Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Kronisk implantation av flere fleksible polymer elektrode rekker

Published: October 4, 2019 doi: 10.3791/59957
Automatic Translation
*1,2, *1,2, 2, 3, 2, 2, 3, 2, 4,5, 4, 4, 4, 4,5, 2,6
1Medical Scientist Training Program and Neuroscience Graduate Program, University of California San Francisco, 2Kavli Institute for Fundamental Neuroscience, Center for Integrative Neuroscience, and Department of Physiology, University of California San Francisco, 3Bioengineering Graduate Program, University of California San Francisco, 4Center for Micro- and Nanotechnology, Lawrence Livermore National Laboratory, 5Neuralink Corp., 6Howard Hughes Medical Institute
* These authors contributed equally

Summary

Beskrevet nedenfor er en metode for implantation av flere polymer elektrode rekker på tvers av anatomisk fjerne hjerneområder for kronisk elektrofysiologisk opptak i fritt bevegelige rotter. Forberedelse og kirurgisk implantat er beskrevet i detalj, med vekt på design prinsipper for å veilede tilpasning av disse metodene for bruk i andre arter.

Abstract

Samtidige innspillinger fra store populasjoner av individuelle neurons over distribuerte hjerneregioner over måneder til år vil muliggjøre nye muligheter for vitenskapelig og klinisk utvikling. Bruk av fleksible polymer elektrode rekker kan støtte langvarig opptak, men de samme mekaniske egenskapene som muliggjør lang levetid for opptak, gjør flere innsettinger og integrering til et kronisk implantat en utfordring. Her er en metodikk der flere polymer elektrode arrays kan rettes mot en relativt romlig ubegrenset sett av hjernen områder.

Metoden utnytter Thin-Film polymer enheter, valgt for deres biokompatibilitet og evne til å oppnå langsiktige og stabile electrophysiologic innspillingen grensesnitt. Det resulterende implantatet gir nøyaktig og fleksibel målretting av anatomisk fjerntliggende områder, fysisk stabilitet i månedsvis, og robusthet til elektrisk støy. Metodikken støtter opptil seksten serielt innsatte enheter på tvers av åtte ulike anatomiske mål. Som tidligere demonstrert, metodikken er i stand til innspillingen fra 1024 kanaler. Av disse har 512 kanaler i denne demonstrasjonen brukes for enkelt Nevron innspillingen gitt 375 enkeltenheter fordelt på seks opptak nettsteder. Betydelig, denne metoden likeledes kanne fortegnelse enkeltenheter for det vil si 160 dager.

Dette implantation strategi, inkludert midlertidig oppkvikkende hver enhet med en uttrekkbar silisium innsetting shuttle, innebærer tethering av enheter på deres mål dybder til en hodeskalle-levd plast base brikke som er spesialdesignet for hvert sett med opptak mål, og stabilisering/beskyttelse av enhetene i en silikon-fylt, spesialdesignet plastetui. Også dekket er utarbeidelse av utstyr for implantation, og design prinsipper som skal veilede tilpasning til ulike kombinasjoner av hjernen områder eller array design.

Introduction

Et ideelt neural implantat ville ta opp fra et svært stort antall individuelle neurons i distribuerte hjernen områder over uker til måneder. Fleksible polymer elektrode rekker gir elektrofysiologisk innspillinger med lang levetid for å registrere måneder og stabiliteten til å spore individuelle neurons1,2,3. Men de samme mekaniske egenskaper som reduserer skjær skade4 og tildele biokompatibilitet og opptak evne2,3,5,6,7, 8 utgjøre en utfordring til deres innsetting i hjernen i forhold til sine stive kolleger. Tidligere arbeid oppnådd maksimalt 4 32-kanals arrays, men den totale avkastningen av sorterte antatte enkelt neurons er urapporterte2,3,9. Omvendt, silisium-baserte elektrode rekker har blitt brukt i høy tetthet, Multi-region implantater, men disse teknologiene mangler enten muligheten til å registrere pigger fra neurons over måneder (lang levetid) eller for å spore de samme neurons (stabilitet) på at tidsskalaen, eller tettheten for å ta opp fra hundrevis av individuelle neurons på tvers av flere hjerneområder. Metoden som presenteres her overvinner det lave antallet innsettinger i dagens polymer elektrode array-baserte metoder, og dermed gi midler til electrophysiologic innspillingen av et stort antall individuelle neurons i flere anatomisk fjerntliggende områder for måneder, med stabilitet til posten fra samme individuelle neurons over mange dager.

Det er noen debatt om viktigheten av å bruke en polymer substrat i stedet for microwire-eller silisium-baserte strategier. Som demonstrert av Dhawale et al.10, microwires er faktisk i stand til måneder lange stabile innspillinger i gnagere, selv om implantater var begrenset til 16 tetrodes i en enkelt region. Skalering opp størrelsen på microwire implantatet når en relativt høy øvre grense, med opptil 1792 implantert kanaler oppnådd i en ikke-menneskelige primater11. Imidlertid er byggingen av microwire arrays uforenlig med silisium nanofabrication prosesser og er derfor ekstremt tidkrevende, krever manuell håndtering av hver kanal individuelt under byggingen12,13 ,14. Som sådan, er det ikke klart om denne teknologien kan støtte en størrelsesorden økning i innspillingen kanaler.

Nåværende silisium enheter kan plassere hundrevis eller til og med over tusen elektroder på en enkelt monolittisk enhet15,16,17,18,19. De nyeste Silicon fabrikasjon prosesser generere enheter med mindre tverrsnitt områder, uavhengig av materialet, noe som resulterer i mindre gliacellene aktivisering20,21,22,23 ,24 og flere kompatible enheter. Det er en variasjon i rapporter om Silicon probe single-Unit opptak levetid, med noen indikerer at relativt store silisium sonder kan gi langsiktig opptak25,26. Spesielt de nyeste kommersielt tilgjengelige silisium enheter17 har lang levetid til å registrere i flere måneder og har tverrsnitt områder svært lik den Shanks som brukes i metoden som er beskrevet her (Jun et al. 201717: 70 μm x 20 μm, enheter som er beskrevet her og i Chung et al. 20191: 68 μm – 80 μm x 14 μm). På grunn av forskjellen i stabilitet, har denne sonden ikke blitt demonstrert for å kunne ta opp fra samme neurons over uker. Dette sannsynligvis skyldes en kombinasjon av bruk av stive silisium samt direkte tethering til skallen, kjent for å forårsake micromotion, ustabilitet, og gliosis på array-hjernen grensesnittet27,28. Å konstruere en enhet som kan bevege seg med nevrale vev, materialer som er myke5,29 og fleksibel7 er nødvendig. Mange tilgjengelige polymerer (se Geddes og Roeder30, Fattahi et al.31, og Weltman et al.32 for anmeldelser) har fleksibiliteten og stabiliteten til microwires og er også kompatible med nanofabrication prosessene, som tillater den tette pakking av silisium enheter.

Flere nevrale implantation problemer er spesifikke for bruk av fleksible polymer elektrode arrays. Den første av disse er innsetting av array, som fleksible arrays mangler stivhet å være avansert i hjernen som silisium-eller microwire-baserte strategier. De fleste innsetting strategier for fleksible enheter avhenger av en midlertidig stivne av underlaget som er gjort i denne metoden (se Weltman et al.32 for gjennomgang). Det er fem bemerkelsesverdige strategier som ikke gjør bruk av en rigid shuttle. Først er det metoder som gjør bruk av materialer som overgangen fra stive til kompatibel på implantation33,34. En ulempe med denne strategien er at det krever et relativt stort tverrsnitt for å oppnå den kraften som kreves for inntrengning av hjernevevet før knekking som diktert av Euler ' s knekking styrkeberegning35. Denne økningen i tverrsnitt vil negativt påvirke helsen til det omkringliggende vevet20,21,22,23,24. Andre er bruken av en flyttbar støtte struktur over hjernen36, selv om dette krever tidkrevende fjerning eller oppløsning av stillas for å opprettholde en minimal støttes lengde (og høy knekking kraft). Alternativt, det ville kreve at matrisen skal settes inn med en lengre støttes lengde, og dermed krever en stivere array substrat eller et større array tverrsnitt. Tredje er pre-penetrasjon å åpne et hull for den fleksible array å bli satt inn i etterpå35. Dette krever presis omstilling eller relativt stor pre-gjennomtrenging diameter, og elektrode array stivhet og tverrsnitt for å tillate ikke støttes innsetting. Fjerde er bruken av dissolvable belegg for å stive den fleksible enheten. Dette øker i betydelig grad tverrsnitt og akutte skader forårsaket av innsetting, selv når spesielle forholdsregler er tatt for å bevare den skarpe spissen av en enhet37. Femte er injeksjon av polymer array. Denne strategien har hatt suksess i å oppnå implantater med opptil 4 32-ch innsettinger2, men krever bruk av et langt større tverrsnitt for innsetting, en 250 μm-1,5 mm ytre diameter glass kapillærrør9, forårsaker større akutte skader. I kontrast, ved hjelp av en flyttbar shuttle, mens du legger tverrsnitt til den akutte innsetting, tillater bruk av stiffest mulige materialer, og kan derfor være den teoretiske minimumsstørrelsen når du setter inn en vilkårlig fleksibel enhet. Dermed er innsetting ved hjelp av en rigid shuttle for tiden det mest attraktive alternativet for innsetting av fleksible enheter.

Det er to krav til enhver innsetting shuttle tilnærming: en passende stiv substrat og en måte å par den fleksible enheten til underlaget. Innsetting shuttle materialer er vanligvis silisium38,39,40,41, rustfritt stål8,42, eller tungsten43,44, 45, med stivere materialer som gjør det mulig for mindre tverrsnitt områder. Disse er vanligvis festet ved hjelp av et klebemiddel som polyetylen glykol (PEG)8,38,39,42,43, elektrostatiske krefter40, eller direkte fysisk kopling45,46. I alle tilfeller er utfordringene justeringen og koplingen av elektrode rekken og innsetting av shuttle før innsetting og Decoupling etter innsetting. Fortalt nedenfor er en avgrensning av metoden introdusert av Felix et al.39 å midlertidig spenne elektroden array med en silisium innsetting shuttle, vedlagt ved hjelp av Peg, som er fjernet etter innsetting av array til målet dybde.

En annen utfordring som presenteres av fleksible enheter innenfor en kronisk implantat er at for å stabilisere enheten i hjernen, samtidig som at enheten skal integreres i et implantat festet til skallen. Hjernen beveger seg i forhold til skallen på grunn av naturlige pulseringer, post-traumatisk edematous endringer, innvirkning, og andre årsaker, og elektroden array må derfor være minst noe fritt til å flytte i forhold til hvor den er festet til skallen og innspillingen maskinvare. Dette oppnås ved hjelp av en 3D-trykt plast base stykke, spesialdesignet for hvert sett av implantat mål, som har flere funksjoner: en saltvann reservoar under implantation, plassering for å feste polymer arrays, og bolig for silikon gel. Den tethering plasseringen over skallen og silikon gel arbeide sammen for å skape en større radius av krumning for array og dermed gi større kompresjonskrefter på array. Dette i sin tur gir mulighet for bevegelse av hjernen i forhold til ankerpunktene i matrisen (skallen) som skal oversettes til knekking belastning.

Ytterligere utfordringer inkluderer behovet for å huse flere arrays og gi rikelig strekkavlastning for dyret å fritt oppføre seg uten overføring av vibrasjoner eller innvirkning styrker til elektroden arrays, som kan føre til bevegelse i forhold til nevrale vev. Tilpasninger til løsninger som har blitt brukt i lignende applikasjoner der hjernen må være stabil i forhold til et rigid opptaks vindu har adressert denne utfordringen. En kunstig dural tetningsmasse silikon gel (tabell av materialer), som tidligere har blitt demonstrert for å være ikke-giftig og hindre CSF lekkasje47, gir mot trykk til hjernen for å hindre ytre hevelse og å stabilisere array på hjernen overflaten. Et ekstra lag med beskyttelse er lagt til enheten bånd av middels viskositet, kirurgisk karakter silikon elastomer, tidligere demonstrert for bruk i tetting kroniske nevrale elektrode implantater48. Til slutt, silikon-bufret implantat og headstage er innkapslet med 3D-trykte brikker tilpasset designet for å opprettholde et lavt senter for masse for minimal reduksjon av dyrets normal mobilitet.

Denne protokollen starter med en fleksibel polymer microelectrode array montert til en silisium innsetting shuttle. Det fortsetter med montering av array-shuttle enheten til 3D-trykt innsetting stykker, beskriver kirurgisk teknikk og implantat konstruksjon trinnene som kreves for å kunne implantatet et dyr, og er i stand til å støtte seksten polymer multi-elektrode arrays implantert i åtte anatomisk fjerntliggende områder i en enkelt rotte1.

Denne protokollen forutsetter oppstart materialer av polymer elektrode rekker festet av biodissolvable limet polyetylen glykol (PEG) til en silisium innsetting shuttle, som vist i Felix et al.39, og minst to uavhengig bevegelig innsetting brikker: en som silisium shuttle vil bli limt og en som elektrode array ' s kontakt vil bli overholdt. Denne protokollen bruker også et tredje innsettings stykke for sikrere å feste de to innsettings brikkene til en micromanipulator med mikron skala. Alle filer for 3D-utskrift kan finnes på: https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3DParts

Hver polymer elektrode matrise, som brukes i denne metoden består av to til fire opptaks Shanks, et bånd som formidler de elektriske sporene, og på slutten av båndet, en maskinvare kontakt eller kretskort. Elektroden array og bånd er festet på toppen av silisium shuttle med PEG. Hvert bånd har en 2 cm lang x 1 mm tykk Polyimide tube festet til båndet via UV kureres epoxy, som strekker seg vinkelrett på lengden av båndet. Hver enhet (elektrode rekke og innsetting shuttle) må lastes inn i 3D-trykte innsetting brikker som skal brukes til å sette inn matrisen inn i hjernen og trekke tilbake shuttle (figur 1). I denne designen flytter den hydrauliske innsettings micromanipulator (grønn, tabell av materialer) hele innsettings apparatet (stykke 1, 2 stk og uttrekks micromanipulator, oransje) til mål dybden. Når matrisen er løsrevet fra innsetting apparater og fast, den andre, tilbaketrekking micromanipulator (oransje) trekkes stykke 1 og den vedlagte shuttle uavhengig av resten av innsetting apparater, fjerne shuttle uten å fortrenge matrisen.

Figure 1
Figur 1: INSERTER komponenter.
(A) brikker 1 og 2 er midlertidig festet til hverandre med en avtagbar skrue og vil senere bli forankret på tilbaketrekkingen micromanipulator stempelet (oransje). (B) Array og innsetting shuttle er overholdt brikke 1 og array kontakten er festet til brikke 2 med dobbeltsidig tape. Piece 3 forbinder uttrekks micromanipulator og bitene 1 og 2 til innsettings micromanipulator (grønn). Innsettings micromanipulator er festet til en stereotactic adapter for implantat posisjonering. Pieces 1-3 er avbildet i sine relative størrelser. Piece 4 er et stabiliserende stykke for riktig justering av innsetting shuttle. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Protocol

Alle dyr-involvert protokoller beskrevet i denne manuskriptet ha blitt anerkjent av det institusjonell dyr bekymre og bruk komité for UCSF.

1. utarbeidelse av polymer elektrode rekker for innsetting (~ 30 min)

  1. Fest arb 1 til arb 2 ved å sette en skrue på linje med rette, vertikalt orienterte hull for å låse bitene sammen (figur 2). Hold disse to brikkene i en Vice. Fest dobbeltsidig tape (tabell av materiale) til toppen av arb 2. Fest stabiliserings stykket 4 til slutten av arb 1. Det vil bli holdt på plass av friksjon.

Figure 2
Figur 2: sammenstilling for array-pendel justering.
(A) montering av brikker 1, 2, og stabilisere stykket i utarbeidelsen av innsetting shuttle vedlegg. (B) Pieces 1 og 2 holdt sammen med tommelskruen. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. For hånd justerer du elektrode rekken og fester innsettings transporten til det smale ende segmentet av arb 1. Når sonden er på linje med den langsgående aksen av arb 1, holder du array-kontakten til Polyimide dobbeltsidig tape på den flate delen av arb 2.
  2. Med plast tippet tang, kontakter bare Polyimide vingen festet til array båndet, løft innsetting shuttle-elektrode array enhet spissen av arb 1, til utsiden av stabiliserings stykket (figur 3a).
  3. Påfør en liten mengde Cyanoacrylate (tabell av materialer) eller annen lim (~ 10 μL) til slutten av arb 1. For lite vil ikke sterkt overholder innsetting shuttle til stykke 1, risikere avløsning under innsetting eller tilbaketrekking. For mye risiko overfylte shuttle og følge array seg til stykke 1.
  4. Bruke plast tippet tang, kontakter bare Polyimide vingen festet til array båndet, re-align enheten med den smale delen av arb 1, med kvadratet kategorien av innsetting shuttle (og bare shuttle) oppå limet (figur 3b). Lag små justering justeringer ved å manipulere siden av silisium shuttle eller PEG. Unngå å påføre overdreven kraft på båndet eller Shanks.

Figure 3
Figur 3: justering, feste og sterilisering av array-shuttle.
(A) riktig orientering av innsetting shuttle-elektrode array enhet for påføring av lim på dokkingstasjon av stykke 1. To-skaft array-shuttle vist. (B) polymer elektrode rekke og innsetting shuttle montert på innsetting stykke, med midlertidig stabiliserende stykke for justering. To-skaft array-shuttle vist. (C) innsetting enhet innkapslet i plastboks for beskyttelse under sterilisering. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Påfør lett nedadgående trykk med tang på begge sider av stabiliserings stykket og fjern det fra forsamlingen uten å flytte matrisen.
  2. Fjern den monterte enhets enheten (deler 1 og 2, matrise, innsettings transport og array-kontakt) fra Vice og følg den med dobbeltsidig tape til bunnen av en liten plastboks for sterilisering ved etylen oksid (figur 3c). Dampsterilisering er ikke hensiktsmessig for disse enhetene.

2. design av base brikke

  1. Bestem craniectomy størrelser for utvalgte stereotactic mål, samt plassering av hodeskallen og bakke skruer. Craniectomy størrelse bestemmes av array fotavtrykk, med noen få hundre (~ 300) mikron omkrets for plasserings justeringer for å unngå overflate blodkar.
  2. Ved hjelp av en design-programvare (f. eks CAD), designe fotavtrykk av basen stykke å omgi den planlagte craniectomies og passe innenfor omkretsen definert av Tinning ryggen og hodeskallen skruer, maksimere skallen overflateareal som vil være utenfor basen stykke som selvklebende Luting sement kan binde til å overholde implantatet til skallen.
  3. Kontur den nederste overflaten av basen stykket slik at det kan følges til skallen uten hull, redusere sjansen for smitte og hindre saltvann eller silikon elastomer fra siver ut.
  4. Sett høyden på basen brikke til 3-7 mm, høy nok til å holde saltvann og silikon elastomer men lav nok til å ikke hindre synlighet under array innsetting (er).
    Merk: hoveddelen kan utformes med vertikale stolper eller lignende funksjoner som de Polyimide vingene kan være bundet på et punkt høyere over skallen. Ikke Tillat at Vedleggs punkt hindrer visning.
  5. 3D skrive ut bunn stykket (Figur 4) og sterilisere bunn stykket før implantation.

Figure 4
Figur 4: hodeskalle klargjort for implantat.
Durectomies komplett med hodeskallen skruer, base akryl lag, og base brikke festet til skallen.

3. utarbeidelse av skallen (~ 2 h)

  1. Velg en rotte 400 g eller høyere for å støtte vekten av implantatet. Mann Long-Evans rotter, på 6-12 måneders alder ble brukt.
  2. Bedøve rotta. Plasser dyret i en anestesi kammer. Slå på 5% isoflurane.
  3. Injiser en intraperitoneal dose med ketamin (50 mg/kg), xylazine (6 mg/kg) og atropin (0,14 mg/kg).
    1. Monitor anestesi dybde hver 20 min gjennom hele prosedyren ved å verifisere det er ingen tilbaketrekning fra pote knipe og respirasjonsfrekvens forblir 50-75 åndedrag/min.
  4. Påfør øyen salve på rotte.
  5. Barbere hodet av rotta.
  6. Plasser dyret i stereotaxic holderen.
  7. Forbered operasjonsstedet ved å skrubbe med tre vekslende scrubs hver av povidon-jod kirurgisk skrubb, etterfulgt av sterilt saltvann.
  8. Injiser 0,2 med 0,5% lidokain i hodebunnen.
  9. Lag en sagittal snitt på midtlinjen av skallen utsette minst 3 mm fremre til bregma og 3 mm bakre til lambda.
  10. Fjern periosteum med bomullspinner.
  11. Merk innsetting og craniectomy nettsteder ved scoring skallen med en skalpell ved hjelp av en kartesiske koordinere flyet nullstilt ved bregma med et stereotactic instrument.
  12. Drill craniectomy områder, etterlot et tynt lag av bein som kan fjernes med tang. Ikke utsett Dura. Dette gjør det mulig for rengjøring skallen av bein støv uten å forstyrre Dura.
  13. Drill og sett inn bein skruer, en om gangen, for å hindre at bein støv kommer inn i hullene. Bruk sjenerøs isoton vanning å fjerne bein støv. For et implantat på ca 50 gram, bruk 10-12 skruer. Titanium skruer tillater osseointegrasjon49.
    1. Advance skruene til en dybde som fullt trenger inn i skallen uten at det påvirker hjernen.
  14. Koble minst en bein skrue til en elektrisk ledende wire for å fungere som en krets bakken.
  15. Etter at all boring er fullført, rengjør skallen av bein støv med en saltvanns vask.
  16. Tørk skallen med bomullspinner eller andre Absorbenter og Påfør et første lag med lim Luting sement (tabell av materialer) til skruene (ikke bruk emalje etsemiddelet på gnager skallen). Denne foreløpige limet Luting sementlag vil øke implantat vedheft og redusere arbeidskraft i senere vedheft trinn.
  17. Fjern det tynne laget av bein igjen på hvert craniectomy sted.
  18. Incise Dura bruker en 30-gauge nål med en bøyd tupp og samtidig unngå eventuelle blodkar. Lengden på snittet samsvarer med dimensjonene til innsetting shuttle.
    1. Hvis det er blødning, skyll manuelt med en mild saltvann drypp og ikke fortsette før blødningen har stoppet.
  19. Hvis flere durectomies blir utført, holde nettsteder fuktig med gel skum eller en annen metode, for eksempel regelmessig vanning med noen få minutter med kroppstemperatur saltvann.
  20. Tørk skallen igjen med bomullspinner eller andre Absorbenter i forberedelse til Luting sement vedheft av basen brikke til skallen.
  21. Plasser det sterile base stykket. Hvis basen brikken vil dekke bregma, merke en annen plassering på en kjent avstand unna som en proxy.
  22. Påfør lim Luting sement rundt omkretsen av basen stykke. Fyll den overholdt basen stykke med saltvann; identifisere og patch eventuelle lekkasjer med selvklebende Luting sement i grensesnittet mellom base brikke og skallen grensesnitt (figur 5).
    Merk: det er avgjørende at basen stykket være helt festet til skallen for å hindre lekkasje av kunstig dural tetningsmasse silikon gel, da dette vil hindre tilstrekkelig vedheft av implantatet til skallen. Dyret er klar til å ha arrays satt inn.

4. Serial innsettinger av arrays og retractions av shuttle (~ 1 h per array)

Merk: denne prosedyren bør prøves ut med en uholdbare enhet, spesielt for implantater med flere array, der én enhet kan forstyrre implantation for påfølgende enheter.

  1. Legg bitene 1 og 2 på uttrekks micromanipulator stempel. Sett arb 1 ' s micromanipulator til en forlenget posisjon og del 3 micromanipulator til en tilbaketrukket posisjon. Stempelet vil gli til en Terminal dybde inne i arb 1. Piece 2 passer innenfor den øverste delen av arb 3, med hullene justert.
    1. Legg arb 3 på innsettings micromanipulator stempelet og fest det med en skrue på undersiden av arb 3 (figur 5a, B).
    2. Legg og skru bitene 2 og 3 sammen, slik at når du flytter innsettings micromanipulator, flyttes hele innsettings apparatet (figur 5c).
    3. Fjern skruen som holder bitene 1 og 2 sammen. Arb 1 beveger seg uavhengig av arb 2, slik at det er mulig å ta separate uttrekk av transporten fra apparatet.
    4. Sett denne skruen inn i lateral hullet i arb 1, vinkelrett på stempelet sporet, til skruen gjelder press på stempelet. Dette sikrer at stykket 1 beveger seg i samsvar med trekke stempelet, som vist i figur 5D. Pass på å velge lateral hullet som ikke vil hindre visjon når apparatet er montert på stereotactic instrumentet.

Figure 5
Figur 5: montering av INSERTER.
(A) montering av arb 3 til micromanipulators. (B) festing av deler 1 og 2 på innsettings apparatet. (C) innsetting brikker med montert elektrode array-innsetting shuttle enhet. (D) tommel skrue Hold arb 1 og 2 sammen fjernet. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Fjern eventuelle gel-skum fra craniectomies. Bruk den virkelige eller proxy-bregma for stereotactic målretting. Når du flytter enheten til innsettings området, må du opprettholde en høyde på minst et par centimeter over hodeskallen.
    1. Unngå lengre perioder av array-shuttle enheten nær skallen eller hjernen for å redusere sjansene for at kondens vil løsne matrisen fra innsetting shuttle før eller under innsetting. Hvis dette skjer, forsøke å heve array-shuttle enhet høyt over hjernen og skallen og vente på det å tørke og re-fester.
  2. Juster implantat koordinater for å unngå overflate blodkar. Som under craniectomy og durectomy, unngå gjennomtrengende fartøy direkte.
  3. Sett enheten raskt inn (~ 25 μm/s), og senk med det stereotactic instrumentet til enheten kommer inn i hjernen. Enheten vil ikke trenge inn i hjernen umiddelbart. Graden av motstand og dimpling vil avhenge av målet plassering og enheten design (f. eks to versus fire Shanks, spiss vinkel), men dimpling vanligvis ikke overstiger 1 mm (figur 6).

Figure 6
Figur 6: array-shuttle innsetting.
Array-shuttle er avansert inn i hjernen til målet dybde. Fire-skaft array-shuttle vist.

  1. En gang i hjernen, lavere med micromanipulator, redusere hastigheten på tilnærming til målet dybde:
    1. Bruk stereotactic armen for å begynne å sette inn ved 25 μm/s.
    2. Bruk micromanipulator til å sette inn ved 10 μm/s når 2 mm til 1 mm over mål dybden.
    3. Langsom innsetting med micromanipulator til 5 μm/s når 1 mm til 500 μm over mål dybden.
    4. Langsom innsetting ytterligere til 1-2 μm/s under den endelige 500 μm til målet.
  2. Visualiser enheten vinger (horisontal Polyimide slange) og poenget med innsetting under senking for å unngå for tidlig shuttle-array avløsning.
  3. Når mål dybden er nådd (figur 7a), bilateralt anker Polyimide vinger til basen stykke feste steder via lett kureres akryl eller et annet lim som Cyanoacrylate (tabell av materialer). Tørr, om nødvendig, vingene eller festepunkt på basen stykke, som kondens kan samle på disse overflatene og forhindre vedheft. Hvis synlighet eller andre plassbegrensninger krever, er forankring i bare én Polyimide vinge vanligvis tilstrekkelig.
  4. Før oppløsning, vil PEG vises som en globular masse sitter oppå array og innsetting shuttle grensesnitt (figur 7a). Oppløse PEG ved forsiktig dryppende kroppstemperatur saltvann på matrisen på det punktet der det er overholdt shuttle. Hvor lang tid dette krever vil avhenge av Molekylvekten av PEG valgt og fullstendig oppløsning kan verifiseres med direkte visualisering. Når PEG er helt oppløst grensene for arrays vil være helt merkes fra shuttle og brikke 1 (figur 7b).

Figure 7
Figur 7: tilbaketrekking av shuttle.
(A) tethering av vinger før tilbaketrekking. To-skaft array og shuttle vist. (B) Peg oppløsning og vinge vedheft med skaft funksjon (sirkel, blå) som gir mulighet for visuell bekreftelse av vellykket Decoupling av array og shuttle under tilbaketrekking. (C) en vellykket array innsetting etter innsetting shuttle har blitt trukket tilbake. (D) base brikke med silikon gel fyller for en enkelt to-skaft array innsetting. Den lave viskositet silikon gel som brukes har en blå nyanse. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

  1. Bruk uttrekks micromanipulator til å trekke tilbake transporten langsomt. Fortsett saltvann vanning (~ 1 drop/s) på matrisen blir trukket tilbake. Bruk hastigheter på tilbaketrekking som er de samme som innsettings hastigheten på relevante avstander fra mål dybden:
    1. Trekk tilbake ved hjelp av micromanipulator ved 1-2 μm/s fra mål dybden til-500 μm.
    2. Øk hastigheten på tilbaketrekkingen ved hjelp av micromanipulator ved 5 μm/s når-500 μm til-1 mm.
    3. Hastighet opp tilbaketrekkingen ved hjelp av micromanipulator ved 10 μm/s når-1 mm til-2 mm.
    4. Trekk tilbake med stereotactic armen ved 25 μm/s fra-2 mm fra målet og oppover.
  2. Visualiser grensesnittet mellom matrisen og innsettings transporten under tilbaketrekking. Polymer array vil tydelig skille fra shuttle og vises gjennomskinnelig som shuttle er trukket tilbake ved halv runde krysset mellom Shanks av innsetting shuttle (figur 7b).
  3. Fjern array-kontakten fra arb 2 og Flytt til et sted som ikke vil forstyrre etterfølgende innsettinger. Den polymer elektrode array er nå i hjernen og ikke lenger er koblet til stereotactic instrumentet (figur 7C). Fjern innsettings transporten og annen innsettings maskinvare.
  4. For flere innsettinger, Gjenta trinn 4.1-4.9; ikke gå videre til neste avsnitt til alle ønskede matriser er satt inn. Det er dårlig råd å sette inn to enheter innen 250 μm av hverandre, som liten bukker av enheten bånd mellom hjernen og vinger i strekkavlastning regionen kan forlenge minst så langt.

5. implantat konstruksjon (~ 2 h)

  1. Etter den siste array innsetting, tom saltvann fra basen brikke ved hjelp av en pipette eller bomullspinne, være forsiktig med å forstyrre implantert arrays eller bånd.
  2. Fyll craniectomies og basen stykke med lav viskositet silikon elastomer, eller andre kunstige dural fugemasse. Tillat det å kurere (figur 7d). Når du har flere innsettinger, plasserer du maskinvare kontaktene der de ikke forstyrrer (figur 8a). Hensiktsmessig orientere array kontakter, og konstruere implantat, slik at båndene er i sin endelige ønsket posisjon.
  3. Dekk til arrays, array bånd og kontakter i middels viskositet silikon elastomer. Gi spesiell oppmerksomhet til polymer-kontakten grensesnitt, da dette Soft-hard materiale grensesnittet er utsatt for skade. Dekk array bånd helt slik at når middels viskositet silikon botemidler, de er immobilisert.
  4. Legg de elastomer enhetene i det utformede etuiet.
  5. Forsterk implantat basen med Dental akryl. Ikke la akryl komme i direkte kontakt med array bånd fordi utvidelse av akryl mens det kurer kan skade ledende spor.
  6. Påfør Bupivicain og bacitracin salve rundt snittet.
  7. Lukk snittet med 4-0 nylon sting og huden lim.

6. omsorg for gjenvinning og implantat

  1. Fjern dyret fra stereotactic instrumentet og plasser på siden på en varmepute.
  2. Gi subkutan injeksjon av varm ringe løsning (5 – 10 mL) for å hydrere dyret.
  3. En gang dyr er locomoting (10 – 60 min), forflytning å en bur med halvparten av byrået under en oppvarming pute for 37 ° c for 2-3 dager.
  4. Under en varmepute, gi tilgang til myknet mat og vann.
  5. Injiser dyr med 2 mg/kg meloksikam hver 24 h (subkutan eller oral administrasjon) for 1 uke etter behov for smerte kontroll.
  6. La rotte 1-2 uker å helbrede og justere til implantatet vekt (figur 8B).
  7. Utfør regelmessig klorheksidin vask av vevet rundt implantatet og daglig inspeksjon for irritasjon, infeksjon, eller dehiscence.

Figure 8
Figur 8: flere innsatte matriser og rotte etter utvinning fra implantation. (A) maskinvare kontakter på steder som ikke forstyrrer etterfølgende innsettinger. (B) en 1 024-kanals, kronisk polymer array implantat. Gjengitt med tillatelse fra Nevron [supplerende figur 1H]1. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Representative Results

Etter denne protokollen, en 1 024-kanals nevrale implantat opptak gitt 375 enkeltenheter1 (sortert med MountainSort50, støy overlapping < 0,03, isolasjon > 0,96, 512 kanaler som brukes for enkelt enhet opptak, figur 9a). Denne protokollen kan brukes til å implantatet forskjellige antall enheter, med ulike kanal tellinger og spesifikasjoner, til ulike kombinasjoner av opptaks mål. Benytter det likt protokollen, enkelt enhet innspillingen levetid er blitt bevist for det vil si 160 dager1 inne data fra 19 anordninger (18 32-kanalen anordninger inne prefrontal barken, 1 64-kanalen apparat inne orbitofrontal cortex) vannrett tre annerledes rotter ( Figur 9B). En av de tre dyrene hadde en digital elektrisk feil som resulterer i en manglende evne til å spille inn fra fire enheter. Av de resterende 15/19 enheter, var det en innspilling yield gjennomsnitt på ~ 1 enkelt enhet per kanal. Individuelle enheter hadde gir av bare noen få enkeltenheter opp til ~ 2 enheter per kanal. Det er typisk å se svært forskjellig avkastning på enheter implantert i samme dyr i samme region.

I tillegg, et annet kirurgisk team etter protokollen beskrevet her implantert seks ekstra dyr hver med en kombinasjon av 4-6 32-kanals enheter rettet mot orbitofrontal cortex og nucleus accumbens, og en sperrende Hyperdrive (totalt implantat vekt ca 50 g). Ett dyr hadde et implantat løsner innen en måned etter operasjonen. En andre dyr døde under post-operative utvinning perioden, sannsynligvis ikke er relatert til protokollen trinnene som er beskrevet her. De resterende fire dyrene forble friske med stabile implantater som for lengden på eksperimentet, som varte 4-11 måneder. Antall enkeltenheter var de samme som tidligere rapportert for 32-enheter.

Figure 9
Figur 9: én-enhet yield og opptak levetid.
(A) antall antatte enkelt enhet klynger fra 512 kanaler (av 1 024-kanals implantat), lagdelt av kvalitet metriske terskler. Automatiserte håndplukking med MountainSort (støy overlapping 0,03, isolering 0,96, svart boks i øvre høyre) resulterte i identifisering av 375 enkeltenheter fra de 512 kanaler. Gjengitt med tillatelse fra Nevron [figur 2A]1. (B) single-enhet gir for polymer arrays per kanal (venstre y-akse) eller per 16-kanals skaft (høyre y-akse) over 160 dager etter implantat (x-akse) i rotter. Heltrukket linje er gjennomsnittet celle yield over 8 Shanks, stiplede linjer ± 1 SE. individuelle tids punkter per skaft vises som fargekodede prikker etter region. Gjengitt med tillatelse fra Nevron [figur 3A]1. Vennligst klikk her for å se en større versjon av dette tallet.

Discussion

Dette er en metode for implantation av flere polymer elektrode rekker å distribueres hjernen områder for innspilling av enkeltenheter over måneder. Denne metoden representerer en 8x økning i opptaks kanaler og 4X økning i antall innsettinger fra nærmeste stor skala polymer-array basert system2,3. At systemet benyttet en polymer mesh injeksjon-basert system i mus, men ikke rapportere et absolutt antall antatte enkeltenheter og dermed en sammenligning av enkelt Nevron yield er ikke mulig.

Metoden for innsetting av en fleksibel enhet er basert på en tidligere protokoll fra Felix et al.39, med viktige modifikasjoner: en tre-brikke innsetting apparat for uavhengig bevegelse av silisium shuttle under tilbaketrekking, og tethering av array på sin mål dybde før tilbaketrekking av shuttle, som til sammen eliminerer behovet for rask uttak beskrevet i den opprinnelige protokollen. Disse endringene redusere vevsskade og opprettholde array stabilitet under tilbaketrekking av shuttle. Andre fleksible strategier for enhets implantat, for eksempel midlertidig stivne av enheter med bio-dissolvable materialer, er kompatible med påfølgende trinn i denne protokollen. Sikring av enheter i implantatet nødvendig integrere tidligere validerte strategier for å dekke hjernen og beskytte den delikate enheten bånd.

På grunn av deres skjørhet, omsorg og oppmerksomhet er nødvendig for å unngå direkte kontakt eller på annen måte overføre kraft til polymer elektrode arrays og silisium innsetting shuttle. Spesielt når du arbeider med flere enheter, bør innsetting observeres under et mikroskop for å unngå interferens med en enhet med en annen. Generelt er det mulig å håndtere en elektrode matrise forsiktig med plast tippet tang, unngå spor. En slik strategi er hensiktsmessig, for eksempel hvis polymer elektrode array begynner å trekke tilbake med innsetting shuttle. Dette kan skje hvis PEG ikke er helt oppløst, eller på grunn av overflatespenning av saltvann eller CSF mellom polymer og silisium.

En av de vanligste utvinnbare feilene er array avløsning fra innsetting shuttle. Dette kan skje ved innsetting, som hjernen Dimples og trykk på enheten spissen øker, hvis array og shuttle er ufullkomment justert eller hvis kondens har delvis oppløst PINNEN. Å re-følge en matrise, heve den så høyt som mulig over hjernen overflaten og vente på den tørke (ca 5 min).

Et kritisk aspekt ved planlegging av en multi-array implantat kirurgi er utformingen av basen brikke for å imøtekomme alle implantat mål og sitte uten hull mot konturen av skallen. Basen stykket er en liten plast stykke som er festet til skallen etter skallen rengjøring, Skrue plassering, og delvis craniectomies, før innsetting av arrays. Den har tre funksjoner: 1) for å holde saltvann for oppløsning av PEG følgende array innsetting, men før silisium shuttle tilbaketrekking, 2) å gi et sted over skallen overflaten som arrays kan festes ved Polyimide vinger, og dermed tillater strekkavlastning langs båndet over sitt innsettingspunkt i hjernen, og 3) for å holde kunstig dural tetningsmasse, som stabiliserer og beskytter arrays og hjernen. Basen brikken kan fashioned for hånd eller 3D-trykt. Det ble observert at drenering og tørking basen stykke saltvann er svært viktig foregående enhet innsetting. Disse trinnene forhindrer kondens og separasjon av matrisen og innsetting shuttle. Tørking basen brikken er også avgjørende for å fylle basen stykke med kunstig dural fugemasse. Det er også viktig at basen brikken ikke lekker, som en film av silikon gel er vanskelig å fjerne fra skallen og vil hindre vedheft av Dental akryl for pålitelig kronisk vedlegg av implantatet til skallen. Det er forventet at enhver lav viskositet, biokompatible silikon elastomer kan brukes til å fylle craniectomies og base brikke, med en høyere viskositet silikon elastomer rundt den og den eksponerte polymer array bånd.

Fremskritt i polymer nanofabrication vil oversette til polymer-baserte elektrode arrays, redusere funksjonen størrelser og øke mulig antall elektroder i en matrise nærmere de av silisium-enheter15,16,17 ,18,19. Tilsvarende vil de tverrsnitt områder av polymer enheter krympe sammen med funksjons størrelser, og gir enda bedre biokompatibilitet8. Igjen, som oppnås med silisium enheter, integrasjon med forsterke, digitalisering, og multipleksing chips17 vil ytterligere aktivere større skala nevrale opptak.

Disclosures

JD og L.M.F. er oppfinnere på en ventende patent knyttet til arbeidet som er beskrevet her.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av NINDS gi U01NS090537 til L. M. F og V.M.T., NIMH gi F30MH109292 til J. E. C, og NIMH gi F30MH115582 til H.R.J. J.E.C. og H.R.J. er også støttet av NIGMS MSTP Grant #T32GM007618. Flatiron Institute er en divisjon av Simons Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D Printed Stereotax Adapter Parts (3) and Base Piece (1) N/A N/A 3d print parts, suggest <30 μm resolution for minimal hand finishing of parts. Files available at:
https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3dParts
Dental Acrylic (Hygenic Repair Resin, Coltene type II quick set) Colten/Whaledent 8886784, 8881627 Dental acrylic for use during implant construction
Hydraulic Micromanipulator (x2) Narishige Group MO-10 1-axis micromanipulator
Kapton Polyimide Tape Bertech PPTDE-1/2 Double-sided tape
Kopf Stereotax Arm  Kopf Instruments 103088R, 103088L Standard rodent stereotax
Light Curable Dental Acrylic, Vivid Flow Coltene/Whaledent D33-01-00 Light curable dental acrylic for use during implant construction
Loctite Gel Control  Henkel Corp.  234790 1364076 1735574 1752699 Cyanoacrylate for adhering silicon shuttle to corresponding 3d printed part
Metabond Quick Cement Parkell S380 For direct application to skull to create strong connection between skull and implant
Polymer Electrode Arrays and Silicon Insertion Shuttles Lawrence-Livermore National Laboratory N/A Fabricated at Lawrence-Livermore National Laboratory, polyimide electrode arrays, silicon insertion shuttle
Silicone Gel Kit, Low Viscosity Dow Corning 03/80 Low-viscosity silicone gel for filling of 3d printed base piece
Silicone, Medium-Viscosity Kit World Precision Instruments  Kwik-Sil Medium-viscosity silicone gel for protection of polymer electrode arrays

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Chung, J. E., et al. High-Density, Long-Lasting, and Multi-region Electrophysiological Recordings Using Polymer Electrode Arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
  2. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (47), E10046-E10055 (2017).
  3. Fu, T. M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13 (10), 875-882 (2016).
  4. Gilletti, A., Muthuswamy, J. Brain micromotion around implants in the rodent somatosensory cortex. Journal of Neural Engineering. 3 (3), 189-195 (2006).
  5. Jeong, J. W., et al. Soft Materials in Neuroengineering for Hard Problems in Neuroscience. Neuron. 86 (1), 175-186 (2015).
  6. Kim, T. I., et al. Injectable, cellular-scale optoelectronics with applications for wireless optogenetics. Science. 340 (6129), 211-216 (2013).
  7. Lee, H. C., et al. Histological evaluation of flexible neural implants; flexibility limit for reducing the tissue response? Journal of Neural Engineering. 14 (3), (2017).
  8. Luan, L., et al. Ultraflexible nanoelectronic probes form reliable, glial scar-free neural integration. Science Advances. 3 (2), (2017).
  9. Schuhmann, T. G. Jr, et al. Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  10. Dhawale, A. K., et al. Automated long-term recording and analysis of neural activity in behaving animals. Elife. 6, (2017).
  11. Schwarz, D. A., et al. Chronic,wireless recordings of large-scale brain activity in freely moving rhesus monkeys. Nature Methods. 11 (6), 670-676 (2014).
  12. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  13. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  14. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  15. High-Density Cmos Neural Probe Implementing a Hierarchical Addressing Scheme for 1600 Recording Sites and 32 Output Channels. Herbawi, A. S., Kiessner, L., Paul, O., Ruther, P. 2017 19th International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers), , 20-23 (2017).
  16. Raducanu, B. C., et al. Time Multiplexed Active Neural Probe with 1356 Parallel Recording Sites. Sensors (Basel). 17 (10), (2017).
  17. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  18. Lopez, C. M., et al. A Neural Probe With Up to 966 Electrodes and Up to 384 Configurable Channels in 0.13 mu m SOI CMOS. Ieee Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 11 (3), 510-522 (2017).
  19. Scholvin, J., et al. Close-Packed Silicon Microelectrodes for Scalable Spatially Oversampled Neural Recording. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 63 (1), 120-130 (2016).
  20. Bernatchez, S. F., Parks, P. J., Gibbons, D. F. Interaction of macrophages with fibrous materials in vitro. Biomaterials. 17 (21), 2077-2086 (1996).
  21. Sanders, J. E., Stiles, C. E., Hayes, C. L. Tissue response to single-polymer fibers of varying diameters: Evaluation of fibrous encapsulation and macrophage density. Journal of Biomedical Materials Research. 52 (1), 231-237 (2000).
  22. Seymour, J. P., Kipke, D. R. Neural probe design for reduced tissue encapsulation in CNS. Biomaterials. 28 (25), 3594-3607 (2007).
  23. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  24. Thelin, J., et al. Implant Size and Fixation Mode Strongly Influence Tissue Reactions in the CNS. PLoS One. 6 (1), (2011).
  25. Mols, K., Musa, S., Nuttin, B., Lagae, L., Bonin, V. In vivo characterization of the electrophysiological and astrocytic responses to a silicon neuroprobe implanted in the mouse neocortex. Science Reports. 7 (1), 15642 (2017).
  26. Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex. PLoS One. 11 (3), e0151180 (2016).
  27. Kim, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull. Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).
  28. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. The brain tissue response to implanted silicon microelectrode arrays is increased when the device is tethered to the skull. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (1), 169-178 (2007).
  29. Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews Materials. 1 (10), (2016).
  30. Geddes, L. A., Roeder, R. Criteria for the selection of materials for implanted electrodes. Annals of Biomedical Engineering. 31 (7), 879-890 (2003).
  31. Fattahi, P., Yang, G., Kim, G., Abidian, M. R. A Review of Organic and Inorganic Biomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 26 (12), 1846-1885 (2014).
  32. Weltman, A., Yoo, J., Meng, E. Flexible, Penetrating Brain Probes Enabled by Advances in Polymer Microfabrication. Micromachines. 7 (10), (2016).
  33. Ware, T., et al. Fabrication of Responsive, Softening Neural Interfaces. Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).
  34. Harris, J. P., et al. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8 (6), (2011).
  35. Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 48 (3), 361-371 (2001).
  36. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 mu m diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), (2015).
  37. Xiang, Z. L., et al. Ultra-thin flexible polyimide neural probe embedded in a dissolvable maltose-coated microneedle. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24 (6), (2014).
  38. Felix, S., et al. Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Conference Proceedings of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 871-874 (2012).
  39. Felix, S. H., et al. Insertion of flexible neural probes using rigid stiffeners attached with biodissolvable adhesive. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
  40. Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain. Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).
  41. Joo, H. R., Fan, J. L., Chen, S., et al. A microfabricated, 3D-sharpened silicon shuttle for insertion of flexible electrode arrays through dura mater into brain. J Neural Eng. , (2009).
  42. Sohal, H. S., et al. The sinusoidal probe: a new approach to improve electrode longevity. Frontiers in Neuroengineering. 7, 10 (2014).
  43. Kim, B. J., et al. 3D Parylene sheath neural probe for chronic recordings. Journal of Neural Engineering. 10 (4), (2013).
  44. Zhao, Z., et al. Parallel, minimally-invasive implantation of ultra-flexible neural electrode arrays. Journal of Neural Engineering. , (2019).
  45. Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Frontiers in Neuroengineering. 6, 6 (2013).
  46. Hanson, T. L., Diaz-Botia, C. A., Kharazia, V., Maharbiz, M. M., Sabes, P. N. The “sewing machine” for minimally invasive neural recording. bioRxiv. , (2019).
  47. Jackson, N., Muthuswamy, J. Artificial dural sealant that allows multiple penetrations of implantable brain probes. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 147-152 (2008).
  48. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), (2012).
  49. Bothe, R. T., Beaton, K. E., Davenport, H. A. Reaction of Bone to Multiple Metallic Implants. Surgery, Gynecology and Obstetrics. 71, 598-602 (1940).
  50. Chung, J. E., et al. A Fully Automated Approach to Spike Sorting. Neuron. 95 (6), 1381-1394 (2017).

Tags

Nevrovitenskap microelectrode arrays polymer nevrale sonder polymer elektrode arrays kronisk implantation elektrofysiologi gnager lokale feltet potensial Single-enhet Nevron multi-site innspilling
Kronisk implantation av flere fleksible polymer elektrode rekker
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Chung, J. E., Joo, H. R., Smyth, C.… More

Chung, J. E., Joo, H. R., Smyth, C. N., Fan, J. L., Geaghan-Breiner, C., Liang, H., Liu, D. F., Roumis, D., Chen, S., Lee, K. Y., Pebbles, J. A., Tooker, A. C., Tolosa, V. M., Frank, L. M. Chronic Implantation of Multiple Flexible Polymer Electrode Arrays. J. Vis. Exp. (152), e59957, doi:10.3791/59957 (2019).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter