved denne strategi er, at det kræver et relativt stort tværsnitsareal for at opnå den kraft, der kræves for penetration af hjernevæv før Buckling som dikteret af Euler's Buckling Force beregning35. Denne stigning i tværsnitsarealet vil have en negativ indvirkning på sundheden i det omgivende væv20,21,22,23,24. For det andet er brugen af en aftagelig bærende struktur over hjernen36, selv om dette kræver tidskrævende fjernelse eller opløsning af stilladser for at opretholde en minimal understøttet længde (og høj Buckling kraft). Alternativt, det ville kræve, at array skal indsættes med en længere understøttet længde, hvilket kræver en stivere array substrat eller en større array tværsnitsareal. Tredje er præ-penetration for at åbne et hul for den fleksible array, der skal indsættes i bagefter35. Dette kræver præcis justering eller relativt stor præ-penetration diameter, og elektrode array stivhed og tværsnitsareal for at tillade ikke-understøttet indsættelse. Fjerde er brugen af opløse belægninger til at stivne den fleksible enhed. Dette øger tværsnitsarealet og akutte skader forårsaget af indsættelse, selv når der træffes særlige forholdsregler for at bevare den skarpe spids af en anordning37. Femte er injektion af polymer array. Denne strategi har haft succes med at opnå implantater med op til 4 32-ch indsættelser2, men kræver at bruge en langt større tværsnitsareal til indsættelse, en 250 μm – 1,5 mm ydre diameter glas kapillar rør9, forårsager større akut skade. I modsætning hertil, ved hjælp af en aftagelig shuttle, samtidig med at tilføje tværsnitsareal til den akutte indsættelse, giver mulighed for brug af de stiveste mulige materialer, og kan derfor være den teoretiske mindste størrelse, når du indsætter en vilkårligt fleksibel enhed. Således indsættelse ved hjælp af en stiv shuttle er i øjeblikket den mest attraktive mulighed for indsættelse af fleksible enheder.

Der er to krav til enhver indsættelse shuttle tilgang: en passende stiv substrat og en måde at koble den fleksible enhed til substratet. Indsættelse shuttle materialer er typisk silicium38,39,40,41, rustfrit stål8,42, ellerwolfram 43,44, 45, med stivere materialer, som giver mulighed for mindre tværsnits områder. Disse er typisk anbringes ved hjælp af en klæbemiddel såsom polyethylenglycol (peg)8,38,39,42,43, elektrostatiske kræfter40, eller direkte fysisk kobling45,46. I alle tilfælde er udfordringerne tilpasningen og koblingen af elektrode array og Isætnings shuttle før isætning og afkobling efter isætning. Recounted nedenfor er en forbedring af metoden introduceret af Felix et al.39 til midlertidigt at fastholde elektrode array med en silikone indsættelse shuttle, knyttet ved hjælp af pind, der fjernes efter indsættelse af matrixen til dens mål dybde.

En anden udfordring præsenteret af fleksible enheder inden for et kronisk implantat er at stabilisere enheden i hjernen, mens den stadig gør det muligt for enheden at blive integreret i et implantat, der er fastgjort til kraniet. Hjernen bevæger sig i forhold til kraniet på grund af naturlige pulsationer, post-traumatiske edematous ændringer, indvirkning, og andre årsager, og elektrode array skal derfor være i det mindste noget fri til at bevæge sig i forhold til, hvor det er fastgjort til kraniet og optage hardware. Dette opnås ved hjælp af en 3D-trykt plastik Grundstykke, specialdesignet til hvert sæt af implantat mål, der har flere funktioner: et saltvand reservoir under implantation, placering til at tøjle polymer arrays, og boliger til silikone gel. Tethering placering over kraniet og silikone gel arbejde sammen om at skabe en større krumningsradius for arrayet og dermed give mulighed for større kompressions kræfter på array. Dette giver igen mulighed for bevægelse af hjernen i forhold til ankerpunkter i matrixen (kraniet), der skal oversættes til Buckling belastning.

Yderligere udfordringer omfatter behovet for at huse flere systemer og give rigelig stamme lettelse for dyret til frit at opføre sig uden overførsel af vibrationer eller slag kræfter til elektrode arrays, som kan forårsage bevægelse i forhold til neurale væv. Ændringer til løsninger, der har været anvendt i lignende applikationer, hvor hjernen skal være stabil i forhold til en stiv optagelse vindue har taget denne udfordring. En kunstig dural fugemasse silikone gel (tabel over materialer), som tidligere har vist sig at være giftfri og forhindre CSF lækage47, giver modtryk til hjernen for at forhindre udadgående hævelse og at stabilisere array på hjerne overfladen. Et ekstra lag af beskyttelse tilsættes til enhedens bånd af medium-viskositet, kirurgisk kvalitet silikoneelastomer, tidligere påvist til brug i forsegling kronisk neurale elektrode implantater48. Endelig er silikone-Buffered implantat og headstage indkapslet med 3D-trykte stykker Custom designet til at opretholde et lavt Center for masse for minimal reduktion af dyrets normale mobilitet.

Denne protokol starter med en fleksibel polymer Micro elektrode array monteret på en silikone indsættelse shuttle. Det fortsætter med montering af array-shuttle enhed til de 3D-trykte indsættelse stykker, beskriver den kirurgiske teknik og implantat konstruktion skridt, der kræves for at kunne implantere et dyr, og er i stand til at understøtte seksten polymer multi-elektrode arrays implanteret i otte anatomisk fjerne regioner i en enkelt rotte1.

Denne protokol antager, at udgangsmaterialerne for polymer elektrode matricer, der er fastgjort af den bioopløse lige klæbemiddel polyethylenglycol (PEG), til en silikone indsættelses shuttle, som vist i Felix et al.39, og mindst to selvstændigt bevægelige indsættelses stykker: en, som Silicon shuttle vil blive limet og en, som elektrode array-stikket vil blive overholdt. Denne protokol bruger også en tredje indsættelse brik til mere sikkert vedhæfte de to indsættelse stykker til en micron-skala micromanipulator. Alle filer til 3D-udskrivning kan findes på: https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3DParts

Hver polymer elektrode array, der anvendes i denne metode består af to til fire optagelse skafter, et bånd, der formidler de elektriske spor, og i slutningen af båndet, en hardware-stik eller trykte kredsløb. Elektrode array og bånd er fast på toppen af Silicon shuttle med PIND. Hvert bånd har en 2 cm lang x 1 mm tyk polyimid rør fastgjort til båndet via UV helbredelig epoxy, der strækker sig vinkelret på længden af båndet. Hver enhed (elektrode array og indsættelse shuttle) skal indlæses på de 3D-trykte indsættelse stykker, der vil blive brugt til at indsætte array i hjernen og trække shuttle (figur 1). I dette design flytter den hydrauliske indsættelse micromanipulator (grøn, tabel over materialer) hele indsætnings apparatet (stykke 1, stykke 2 og retraktionen micromanipulator, orange) til dens måldybde. Når arrayet er løsrevet fra indsættelses apparatet og fikseret, trækker den anden, retraktion micromanipulator (orange) stykke 1 og den vedlagte shuttle uafhængigt af resten af indsætnings apparatet, så rumfærgen fjernes uden forskydning matrixen.

Figure 1
Figur 1: Inserter-komponenter.
(A) stk. 1 og 2 er midlertidigt fastgjort til hinanden med en aftagelig skrue og vil senere blive docket på retraktionen micromanipulator stempel (orange). (B) array og indsættelse shuttle er overholdt til stykke 1 og array Connector er fastgjort til stykke 2 med dobbeltsidet tape. Stykke 3 forbinder retraktionen micromanipulator og stykker 1 og 2 til indsættelse micromanipulator (grøn). Indsættelsen micromanipulator er fastgjort til en Stereotaktisk adapter til implantat positionering. Stykker 1-3 er afbilledet i deres relative størrelser. Piece 4 er et stabiliserende stykke for korrekt justering af indsættelsen shuttle. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Protocol

Alle de dyre protokoller, der er beskrevet i dette manuskript, er blevet godkendt af Udvalget for institutionel dyrepasning og-anvendelse i UCSF.

1. fremstilling af polymer elektrode arrays til indsættelse (~ 30 min)

  1. Fastgør brik 1 til stykke 2 ved at indsætte en skrue gennem justerede, vertikalt orienterede huller for at låse brikkerne sammen (figur 2). Hold disse to stykker i en vice. Vedhæft dobbeltsidet tape (tabel over materialer) til toppen af stykket 2. Fastgør stabilisator stykket 4 til enden af stykket 1. Det vil blive holdt på plads af friktion.

Figure 2
Figur 2: montage til array-shuttle justering.
(A) samling af stykker 1, 2, og stabiliserende stykke i forberedelsen af indsættelse shuttle fastgørelse. B) stk. 1 og 2 holdes sammen med tommelfinger skrue. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. I hånden, justere elektrode array og vedhæfte indsættelsen shuttle med den smalle ende segment af stykke 1. Når sonden er justeret med længdeaksen i stykke 1, skal du tilslutte array-stikket til polyimid dobbeltsidet tape på den flade del af stykke 2.
  2. Med plast tippet pincet, kontakt kun polyimid fløj fastgjort til array båndet, løft indsættelsen shuttle-elektrode array enhed spidsen off Piece 1, til yderlige af den stabiliserende brik (figur 3a).
  3. Anvend en lille mængde cyanoacrylat (tabel over materialer) eller andet klæbemiddel (~ 10 μl) til enden af stykket 1. For lidt vil ikke stærkt holde indsættelsen shuttle til stykke 1, risikere løsrivelse under indsættelse eller tilbagetrækning. For mange risici overstrømmende shuttle og fastholdelsen af array sig til stykke 1.
  4. Ved hjælp af plast tippet pincet, kontakte kun polyimid fløj fastgjort til array båndet, re-justere enheden med den smalle segment af stykke 1, med den firkantede fane af indsættelsen shuttle (og kun shuttle) oven på lim (figur 3b). Foretag små justerings justeringer ved at manipulere siden af Silicon shuttle eller PIND. Undgå at anvende overdreven kraft på båndet eller skafter.

Figure 3
Figur 3: justering, fastgørelse og sterilisering af array-shuttle.
(A) korrekt orientering af indsættelse shuttle-elektrode array enhed til påføring af lim på docking station af stykke 1. To-skaft array-shuttle vist. (B) polymer elektrode array og indsættelse shuttle monteret på indsættelses stykke, med midlertidig stabiliserende stykke til justering. To-skaft array-shuttle vist. (C) Isætnings anordning indkapslet i plastikæske til beskyttelse under sterilisering. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Påfør forsigtigt nedadgående tryk med pincet på begge sider af det stabiliserende stykke og fjern det fra samlingen uden at flytte arrayet.
  2. Fjern den monterede enhed (stk. 1 og 2, array, indsættelses shuttle og array-stik) fra viceværten og klæd den med dobbeltsidet tape til bunden af en lille plastikæske til sterilisering med ethylenoxid (figur 3c). Dampsterilisering er ikke hensigtsmæssig for disse enheder.

2. design af Grundstykke

  1. Bestem craniectomy størrelser for udvalgte stereotaktiske mål samt placeringer af kraniet skruer og jord skruer. Craniectomy størrelse bestemmes af array footprint, med et par hundrede (~ 300) micron omkreds for placering justeringer for at undgå overflade vasculature.
  2. Ved hjælp af en design software (f. eks CAD), designe fodaftryk af grundstykket til at omgive de planlagte craniectomies og passe inden for omkredsen defineret af Temporal Ridge og kraniet skruer, maksimere kraniet overflade, der vil være uden for basis stykket, som klæbemiddel cement kan binde til at klæbe implantatet til kraniet.
  3. Kontur den nederste overflade af grundstykket, så det kan overholdes til kraniet uden huller, reducere risikoen for infektion og forhindre saltvand eller silikoneelastomer fra siver ud.
  4. Sæt højden af grundstykket til 3-7 mm, høj nok til at holde saltvand og silikoneelastomer, men lav nok til ikke at hæmme synlighed under array indsættelse (r).
    Bemærk: grundstykket kan designes med lodrette stolper eller lignende funktioner, som polyimid vinger kan bindes til et punkt højere over kraniet. Tillad ikke, at fastgørelsespunkter forhindrer visning.
  5. 3D Udskriv grundstykket (figur 4), og Steriliser basis stykket før implantation.

Figure 4
Figur 4: kraniet forberedt til implantat.
Durectomies komplet med kranie skruer, base akryl lag, og Grundstykke fastgjort til kraniet.

3. klargøring af kraniet (~ 2 h)

  1. Vælg en rotte 400 g eller højere for at understøtte vægten af implantatet. Mandlige Long-Evans rotter, ved 6-12 måneder blev brugt.
  2. Bedøve rotten. Anbring dyret i et anæstesi kammer. Tænd 5% isofluran.
  3. Injicer en intraperitoneal dosis af ketamin (50 mg/kg), xylazin (6 mg/kg) og atropin (0,14 mg/kg).
    1. Overvåg anæstesidybde hver 20 min under hele proceduren ved at kontrollere, at der ikke er nogen tilbagetrækning fra Paw knivspids og respiratorisk hastighed forbliver 50-75 åndedrag/min.
  4. Påfør øjensalve til rotten.
  5. Barberer lederen af rotten.
  6. Anbring dyret i stereotaxisk holderen.
  7. Forbered operationsstedet ved at skrubbe med tre vekslende scrubs hver Povidone-jod kirurgisk krat, efterfulgt af steril saltvand.
  8. Injicer 0,2 CC 0,5% lidocain i hovedbunden.
  9. Lav en sagittale indsnit på midterlinjen af kraniet, der udsætter mindst 3 mm forreste til bregma og 3 mm posterior til lambda.
  10. Fjern periosteum ved hjælp af vatpinde.
  11. Mark indsættelse og kraniektomi steder ved at score kraniet med en skalpel ved hjælp af en kartesisk koordinat plan nulstillet på bregma med et Stereotaktisk instrument.
  12. Bore craniectomy sites, efterlader et tyndt lag af knogle, der kan fjernes med pincet. Udsæt ikke Dura. Dette gør det muligt at rense kraniet af knogle støv uden at forstyrre Dura.
  13. Bor og Indsæt knogleskruer, én ad gangen, for at forhindre knogle støv i at trænge ind i hullerne. Brug generøs isotonisk vanding for at fjerne knogle støv. Brug 10-12 skruer til et implantat på ca. 50 g. Titanium skruer tillader osseointegration49.
    1. Advance skruerne til en dybde, der fuldt trænger ind kraniet uden at påvirke hjernen.
  14. Tilslut mindst én knogle skrue til en elektrisk ledende ledning for at fungere som et kredsløbs underlag.
  15. Efter alle boring er færdig, rense kraniet af knogle støv med en saltvands vask.
  16. Tør kraniet med vatpinde eller andre absorbenter og Påfør et indledende lag af klæbemidler cement (tabel over materialer) til skruerne (brug ikke emalje ætsemiddel på gnaver kraniet). Denne foreløbige klæbemiddel cementering cement lag vil øge implantat vedhæftning og mindske arbejdskraft i senere vedhæftning trin.
  17. Fjern det tynde lag af knogle, som er tilbage på hvert kraniektomi-sted.
  18. Incise Dura ved hjælp af en 30-gauge nål med en bøjet spids, mens du undgår enhver vaskulatur. Længden af incisionen matcher dimensionerne af indsættelsen shuttle.
    1. Hvis der er blødning, skyl manuelt med en blid saltvands dråbe og Fortsæt ikke, før blødningen er stoppet.
  19. Hvis der udføres flere durectomies, holde websteder fugtige med gel skum eller en anden metode, såsom regelmæssig vanding hvert par minutter med kroppen-temperatur saltvand.
  20. Tør kraniet igen med vatpinde eller andre absorbenter som forberedelse til cementering cement vedhæftning af grundstykket til kraniet.
  21. Anbring det sterile bundstykke. Hvis grundstykket dækker bregma, skal du markere et andet sted i en kendt afstand som en proxy.
  22. Påfør klæbemiddel cement omkring omkredsen af grundstykket. Fyld den klæbet grund brik med saltvand; identificere og lappe enhver lækage med klæbende cementering cement på grænsefladen mellem grundstykket og kraniets grænseflade (figur 5).
    Bemærk: det er afgørende, at grundstykket er helt fastgjort til kraniet for at forhindre lækage af den kunstige durale tætningsmiddel silikone gel, da dette vil forhindre tilstrækkelig vedhæftning af implantatet til kraniet. Dyret er klar til at have arrays indsat.

4. serielle indsættelser af arrays og trækninger af pendulkørsler (~ 1 t pr. array)

Bemærk: denne procedure skal styres med en ikke-levedygtig enhed, især for multi-array implantater, hvor en enhed kan forstyrre implantation af efterfølgende anordninger.

  1. Last stykker 1 og 2 på retraktions-micromanipulator-stemplet. Sæt stykke 1 's micromanipulator til en udvidet position og Piece 3 's micromanipulator til en tilbagetrukket position. Stemplet vil glide til en klemme dybde inde i stykke 1. Stykke 2 passer i den øverste del af stykke 3, med hullerne justeret.
    1. Indlæs stykke 3 på indsættelses micromanipulator stempel, og fastgør på plads med en skrue på undersiden af stykke 3 (figur 5a, B).
    2. Belastning og skrue stykker 2 og 3 sammen, således at flytte indsættelsen micromanipulator flytter hele indsætnings apparatet (figur 5c).
    3. Fjern skruen, der holder stk. 1 og 2 sammen. Stykke 1 bevæger sig uafhængigt af stykke 2 for at muliggøre separat tilbagetrækning af indsættelses bussen fra apparatet.
    4. Indsæt denne skrue i det laterale hul i stykke 1, vinkelret på stempel sporet, indtil skruen anvender Tryk på stemplet. Dette sikrer, at stykke 1 bevæger sig i overensstemmelse med den tilbagetrækning stempel, som det ses i figur 5D. Sørg for at vælge det laterale hul, der ikke vil hæmme synet, når apparatet er monteret på det stereotaktiske instrument.

Figure 5
Figur 5: samling af Inserter.
A) montering af stykke 3 til micromanipulatorer. B) fastgørelse af stk. 1 og 2 på indsætnings apparatet. (C) indsætnings stykker med monteret elektrode array-indsættelse shuttle enhed. (D) tommel-skrue holder stykke 1 og 2 sammen fjernet. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Tag eventuelt gel-skum ud af kraniectomerne. Brug den virkelige eller proxy bregma til Stereotaktisk målretning. Når du flytter enheden til indsætnings stedet, opretholde en højde på mindst et par centimeter over kraniet.
    1. Undgå længere perioder af array-shuttle enhed i nærheden af kraniet eller hjernen for at mindske chancerne for, at kondens vil frigøre array fra indsættelsen shuttle før eller under indsættelse. Hvis dette sker, forsøge at hæve array-shuttle enhed højt over hjernen og kraniet og vente på det til at tørre og re-klæbe.
  2. Justér implantat koordinaterne for at undgå overflade Vaskulaturen. Som under kraniektomi og durektomi, undgå penetratingbeholdere direkte.
  3. Isæt enheden rask (~ 25 μm/s), og sænk den med det stereotaktiske instrument, indtil enheden kommer ind i hjernen. Enheden vil ikke trænge ind i hjernen med det samme. Graden af modstand og fordybning afhænger af målplaceringen og enhedens design (f. eks. to versus fire skafter, spids vinkel), men en fordybning er normalt ikke større end 1 mm (figur 6).

Figure 6
Figur 6: array-shuttle indsættelse.
Array-shuttle er avanceret i hjernen til at målrette dybden. Fire-Shank array-shuttle vist.

  1. En gang i hjernen, lavere med micromanipulator, faldende hastighed på tilgang til mål dybde:
    1. Brug den stereotaktiske arm til at begynde at indsætte ved 25 μm/s.
    2. Brug micromanipulatoren til at indsætte ved 10 μm/s, når den er 2 mm til 1 mm over måldybden.
    3. Langsom indsættelse med micromanipulator til 5 μm/s, når 1 mm til 500 μm over måldybden.
    4. Langsom indføring yderligere til 1-2 μm/s under den endelige 500 μm til målet.
  2. Visualiser enhedens vinger (horisontale polyimid slanger) og indsætningspunktet under sænkning for at undgå for tidlig shuttle-array løsrivelse.
  3. Når målet dybde er nået (figur 7a), bilateralt forankre polyimid vinger til basis stykket fastgørelses steder via let-curable akryl eller en anden klæbemiddel såsom cyanoacrylat (tabel af materialer). Tør, om nødvendigt, vingerne eller fastgørelsespunktet på basis stykket, da kondens kan samles på disse overflader og forhindre vedhæftning. Hvis synlighed eller andre pladsbegrænsninger kræver det, er forankring ved kun en polyimid-vinge typisk tilstrækkelig.
  4. Før opløsningen vises, vil stiden fremstå som en kugleformet masse siddende på toppen af array-og indsættelses-shuttle-grænsefladen (figur 7a). Opløs PIND ved forsigtigt dryppende kropstemperatur saltvand på arrayet på det punkt, hvor det er klæbet til shuttle. Den tid, dette kræver, vil afhænge af molekylvægten af den valgte PEG, og fuldstændig opløsning kan verificeres med direkte visualisering. Når STANGEN er helt opløst grænserne for arrays vil være helt mærkbar fra shuttle og Piece 1 (figur 7b).

Figure 7
Figur 7: tilbagetrækning af shuttle.
(A) tethering af vinger før tilbagetrækning. To-skaft array og shuttle vist. (B) peg opløsning og vinge vedhæftning med skaft funktion (cirklet, blå), der giver mulighed for visuel bekræftelse af vellykket afkobling af array og shuttle under tilbagetrækning. (C) en vellykket array indsættelse efter indsættelse shuttle er blevet trukket tilbage. (D) basis stykke med silikone gel fyldes for en enkelt to-skaft array indsættelse. Den anvendte silikone gel med lav viskositet har en blå nuance. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

  1. Ved hjælp af tilbagetrækning micromanipulator trækker du langsomt indsætnings bussen tilbage. Fortsæt saltvand vanding (~ 1 drop/s) på arrayet trækkes tilbage. Brug retraktions hastigheder, der er de samme som indsætnings hastigheden i relevante afstande fra måldybden:
    1. Træk igen ved hjælp af micromanipulatoren ved 1-2 μm/s fra måldybden til-500 μm.
    2. Fremskynde retraktionen ved hjælp af micromanipulatoren ved 5 μm/s, når-500 μm til-1 mm.
    3. Fremskynde retraktionen ved hjælp af micromanipulatoren ved 10 μm/s, når-1 mm til-2 mm.
    4. Træk ved hjælp af den stereotaktiske arm ved 25 μm/s fra-2 mm fra mål og opad.
  2. Visualiser grænsefladen mellem array og indsættelse shuttle under tilbagetrækning. Polymer-arrayet vil være synligt adskilt fra rumfærgen og fremstå gennemsigtigt, når rumfærgen trækkes tilbage ved det halvcirkelformede kryds mellem skafter fra indsætnings bussen (figur 7b).
  3. Fjern array-stikket fra Piece 2, og Flyt til en placering, der ikke forstyrrer efterfølgende indsættelser. Polymer elektrode matrixen er nu i hjernen og er ikke længere forbundet med det stereotaktiske instrument (figur 7c). Fjern indsætnings bussen og anden indsættelses hardware.
  4. Gentag trin 4.1-4.9 for flere indsættelser. gå ikke videre til næste sektion, indtil alle ønskede arrays er indsat. Det er uklogt at indsætte to enheder inden for 250 μm af hinanden, da den lille bøje sig af enhedens bånd mellem hjernen og vinger i stammen relief region kan forlænge mindst så langt.

5. implantat konstruktion (~ 2 h)

  1. Efter den endelige array indsættelse, tomme saltvand fra basen stykke ved hjælp af en pipette eller vatpind, at være omhyggelig med ikke at forstyrre de implanterede arrays eller bånd.
  2. Fyld craniectomies og basis stykket med silikoneelastomer med lav viskositet eller anden kunstig fugemasse. Lad det helbrede (figur 7d). Med flere indsættelser skal du placere hardware stikkene, hvor de ikke forstyrrer (figur 8a). Passende orientere array stik, og konstruere implantat, så båndene er i deres endelige ønskede position.
  3. Dæk arrays, array bånd, og stik i medium-viskositet silikoneelastomer. Vær særlig opmærksom på polymer-Connector-grænsefladen, da denne bløde hårde materiale grænseflade er tilbøjelig til at beskadige. Dække array bånd helt sådan, at når medium-viskositet silikone hærder, de er immobilized.
  4. Sæt de elastomer dækkede enheder i det designede etui.
  5. Forstærke implantat basen med Dental akryl. Lad ikke akryl til at komme i direkte kontakt med array bånd, fordi udvidelse af akryl, mens det helbreder kan beskadige ledende spor.
  6. Påfør Bupivicain og bacitracin salve omkring incisionen.
  7. Luk snittet ved hjælp af 4-0 nylon suturer og hudlim.

6. nyttiggørelse og implantat pleje

  1. Fjern dyr fra Stereotaktisk instrument og Placer på siden på en varmepude.
  2. Giv subkutan injektion af varm Ringer's opløsning (5 – 10 mL) til at fugte dyret.
  3. Når dyret er i bevægelse (10 – 60 min), overføres til et bur med halvdelen af buret under en varmepude ved 37 °C i 2-3 dage.
  4. Under en varmepude, give adgang til blødgjort mad og vand.
  5. Injicer dyr med 2 mg/kg meloxicam hver 24 h (subkutan eller oral administration) i 1 uge efter behov for smertekontrol.
  6. Lad rotten 1-2 uger helbrede og tilpasse sig implantat vægten (figur 8b).
  7. Udfør regelmæssig chlorhexidin vask af vævet omkring implantatet og daglig inspektion for irritation, infektion eller dehiscens.

Figure 8
Figur 8: flere indsatte arrays og rotte efter helbredelse fra implantation. (A) hardware stik på steder for ikke at forstyrre efterfølgende indsættelser. (B) et 1.024-kanals, kronisk polymer array implantat. Gengivet med tilladelse fra neuron [supplerende figur 1H]1. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Representative Results

Efter denne protokol, en 1.024-kanal neurale implantat optagelse gav 375 enkelt enheder1 (sorteret med mountainsort50, støj overlap < 0,03, isolation > 0,96, 512 kanaler, der anvendes til enkelt enhed optagelse, figur 9a). Denne protokol kan bruges til at implantere forskellige antal enheder, med forskellige kanal tællinger og specifikationer, til forskellige kombinationer af optagelsesmål. Ved hjælp af samme protokol er en enkelt enheds optagelse lang levetid blevet påvist i mindst 160 dage1 i data fra 19 enheder (18 32-kanal enheder i præfrontal cortices, 1 64-kanals enhed i orbitofrontisk cortex) på tværs af tre forskellige rotter ( Figur 9B). Et af de tre dyr havde en digital elektrisk fiasko, hvilket resulterede i en manglende evne til at optage fra fire enheder. Af de resterende 15/19 enheder, var der et optagelses udbytte gennemsnit på ~ 1 enkelt enhed pr. kanal. Individuelle enheder havde udbytter på kun nogle få enkelt enheder op til ~ 2 enheder per kanal. Det er typisk at se meget forskellige udbytter på anordninger implanteret i samme dyr i samme region.

Derudover implanterede et andet kirurgisk hold efter den her beskrevne protokol seks ekstra dyr hver med en kombination af 4-6 32-kanals-enheder, der var målrettet mod orbitofrontisk cortex og Nucleus akkumulbens, og en tetrode hyperdrive (total implantat vægt ca. 50 g). Et dyr havde et implantat løsnes inden for en måned af operationen. Et andet dyr døde i perioden efter operationen, hvilket sandsynligvis ikke var relateret til de ovenfor beskrevne protokol trin. De resterende fire dyr forblev sunde med stabile implantater, der for længden af eksperiment, som varede 4-11 måneder. Antallet af enkelt enheder svarer til dem, der tidligere er rapporteret for 32-kanals enheder.

Figure 9
Figur 9: ydelse med enkelt enhed og optagelse af levetid.
(A) antal formodede klynger af enkelt enheder fra 512 kanaler (af 1.024-kanal implantatet), stratificeret efter kvalitets metriske tærskler. Automatiseret kuration ved hjælp af MountainSort (støj overlap 0,03, isolation 0,96, sort boks i øverste højre) resulterede i identifikationen af 375 enkelt enheder fra 512 kanaler. Gengivet med tilladelse fra neuron [figur 2A]1. B) enkelt enheds udbytter for polymer matricer pr. kanal (venstre y-akse) eller pr. 16-kanals skaft (højre y-akse) over 160 dage efter implantation (x-akse) i rotter. Solid line er den gennemsnitlige celle ydelse på tværs af 8 skafter, punkterede linjer ± 1 SE. individuelle tidspunkter pr. skaft vises som farvekodede prikker efter område. Gengivet med tilladelse fra neuron [figur 3A]1. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.

Discussion

Dette er en metode til implantation af flere polymer elektrode arrays til distribuerede hjerneområder til registrering af enkelt enheder over måneder. Denne metode repræsenterer en 8x stigning i optagelsen kanaler og 4X stigning i antallet af indsættelser fra den nærmeste storstilet polymer-array-baseret system2,3. Dette system udnyttede en polymer mesh injektion-baseret system i mus, men ikke rapportere et absolut antal af formodede enkelt enheder og dermed en sammenligning af enkelt neuron udbytte er ikke muligt.

Metoden til indsættelse af en fleksibel anordning er baseret på en tidligere protokol fra Felix et al.39, med vigtige modifikationer: et tredelt indsætnings apparat til uafhængig bevægelse af Silicon shuttle under tilbagetrækning, og tøjning af arrayet på sit mål dybde forud for tilbagetrækning af shuttle, som tilsammen eliminere behovet for hurtig tilbagetrækning beskrevet i den oprindelige protokol. Disse ændringer minimerer vævsskader og opretholder array stabilitet under tilbagetrækning af shuttle. Andre fleksible implantations strategier for enheder, såsom midlertidigt opstivende anordninger med bio-opløselige materialer, er kompatible med de efterfølgende trin i denne protokol. Sikring af enhederne inden for implantatet nødvendiggjorde integrering af tidligere validerede strategier for at dække hjernen og beskytte de sarte bånd i enheden.

På grund af deres skrøbelighed, omhu og opmærksomhed er nødvendige for at undgå direkte at kontakte eller på anden måde sende kraft til polymer elektrode arrays og silicium indsættelse Shuttles. Især når du arbejder med flere enheder, bør indsættelse være observeret under et mikroskop for at undgå interferens fra en enhed med en anden. Generelt er det muligt at håndtere en elektrode array forsigtigt med plastik tippet tang, undgå spor. En sådan strategi er passende, for eksempel, hvis polymer elektrode array begynder at trække sig tilbage med indsættelsen shuttle. Dette kan forekomme, hvis PIND ikke er helt opløst, eller på grund af overfladespænding af saltvand eller CSF mellem polymer og silicium.

En af de mest almindelige uoprettelige fejl er array løsrivelse fra indsættelsen shuttle. Dette kan ske ved indsættelse, som hjernen smilehuller og tryk på enhedens spids stiger, hvis array og shuttle er uperfekt justeret, eller hvis kondens har delvist opløst stangen. For at re-holde en array, hæve det så højt som muligt over hjernen overflade og vente på det tørre (ca. 5 min).

Et kritisk aspekt af planlægningen af en multi-array implantation kirurgi er designet af grundstykket til at rumme alle implantat mål og sidde uden huller mod konturen af kraniet. Grundstykket er et lille plastik stykke, der er fastgjort til kraniet efter kranie rensning, skrue placering og partielle kraniectomies, forud for indsættelse af matricer. Det har tre funktioner: 1) at holde saltvand for at opløse pind efter array indsættelse, men før silicium shuttle tilbagetrækning, 2) at give en placering over kraniet overflade, som matricer kan fastgøres af polyimid vinger, hvilket gør det muligt for stamme relief langs båndet over indsættelsespunktet i hjernen, og 3) for at holde kunstig dural fugemasse, som stabiliserer og beskytter matricer og hjernen. Grundstykket kan være formet i hånden eller 3D-printet. Det blev observeret, at dræning og tørring af basis stykket af saltvand er meget vigtigt forud enhed indsættelse. Disse trin forhindre kondensation og adskillelse af array og indsættelse shuttle. Tørring af grundstykket er også afgørende for at fylde grundstykket med kunstig dural fugemasse. Det er også vigtigt, at grundstykket ikke lække, som en film af silikone gel er vanskeligt at fjerne fra kraniet og vil forhindre vedhæftning af dental akryl for pålidelig kronisk fastgørelse af implantatet til kraniet. Det forventes, at enhver lav-viskositet, biokompatibel silikoneelastomer kunne bruges til at fylde craniectomies og Grundstykke, med en højere viskositet silikoneelastomer omkring det og de udsatte polymer array bånd.

Fremskridt i polymer nanofabrikering vil oversætte til polymer-baserede elektrode arrays, reducere funktions størrelser og øge det mulige antal elektroder i et array tættere på dem af silicium enheder15,16,17 ,18,19. Tilsvarende vil tværsnits arealerne af polymer enheder skrumpe sammen med funktions størrelser, hvilket giver endnu bedre biokompatibilitet8. Igen, som det er ved at blive udført med Silicon Devices, integration med forstærkende, digitaliserende, og multiplexing chips17 vil yderligere muliggøre større-skala neurale optagelse.

Disclosures

J. E. C og L.M.F. er opfindere på en verserende patent relateret til det arbejde, der er beskrevet her.

Acknowledgments

Dette arbejde blev støttet af NINDS Grant U01NS090537 til L. M. F og V.M.T., NIMH Grant F30MH109292 til J. E. C, og NIMH Grant F30MH115582 til H.R.J. J.E.C. og H.R.J. støttes også af NIGMS MSTP Grant #T32GM007618. Flatiron instituttet er en division af Simons Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D Printed Stereotax Adapter Parts (3) and Base Piece (1) N/A N/A 3d print parts, suggest <30 μm resolution for minimal hand finishing of parts. Files available at:
https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3dParts
Dental Acrylic (Hygenic Repair Resin, Coltene type II quick set) Colten/Whaledent 8886784, 8881627 Dental acrylic for use during implant construction
Hydraulic Micromanipulator (x2) Narishige Group MO-10 1-axis micromanipulator
Kapton Polyimide Tape Bertech PPTDE-1/2 Double-sided tape
Kopf Stereotax Arm  Kopf Instruments 103088R, 103088L Standard rodent stereotax
Light Curable Dental Acrylic, Vivid Flow Coltene/Whaledent D33-01-00 Light curable dental acrylic for use during implant construction
Loctite Gel Control  Henkel Corp.  234790 1364076 1735574 1752699 Cyanoacrylate for adhering silicon shuttle to corresponding 3d printed part
Metabond Quick Cement Parkell S380 For direct application to skull to create strong connection between skull and implant
Polymer Electrode Arrays and Silicon Insertion Shuttles Lawrence-Livermore National Laboratory N/A Fabricated at Lawrence-Livermore National Laboratory, polyimide electrode arrays, silicon insertion shuttle
Silicone Gel Kit, Low Viscosity Dow Corning 03/80 Low-viscosity silicone gel for filling of 3d printed base piece
Silicone, Medium-Viscosity Kit World Precision Instruments  Kwik-Sil Medium-viscosity silicone gel for protection of polymer electrode arrays

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chung, J. E., et al. High-Density, Long-Lasting, and Multi-region Electrophysiological Recordings Using Polymer Electrode Arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
  2. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (47), E10046-E10055 (2017).
  3. Fu, T. M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13 (10), 875-882 (2016).
  4. Gilletti, A., Muthuswamy, J. Brain micromotion around implants in the rodent somatosensory cortex. Journal of Neural Engineering. 3 (3), 189-195 (2006).
  5. Jeong, J. W., et al. Soft Materials in Neuroengineering for Hard Problems in Neuroscience. Neuron. 86 (1), 175-186 (2015).
  6. Kim, T. I., et al. Injectable, cellular-scale optoelectronics with applications for wireless optogenetics. Science. 340 (6129), 211-216 (2013).
  7. Lee, H. C., et al. Histological evaluation of flexible neural implants; flexibility limit for reducing the tissue response? Journal of Neural Engineering. 14 (3), (2017).
  8. Luan, L., et al. Ultraflexible nanoelectronic probes form reliable, glial scar-free neural integration. Science Advances. 3 (2), (2017).
  9. Schuhmann, T. G. Jr, et al. Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  10. Dhawale, A. K., et al. Automated long-term recording and analysis of neural activity in behaving animals. Elife. 6, (2017).
  11. Schwarz, D. A., et al. Chronic,wireless recordings of large-scale brain activity in freely moving rhesus monkeys. Nature Methods. 11 (6), 670-676 (2014).
  12. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  13. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  14. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  15. High-Density Cmos Neural Probe Implementing a Hierarchical Addressing Scheme for 1600 Recording Sites and 32 Output Channels. Herbawi, A. S., Kiessner, L., Paul, O., Ruther, P. 2017 19th International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers), , 20-23 (2017).
  16. Raducanu, B. C., et al. Time Multiplexed Active Neural Probe with 1356 Parallel Recording Sites. Sensors (Basel). 17 (10), (2017).
  17. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  18. Lopez, C. M., et al. A Neural Probe With Up to 966 Electrodes and Up to 384 Configurable Channels in 0.13 mu m SOI CMOS. Ieee Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 11 (3), 510-522 (2017).
  19. Scholvin, J., et al. Close-Packed Silicon Microelectrodes for Scalable Spatially Oversampled Neural Recording. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 63 (1), 120-130 (2016).
  20. Bernatchez, S. F., Parks, P. J., Gibbons, D. F. Interaction of macrophages with fibrous materials in vitro. Biomaterials. 17 (21), 2077-2086 (1996).
  21. Sanders, J. E., Stiles, C. E., Hayes, C. L. Tissue response to single-polymer fibers of varying diameters: Evaluation of fibrous encapsulation and macrophage density. Journal of Biomedical Materials Research. 52 (1), 231-237 (2000).
  22. Seymour, J. P., Kipke, D. R. Neural probe design for reduced tissue encapsulation in CNS. Biomaterials. 28 (25), 3594-3607 (2007).
  23. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  24. Thelin, J., et al. Implant Size and Fixation Mode Strongly Influence Tissue Reactions in the CNS. PLoS One. 6 (1), (2011).
  25. Mols, K., Musa, S., Nuttin, B., Lagae, L., Bonin, V. In vivo characterization of the electrophysiological and astrocytic responses to a silicon neuroprobe implanted in the mouse neocortex. Science Reports. 7 (1), 15642 (2017).
  26. Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex. PLoS One. 11 (3), e0151180 (2016).
  27. Kim, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull. Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).
  28. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. The brain tissue response to implanted silicon microelectrode arrays is increased when the device is tethered to the skull. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (1), 169-178 (2007).
  29. Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews Materials. 1 (10), (2016).
  30. Geddes, L. A., Roeder, R. Criteria for the selection of materials for implanted electrodes. Annals of Biomedical Engineering. 31 (7), 879-890 (2003).
  31. Fattahi, P., Yang, G., Kim, G., Abidian, M. R. A Review of Organic and Inorganic Biomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 26 (12), 1846-1885 (2014).
  32. Weltman, A., Yoo, J., Meng, E. Flexible, Penetrating Brain Probes Enabled by Advances in Polymer Microfabrication. Micromachines. 7 (10), (2016).
  33. Ware, T., et al. Fabrication of Responsive, Softening Neural Interfaces. Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).
  34. Harris, J. P., et al. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8 (6), (2011).
  35. Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 48 (3), 361-371 (2001).
  36. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 mu m diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), (2015).
  37. Xiang, Z. L., et al. Ultra-thin flexible polyimide neural probe embedded in a dissolvable maltose-coated microneedle. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24 (6), (2014).
  38. Felix, S., et al. Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Conference Proceedings of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 871-874 (2012).
  39. Felix, S. H., et al. Insertion of flexible neural probes using rigid stiffeners attached with biodissolvable adhesive. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
  40. Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain. Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).
  41. Joo, H. R., Fan, J. L., Chen, S., et al. A microfabricated, 3D-sharpened silicon shuttle for insertion of flexible electrode arrays through dura mater into brain. J Neural Eng. , (2009).
  42. Sohal, H. S., et al. The sinusoidal probe: a new approach to improve electrode longevity. Frontiers in Neuroengineering. 7, 10 (2014).
  43. Kim, B. J., et al. 3D Parylene sheath neural probe for chronic recordings. Journal of Neural Engineering. 10 (4), (2013).
  44. Zhao, Z., et al. Parallel, minimally-invasive implantation of ultra-flexible neural electrode arrays. Journal of Neural Engineering. , (2019).
  45. Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Frontiers in Neuroengineering. 6, 6 (2013).
  46. Hanson, T. L., Diaz-Botia, C. A., Kharazia, V., Maharbiz, M. M., Sabes, P. N. The “sewing machine” for minimally invasive neural recording. bioRxiv. , (2019).
  47. Jackson, N., Muthuswamy, J. Artificial dural sealant that allows multiple penetrations of implantable brain probes. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 147-152 (2008).
  48. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), (2012).
  49. Bothe, R. T., Beaton, K. E., Davenport, H. A. Reaction of Bone to Multiple Metallic Implants. Surgery, Gynecology and Obstetrics. 71, 598-602 (1940).
  50. Chung, J. E., et al. A Fully Automated Approach to Spike Sorting. Neuron. 95 (6), 1381-1394 (2017).

Tags

Neurovidenskab mikroelektrode arrays polymer neurale sonder polymer elektrode arrays kronisk implantation Elektrofysiologi gnaver lokal felt potentiale enkelt enhed Neuron multi-site optagelse
Kronisk implantation af flere fleksible polymer elektrode systemer
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Chung, J. E., Joo, H. R., Smyth, C.… More

Chung, J. E., Joo, H. R., Smyth, C. N., Fan, J. L., Geaghan-Breiner, C., Liang, H., Liu, D. F., Roumis, D., Chen, S., Lee, K. Y., Pebbles, J. A., Tooker, A. C., Tolosa, V. M., Frank, L. M. Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays. J. Vis. Exp. (152), e59957, doi:10.3791/59957 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter