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Neuroscience

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Published: October 4, 2019 doi: 10.3791/59957
Automatic Translation
*1,2, *1,2, 2, 3, 2, 2, 3, 2, 4,5, 4, 4, 4, 4,5, 2,6
1Medical Scientist Training Program and Neuroscience Graduate Program, University of California San Francisco, 2Kavli Institute for Fundamental Neuroscience, Center for Integrative Neuroscience, and Department of Physiology, University of California San Francisco, 3Bioengineering Graduate Program, University of California San Francisco, 4Center for Micro- and Nanotechnology, Lawrence Livermore National Laboratory, 5Neuralink Corp., 6Howard Hughes Medical Institute
* These authors contributed equally

Summary

Unten beschrieben ist ein Verfahren zur Implantation mehrerer Polymerelektrodenarrays über anatomisch entfernte Hirnregionen zur chronischen elektrophysiologischen Aufzeichnung bei frei beweglichen Ratten. Vorbereitung und chirurgische Implantation werden ausführlich beschrieben, wobei der Schwerpunkt auf Designprinzipien liegt, die die Anpassung dieser Methoden für den Einsatz bei anderen Arten leiten.

Abstract

Gleichzeitige Aufnahmen von großen Populationen einzelner Neuronen über Monate bis Jahre hinweg werden neue Wege der wissenschaftlichen und klinischen Entwicklung ermöglichen. Die Verwendung von flexiblen Polymerelektroden-Arrays kann eine langanhaltende Aufnahme unterstützen, aber die gleichen mechanischen Eigenschaften, die eine Langlebigkeit der Aufnahme ermöglichen, machen mehrere Einfügungen und die Integration in ein chronisches Implantat zu einer Herausforderung. Hier ist eine Methode, mit der mehrere Polymerelektroden-Arrays auf einen relativ räumlich unbeschränkten Satz von Hirnbereichen ausgerichtet werden können.

Das Verfahren verwendet Dünnschicht-Polymer-Geräte, die aufgrund ihrer Biokompatibilität und Fähigkeit ausgewählt wurden, langfristige und stabile elektrophysiologische Aufnahmeschnittstellen zu erreichen. Das resultierende Implantat ermöglicht eine genaue und flexible Ausrichtung auf anatomisch entfernte Regionen, eine monatelange physikalische Stabilität und eine robustheit gegenüber elektrischem Rauschen. Die Methodik unterstützt bis zu sechzehn seriell eingefügte Geräte für acht verschiedene anatomische Ziele. Wie bereits gezeigt, ist die Methodik in der Lage, von 1024 Kanälen aufzuzeichnen. Von diesen ergaben die 512 Kanäle in dieser Demonstration, die für die Einzelneuronaufnahme verwendet wurden, 375 einzelne Einheiten, die auf sechs Aufnahmestandorte verteilt waren. Wichtig ist, dass diese Methode auch einzelne Einheiten für mindestens 160 Tage aufzeichnen kann.

Diese Implantationsstrategie, einschließlich der vorübergehenden Abstützung jedes Geräts mit einem versenkbaren Silizium-Einschub-Shuttle, beinhaltet das Anheben von Geräten in ihren Zieltiefen an ein schädelhaftes Kunststoff-Basisstück, das für jeden Aufnahmesatz maßgeschneidert ist. Und Stabilisierung/Schutz der Geräte in einem silikongefüllten, kundenspezifischen Kunststoffgehäuse. Ebenfalls behandelt wird die Vorbereitung von Geräten für die Implantation und Designprinzipien, die die Anpassung an verschiedene Kombinationen von Gehirnbereichen oder Array-Designs leiten sollten.

Introduction

Ein ideales neuronales Implantat würde von einer sehr großen Anzahl von einzelnen Neuronen in verteilten Gehirnbereichen über Wochen bis Monate aufzeichnen. Flexible Polymerelektroden-Arrays liefern elektrophysiologische Aufnahmen mit der Langlebigkeit, die monatelang aufgezeichnet werden kann, und der Stabilität, einzelne Neuronen1,2,3zu verfolgen. Jedoch, die gleichen mechanischen Eigenschaften, die Scherschäden reduzieren4 und verleihen Biokompatibilität und Aufnahmefähigkeit2,3,5,6,7, 8 stellen eine Herausforderung für ihre Einfügung in das Gehirn im Vergleich zu ihren starren Gegenstücken dar. Frühere Arbeiten erreichten maximal vier 32-Kanal-Arrays, aber die Gesamtausbeute sortierter vermeintlicher Einzelneuronen ist nicht gemeldet2,3,9. Umgekehrt wurden Silizium-basierte Elektroden-Arrays in Implantaten mit hoher Dichte und mehreren Regionen verwendet, aber diese Technologien haben entweder nicht die Fähigkeit, Spitzen von Neuronen über Monate (Lebensdauer) aufzuzeichnen oder dieselben Neuronen (Stabilität) auf dieser Zeitskala zu verfolgen, oder die Dichte, die von Hunderten von einzelnen Neuronen über mehrere Hirnregionen hinweg aufzuzeichnen ist. Das hier vorgestellte Verfahren überwindet die geringe Anzahl von Einfügungen in aktuelle Polymerelektroden-Array-basierte Methoden und bietet so Mittel für die elektrophysiologische Erfassung einer großen Anzahl einzelner Neuronen in mehreren anatomisch entfernten Regionen für Monate, mit der Stabilität, von den gleichen einzelnen Neuronen über viele Tage aufzuzeichnen.

Es gibt einige Diskussionen über die Bedeutung der Verwendung eines Polymersubstrats anstelle von Mikrodraht- oder Silizium-basierten Strategien. Wie Dhawale et al.10zeigen, sind Mikrodrähte in der Tat in der Lage, monatelange stabile Aufnahmen bei Nagetieren zu machen, obwohl die Implantate auf 16 Tetrodes in einer einzigen Region beschränkt waren. Die Skalierung der Größe des Mikrodrahtimplantats erreicht eine relativ hohe Obergrenze, wobei bis zu 1792 implantierte Kanäle bei einem nichtmenschlichen Primaten11erreicht werden. Die Konstruktion der Mikrodraht-Arrays ist jedoch mit Silizium-Nanofertigungsverfahren nicht kompatibel und daher extrem zeitaufwändig, so dass die manuelle Handhabung jedes Kanals während der Konstruktion12,13 erforderlich ist. ,14. Daher ist nicht klar, ob diese Technologie eine Größenordnungszunahme bei Aufnahmekanälen unterstützen könnte.

Aktuelle Siliziumgeräte können Hunderte oder sogar über tausend Elektroden auf einem einzigen monolithischen Gerätplatzieren 15,16,17,18,19. Die neuesten Silizium-Fertigungsprozesse erzeugen Geräte mit kleineren Querschnittsflächen, unabhängig vom Material, was zu einer geringeren Gliaaktivierung20,21,22,23 ,24 und mehr konforme Geräte. Es gibt eine Variabilität in Berichten über Siliziumsonde Einzeleinheit Aufzeichnung Langlebigkeit, mit einigen darauf hindeutet, dass relativ große Silizium-Sonden können langfristige Aufzeichnung25,26liefern. Bemerkenswert ist, dass die neuesten kommerziell erhältlichen Siliziumgeräte17 die Langlebigkeit haben, die für mehrere Monate aufzuzeichnen ist, und Querschnittsflächen haben, die den bei der hier beschriebenen Methode sehr ähnlich sind (Jun et al. 201717: 70 x 20 m, geräte, die hier und in Chung et al. 2019 beschrieben werden,1: 68 'm – 80 'm x 14 'm). Aufgrund der unterschiedlichen Stabilität wurde dieser Sonde nicht nachgewiesen, dass sie in der Lage ist, über Wochen von den gleichen Neuronen aufzuzeichnen. Dies ist wahrscheinlich auf eine Kombination aus der Verwendung von starrem Silizium sowie direkte Tethering an den Schädel, bekannt, Mikrobewegung, Instabilität und Gliose an der Array-Gehirn-Schnittstelleverursachen 27,28. Um ein Gerät zu konstruieren, das sich mit dem Neuronalgewebe bewegen kann, werden Materialien benötigt, die weichsind 5,29 und flexibel7. Viele verfügbare Polymere (siehe Geddes und Roeder30, Fattahi et al.31und Weltman et al.32 für Reviews) haben die Flexibilität und Stabilität von Mikrodrähten und sind auch mit den Nanoherstellungsprozessen kompatibel, die die dichte Verpackung von Silizium-Geräten.

Mehrere fragen nach der neuronalen Implantation sind spezifisch für die Verwendung flexibler Polymerelektroden-Arrays. Die erste davon ist das Einfügen des Arrays, da flexible Arrays nicht die Steifigkeit haben, um wie Silizium- oder Mikrodraht-basierte Strategien ins Gehirn vorgerückt zu werden. Die meisten Einfügestrategien für flexible Geräte hängen von einer vorübergehenden Versteifung des Substrats ab, wie dies bei dieser Methode der Fall ist (siehe Weltman et al.32 zur Überprüfung). Es gibt fünf bemerkenswerte Strategien, die nicht von einem starren Shuttle nutzen. Erstens gibt es Methoden, die Materialien verwenden, die von starr zu konform nach der Implantation33,34übergehen. Ein Nachteil dieser Strategie ist, dass sie einen relativ großen Querschnittsbereich benötigt, um die Kraft zu erreichen, die für das Eindringen von Hirngewebe erforderlich ist, bevor sie knickt, wie es Eulers Knickkraftberechnung35vorschreibt. Diese Zunahme der Querschnittsfläche wirkt sich negativ auf die Gesundheit des umgebenden Gewebes20,21,22,23,24. Zweitens ist die Verwendung einer abnehmbaren Stützstruktur über dem Gehirn36, obwohl dies erfordert zeitaufwändige Entfernung oder Auflösung des Gerüstes, um eine minimale nicht unterstützte Länge (und hohe Knickkraft) zu halten. Alternativ müsste das Array mit einer längeren, nicht unterstützten Länge eingefügt werden, wodurch ein steiferes Arraysubstrat oder ein größerer Arrayquerschnitt erforderlich ist. Drittens ist die Vorpenetration, um ein Loch für das flexible Array zu öffnen, das anschließend in35eingefügt werden soll. Dies erfordert eine präzise Neuausrichtung oder einen relativ großen Vordurchdringungsdurchmesser sowie eine Steifigkeit des Elektrodenarrays und eine Querschnittsfläche, um ein nicht unterstütztes Einführen zu ermöglichen. Viertens ist die Verwendung von lösbaren Beschichtungen, um das flexible Gerät zu versteifen. Dies erhöht den Querschnittsbereich und die akuten Schäden durch das Einsetzen erheblich, auch wenn besondere Vorsichtsmaßnahmen getroffen werden, um die scharfe Spitze eines Geräts zu erhalten37. Fünftens ist die Injektion des Polymer-Arrays. Diese Strategie hat Erfolg bei der Erreichung von Implantaten mit bis zu vier 32-ch-Einfügungen2, erfordert aber die Verwendung einer viel größeren Querschnittsfläche für das Einführen, ein 250 -m – 1,5 mm Außendurchmesser Glaskapillarrohr9, was größere akute Schäden verursacht. Im Gegensatz dazu ermöglicht die Verwendung eines abnehmbaren Shuttles beim Hinzufügen eines Querschnittsbereichs zum akuten Eineinsetzen die Verwendung möglichst steifer Materialien und kann daher die theoretische Mindestgröße beim Einsetzen eines beliebig flexiblen Geräts sein. Somit ist das Einsetzen mit einem starren Shuttle derzeit die attraktivste Option für das Einsetzen flexibler Geräte.

Es gibt zwei Anforderungen an jeden Insertions-Shuttle-Ansatz: ein entsprechend steifes Substrat und eine Möglichkeit, das flexible Gerät mit dem Substrat zu koppeln. Einsetzen Shuttle Materialien sind in der Regel Silizium38,39,40,41, Edelstahl8,42, oder Wolfram43,44, 45, mit steiferen Materialien, die kleinere Querschnittsflächen ermöglichen. Diese werden typischerweise mit einem Klebstoff wie Polyethylenglykol (PEG)8,38,39,42,43, elektrostatischeN Kräften40oder physikalische Kupplung45,46. In allen Fällen sind die Herausforderungen die Ausrichtung und Kopplung des Elektrodenarrays und des Einsteckshuttles vor dem Einsetzen und Entkoppeln nach dem Einsetzen. Nachfolgend wird eine Verfeinerung der von Felix et al.39 eingeführten Methode zur vorübergehenden Abstütze des Elektroden-Arrays mit einem Silizium-Einschub-Shuttle durchgeführt, der mit PEG befestigt ist und nach dem Einsetzen des Arrays in seine Zieltiefe entfernt wird.

Eine zweite Herausforderung, die flexible Geräte innerhalb eines chronischen Implantats darstellen, besteht darin, das Gerät im Gehirn zu stabilisieren und gleichzeitig die Integration des Geräts in ein Implantat am Schädel zu ermöglichen. Das Gehirn bewegt sich relativ zum Schädel aufgrund natürlicher Pulsationen, posttraumatischeödem Veränderungen, Stöße und andere Ursachen, und die Elektroden-Array muss daher zumindest etwas frei sein, relativ zu bewegen, wo es auf dem Schädel und Aufnahme-Hardware befestigt ist. Dies wird mit einem 3D-gedruckten Kunststoff-Basisstück erreicht, das speziell für jeden Satz von Implantatzielen entworfen wurde und mehrere Funktionen hat: ein Kochbananenreservoir während der Implantation, die Position, um die Polymer-Arrays zu stützen, und gehäusefür Silikongel. Die Tethering-Position über dem Schädel und Silikongel arbeiten zusammen, um einen größeren Krümmungsradius für das Array zu schaffen und dadurch größere Druckkräfte auf dem Array zu ermöglichen. Dies wiederum ermöglicht die Bewegung des Gehirns relativ zu den Ankerpunkten des Arrays (Schädels), um in Knicklast übersetzt zu werden.

Weitere Herausforderungen sind die Notwendigkeit, mehrere Arrays zu beherbergen und eine ausreichende Zugentlastung für das Tier zu bieten, sich frei zu verhalten, ohne Vibrationen oder Schlagkräfte auf die Elektroden-Arrays zu übertragen, was Bewegung im Verhältnis zu neuronalem Gewebe verursachen kann. Anpassungen an Lösungen, die in ähnlichen Anwendungen verwendet wurden, bei denen das Gehirn im Verhältnis zu einem starren Aufzeichnungsfenster stabil sein muss, haben diese Herausforderung angegangen. Ein künstliches durales Silikongel(Table of Materials), das sich zuvor als ungiftig erwiesen hat und die AUStreten des CSF47verhindert, bietet gegendruck zum Gehirn, um äußere Schwellungen zu verhindern und die Anordnung bei die Gehirnoberfläche. Eine zusätzliche Schutzschicht wird den Gerätebändern durch das mittelviskose, chirurgische Silikonelastomer hinzugefügt, das zuvor für den Einsatz bei der Abdichtung chronischer neuronaler Elektrodenimplantate48nachgewiesen wurde. Schließlich ist das silikongepufferte Implantat und die Kopfbühne mit 3D-gedruckten Stücken ummantelt, die speziell für die Aufrechterhaltung eines niedrigen Massenmittelpunkts für eine minimale Reduzierung der normalen Beweglichkeit des Tieres entwickelt wurden.

Dieses Protokoll beginnt mit einem flexiblen Polymer-Mikroelektroden-Array, das an einem Silizium-Einsteckshuttle montiert ist. Es geht mit der Montage des Array-Shuttle-Geräts an den 3D-gedruckten Einsteckstücken vor, beschreibt die chirurgische Technik und die Implantationsschritte, die erforderlich sind, um ein Tier erfolgreich zu implantieren, und ist in der Lage, sechzehn Polymer-Multielektroden zu unterstützen. Arrays, die in acht anatomisch entfernten Regionen in einer einzigen Ratte implantiert wurden1.

Dieses Protokoll nimmt die Ausgangsmaterialien von Polymerelektroden-Arrays an, die durch den biodislöslichen Klebstoff Polyethylenglykol (PEG) an einem Silizium-Einschub-Shuttle befestigt sind, wie in Felix et al.39dargestellt, und mindestens zwei unabhängig bewegliche Teile: eine, an die der Silizium-Shuttle geklebt wird und an die der Stecker des Elektroden-Arrays geklebt wird. Dieses Protokoll verwendet auch ein drittes Einsteckstück, um die beiden Einsteckstücke sicherer an einem Mikron-Mikromanipulator zu befestigen. Alle Dateien für den 3D-Druck finden Sie unter: https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3DParts

Jedes Polymerelektroden-Array, das bei diesem Verfahren verwendet wird, besteht aus zwei bis vier Aufnahmeschäften, einem Band, das die elektrischen Spuren transportiert, und am Ende des Bandes aus einem Hardware-Stecker oder einer Leiterplatte. Das Elektroden-Array und das Band sind auf dem Silizium-Shuttle mit PEG fixiert. Jedes Band hat ein 2 cm langes x 1 mm dickes Polyimidrohr, das über UV-härtendes Epoxid am Band befestigt ist und sich senkrecht zur Länge des Bandeserstreckt. Jedes Gerät (Elektroden-Array und Einfüge-Shuttle) muss auf die 3D-gedruckten Einfügestücke geladen werden, die verwendet werden, um das Array in das Gehirn einzufügen und den Shuttle zurückzuziehen (Abbildung 1). In diesem Design verschiebt der hydraulische Einsteckmikromanipulator (grün, Tisch aus Materialien)das gesamte Einsteckgerät (Stück 1, Stück 2 und den Retraktionsmikromanipulator, orange) auf seine Zieltiefe. Sobald das Array vom Einsteckgerät gelöst und fixiert ist, zieht der zweite, einziehbare Mikromanipulator (orange) Stück 1 und den angeschlossenen Shuttle unabhängig vom Rest des Einsteckgeräts zurück, wodurch der Shuttle entfernt wird, ohne das Array.

Figure 1
Abbildung 1: Inserter-Komponenten.
(A) Die Teile 1 und 2 werden vorübergehend mit einer abnehmbaren Schraube aneinander befestigt und später an den Rückziehmikromanipulatorkolben (orange) angedockt. (B) Das Array und der Einfüge-Shuttle werden an Stück 1 verkrüngt und der Array-Stecker ist mit doppelseitigem Klebeband an Stück 2 befestigt. Teil 3 verbindet den Einziehmikromanipulator und die Teile 1 und 2 mit dem Einsteckmikromanipulator (grün). Der Einsteckmikromanipulator ist an einem stereotaktischen Adapter für die Implantatpositionierung befestigt. Die Stücke 1-3 sind in ihren relativen Größen abgebildet. Stück 4 ist ein stabilisierendes Stück für die richtige Ausrichtung des Einsteckshuttles. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Protocol

Alle in diesem Manuskript beschriebenen Tierprotokolle wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee der UCSF genehmigt.

1. Herstellung von Polymerelektroden-Arrays zum Einführen (ca. 30 min)

  1. Befestigen Sie Stück 1 an Stück 2, indem Sie eine Schraube durch ausgerichtete, vertikal ausgerichtete Löcher einsetzen, um die Teile zusammenzuschließen (Abbildung 2). Halten Sie diese beiden Stücke in einem Laster. Befestigen Sie doppelseitiges Klebeband (Materialtabelle) an der Oberseite des Stücks 2. Befestigen Sie das stabilisierende Stück 4 am Ende des Stücks 1. Es wird durch Reibung an Ort und Stelle gehalten werden.

Figure 2
Abbildung 2: Montage für Array-Shuttle-Ausrichtung.
(A) Montage der Stücke 1, 2 und stabilisierendes Stück zur Vorbereitung der Einsteck-Shuttle-Befestigung. (B) Stücke 1 und 2 zusammen mit Daumenschraube gehalten. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

  1. Richten Sie das Elektrodenarray von Hand aus und befestigen Sie den Einsteckshuttle mit dem schmalen Endsegment von Stück 1. Wenn die Sonde an der Längsachse des Stücks 1 ausgerichtet ist, haften Sie den Array-Stecker an das doppelseitige Polyimidband auf dem flachen Teil des Stücks 2.
  2. Mit Kunststoff-Spitzenzange, die nur den Polyimid-Flügel am Array-Band befestigt, heben Sie die Einfügung Shuttle-Elektroden-Array-Gerät Spitze von Stück 1, an der Außenseite des stabilisierenden Stücks (Abbildung 3A).
  3. Tragen Sie eine kleine Menge Cyanoacrylat(Materialtabelle) oder einen anderen Klebstoff (ca. 10 l) auf das Ende des Stücks 1 auf. Zu wenig haftet der Einsteckshuttle zu Stück 1 nicht stark und riskiert eine Ablösung beim Einsetzen oder Zurückziehen. Zu viel riskiert, den Shuttle zu überlaufen und das Array selbst an Stück 1 zu halten.
  4. Mit Kunststoff-Spitzenzange, Kontaktierung nur der Polyimid-Flügel am Array-Band befestigt, richten Sie das Gerät mit dem schmalen Segment von Stück 1, mit der quadratischen Lasche des Insertion Shuttle (und nur der Shuttle) auf dem Kleber (Abbildung 3B). Nehmen Sie kleine Ausrichtungsanpassungen vor, indem Sie die Seite des Silizium-Shuttles oder des PEG manipulieren. Vermeiden Sie übermäßige Kraft auf das Band oder die Schäfte.

Figure 3
Abbildung 3: Ausrichtung, Befestigung und Sterilisation des Array-Shuttles.
(A) Richtige Ausrichtung der Einfügung Shuttle-Elektroden-Array-Gerät für die Anwendung von Kleber auf Dockingstation von Stück 1. Zwei-Shank-Array-Shuttle gezeigt. (B) Polymerelektroden-Array und Einsteck-Shuttle auf Einsteckstück montiert, mit temporären stabilisierenden Stück für die Ausrichtung. Zwei-Shank-Array-Shuttle gezeigt. (C) Einsteckvorrichtung in Kunststoffbox zum Schutz während der Sterilisation eingeschlossen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

  1. Tragen Sie einen sanften Abwärtsdruck mit Zangen auf beiden Seiten des stabilisierenden Teils auf und entfernen Sie ihn aus der Baugruppe, ohne das Array zu bewegen.
  2. Entfernen Sie die montierte Gerätebaugruppe (Stücke 1 und 2, Array, Einsteck-Shuttle und Array-Stecker) aus dem Schraubstock und kleben Sie sie mit doppelseitigem Klebeband an die Basis einer kleinen Kunststoffbox zur Sterilisation durch Ethylenoxid(Abbildung 3C). Die Dampfsterilisation ist für diese Geräte nicht geeignet.

2. Design des Grundstücks

  1. Bestimmen Sie die Größen der Kraniektomie für ausgewählte stereotaktische Ziele sowie die Positionen von Schädelschrauben und Bodenschrauben. Die Größe der Craniektomie wird durch den Array-Fußabdruck bestimmt, wobei ein paar hundert Mikron-Umfang für Platzierungsanpassungen vorgenommen werden, um Oberflächenvaskulatur zu vermeiden.
  2. Entwerfen Sie mit einer Konstruktionssoftware (z. B. CAD) den Fußabdruck des Basisstücks so, dass die geplanten Kraniektomien umziniert werden, und passen Sie in den Umfang, der durch die zeitlichen Rücken- und Schädelschrauben definiert wird, wodurch die Schädeloberfläche maximiert wird, die außerhalb des Basisstücks liegt, zu dem Klebstoff-Luting-Zement kann binden, um das Implantat an den Schädel zu haften.
  3. Konturieren Sie die untere Oberfläche des Grundstücks, so dass es ohne Lücken am Schädel haften kann, wodurch die Wahrscheinlichkeit einer Infektion verringert wird und ein Aussickern von Saline- oder Silikonelastomer verhindert wird.
  4. Stellen Sie die Höhe des Grundstücks auf 3-7 mm, hoch genug, um Saline- und Silikonelastomer zu halten, aber niedrig genug, um die Sichtbarkeit beim Einsetzen des Arrays nicht zu behindern.
    HINWEIS: Das Grundstück kann mit vertikalen Pfosten oder ähnlichen Merkmalen entworfen werden, an die die Polyimidflügel an einem Punkt höher über dem Schädel gebunden werden können. Lassen Sie nicht zu, dass Befestigungspunkte die Ansicht behindern.
  5. 3D drucken Sie das Grundstück (Abbildung 4) und sterilisieren Sie das Grundstück vor der Implantation.

Figure 4
Abbildung 4: Schädel für Implantat vorbereitet.
Dutrektomies komplett mit Schädelschrauben, Basis-Acryl-Schicht und Basisstück am Schädel befestigt.

3. Vorbereitung des Schädels (ca. 2 h)

  1. Wählen Sie eine Ratte 400 g oder mehr, um das Gewicht des Implantats zu unterstützen. Männliche Long-Evans-Ratten im Alter von 6-12 Monaten wurden verwendet.
  2. Anästhesisieren Sie die Ratte. Legen Sie das Tier in eine Anästhesiekammer. Schalten Sie 5% Isofluran ein.
  3. Injizieren Sie eine intraperitoneale Dosis von Ketamin (50 mg/kg), Xylazin (6 mg/kg) und Atropin (0,14 mg/kg).
    1. Überwachen Sie die Anästhesietiefe alle 20 min während des gesamten Verfahrens, indem Sie überprüfen, dass es keinen Entzug von Pfotenkneifs und Atemfrequenz bleibt 50-75 Atemzüge/min.
  4. Tragen Sie die Augensalbe auf die Ratte auf.
  5. Rasieren Sie den Kopf der Ratte.
  6. Legen Sie das Tier in den stereotaxic Halter.
  7. Bereiten Sie die chirurgische Stelle durch Schrubben mit drei abwechselnden Peelings jeder povidone-Jod chirurgische Peeling, gefolgt von steriler Salzwäsche.
  8. Injizieren Sie 0,2 cc von 0,5% Lidocain in die Kopfhaut.
  9. Machen Sie einen sagittalen Schnitt an der Mittellinie des Schädels, der dem Bregma mindestens 3 mm vordergründ und dem Lambda 3 mm hinter sich lässt.
  10. Entfernen Sie das Periost mit Wattestäbchen.
  11. Markieren Sie Insertionund und Kraniektomie-Sites, indem Sie den Schädel mit einem Skalpell mit einer kartesischen Koordinatenebene punkten, die am Bregma mit einem stereotaktischen Instrument auf Null gesetzt wird.
  12. Bohren Kraniektomie-Sites, so dass eine dünne Schicht von Knochen, die mit Zangen entfernt werden kann. Dura nicht aussetzen. Dies ermöglicht die Reinigung des Schädels von Knochenstaub, ohne Dura zu stören.
  13. Bohren und setzen Sie Knochenschrauben nacheinander ein, um zu verhindern, dass Knochenstaub in die Löcher gelangt. Verwenden Sie großzügige isotonische Bewässerung, um Knochenstaub zu entfernen. Für ein Implantat von ca. 50 Gramm verwenden Sie 10-12 Schrauben. Titanschrauben ermöglichen Osseointegration49.
    1. Bringen Sie die Schrauben in eine Tiefe, die vollständig in den Schädel eindringt, ohne das Gehirn zu beeinträchtigen.
  14. Schließen Sie mindestens eine Knochenschraube an einen elektrisch leitfähigen Draht an, um als Schaltungsboden zu fungieren.
  15. Nachdem alle Bohrungen abgeschlossen sind, reinigen Sie den Schädel von Knochenstaub mit einer Saline-Wäsche.
  16. Trocknen Sie den Schädel mit Wattestäbchen oder anderen Absorbern und tragen Sie eine erste Schicht von Klebstoff luting Zement (Tabelle der Materialien) auf die Schrauben (verwenden Sie nicht Emaille etchant auf Nagetier Schädel). Diese vorläufige Klebe-Luting-Zementschicht erhöht die Implantathaftung und verringert die Arbeit in späteren Haftschritten.
  17. Entfernen Sie die dünne Knochenschicht, die an jeder Kraniektomie-Stelle verbleibt.
  18. Incise dura mit einer 30-Spur-Nadel mit einer gebogenen Spitze unter Vermeidung von Vaskulatur. Die Länge des Einschnitts entspricht den Abmessungen des Einfügeshuttles.
    1. Wenn es Blutungen gibt, bewässern Sie manuell mit einem sanften Saline-Tropfen und setzen Sie nicht fort, bis die Blutung aufgehört hat.
  19. Wenn mehrere Durectomien durchgeführt werden, halten Sie Standorte feucht mit Gelschaum oder einer anderen Methode, wie regelmäßige Bewässerung alle paar Minuten mit Körpertemperatur-Saline.
  20. Trocknen Sie den Schädel wieder mit Wattestäbchen oder anderen Absorbern, um die Zementhaftung des Basisstücks am Schädel vorzubereiten.
  21. Positionieren Sie das sterile Grundstück. Wenn das Basisstück das Bregma abdeckt, markieren Sie eine andere Position in einer bekannten Entfernung entfernt als Proxy.
  22. Tragen Sie Klebezement um den Umfang des Grundstücks auf. Füllen Sie das aufgehaltene Grundstück mit Einer Linie; Identifizieren und Patchen von Leckagen mit Klebezement an der Schnittstelle zwischen dem Basisstück und der Schädelschnittstelle (Abbildung 5).
    HINWEIS: Es ist entscheidend, dass das Grundstück vollständig am Schädel befestigt wird, um ein Auslaufen des künstlichen Dural-Silikongels zu verhindern, da dies eine angemessene Haftung des Implantats am Schädel verhindert. Das Tier ist bereit, Arrays eingefügt zu haben.

4. Serielle Einfügungen von Arrays und Zurückziehen von Shuttles (ca. 1 h pro Array)

HINWEIS: Dieses Verfahren sollte mit einem nicht lebensfähigen Gerät gesteuert werden, insbesondere bei Implantaten mit mehreren Arrays, bei denen ein Gerät die Implantation nachfolgender Geräte beeinträchtigen kann.

  1. Tragen Sie die Teile 1 und 2 auf den Rückziehmikromanipulatorkolben. Setzen Sie den Mikromanipulator von Stück 1 auf eine verlängerte Position und den Mikromanipulator des Stücks 3 auf eine eingefahrene Position. Der Kolben gleitet in eine Klemmentiefe innerhalb von Stück 1. Stück 2 passt in den oberen Teil von Stück 3, wobei die Löcher ausgerichtet sind.
    1. Stück 3 auf den Einlege-Mikromanipulatorkolben laden und mit einer Schraube an der Unterseite des Stücks 3 befestigen (Abbildung 5A,B).
    2. Lasten und Schrauben Sie die Teile 2 und 3 zusammen, so dass das Verschieben des Einsteckmikromanipulators das gesamte Einsteckgerät bewegt (Abbildung 5C).
    3. Entfernen Sie die Schraube, die die Teile 1 und 2 zusammenhält. Teil 1 bewegt sich unabhängig von Stück 2, um ein separates Zurückziehen des Einsteckshuttles vom Gerät zu ermöglichen.
    4. Setzen Sie diese Schraube in das seitliche Loch von Stück 1, senkrecht zur Kolbenschiene, bis die Schraube Druck auf den Kolben ausübt. Dadurch wird sichergestellt, dass sich Stück 1 in Übereinstimmung mit dem einziehbaren Kolben bewegt, wie in Abbildung 5Dzu sehen ist. Achten Sie darauf, das seitliche Loch zu wählen, das das Sehen nicht behindert, wenn das Gerät auf dem stereotaktischen Instrument montiert ist.

Figure 5
Abbildung 5: Montage des Inserters.
(A) Montage von Stück 3 auf Mikromanipulatoren. (B) Befestigung der Stücke 1 und 2 auf Einsteckvorrichtung. (C) Einsteckstücke mit montiertem Elektroden-Array-Einsteck-Shuttlegerät. (D) Daumenschraube Haltewerk 1 und 2 zusammen entfernt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

  1. Entfernen Sie gel-schaum von den Kraniektomien. Verwenden Sie das real oder Proxy bregma für stereotaktisches Targeting. Wenn Sie das Gerät an die Einfügestelle bewegen, halten Sie eine Höhe von mindestens ein paar Zentimetern über dem Schädel.
    1. Vermeiden Sie längere Zeiträume des Array-Shuttle-Geräts in der Nähe des Schädels oder Gehirns, um die Wahrscheinlichkeit zu verringern, dass Kondensation das Array vor oder während des Einsetzens vom Einfüge-Shuttle löst. Wenn dies der Fall ist, versuchen Sie, das Array-Shuttle-Gerät hoch über gehirn und Schädel zu heben und darauf zu warten, dass es trocknet und wieder haftet.
  2. Passen Sie Implantatkoordinaten an, um Oberflächenvaskulatur zu vermeiden. Wie bei Derkundomatomie und Dutrektomie, vermeiden Sie das Eindringen von Gefäßen direkt.
  3. Setzen Sie das Gerät schnell ein (ca. 25 m/s), und senken Sie es mit dem stereotaktischen Instrument, bis das Gerät in das Gehirn gelangt. Das Gerät dringt nicht sofort in das Gehirn ein. Der Widerstands- und Dimplinggrad hängt von der Zielposition und dem Gerätedesign ab (z. B. zwei gegen vier Schäfte, Spitzenwinkel), aber das Dimpling überschreitet in der Regel 1 mm nicht(Abbildung 6).

Figure 6
Abbildung 6: Array-Shuttle-Einfügung.
Array-Shuttle wird ins Gehirn vorgeschoben, um die Tiefe anzuvisieren. Vier-Shank-Array-Shuttle gezeigt.

  1. Einmal im Gehirn, niedriger mit Mikromanipulator, abnehmende Geschwindigkeit bei Annäherung an die Zieltiefe:
    1. Verwenden Sie den stereotaktischen Arm, um mit dem Einsetzen bei 25 m/s zu beginnen.
    2. Verwenden Sie den Mikromanipulator, um bei 10 m/s einzufügen, wenn 2 mm bis 1 mm über der Zieltiefe lagen.
    3. Langsames Einsetzen mit Mikromanipulator bis 5 m/s, wenn 1 mm bis 500 m über der Zieltiefe liegen.
    4. Langsames Einsetzen weiter auf 1-2 m/s während der letzten 500 m zum Ziel.
  2. Visualisieren Sie die Geräteflügel (horizontale Polyimidschläuche) und den Einfügepunkt während des Senkens, um eine vorzeitige Ablösung des Shuttle-Arrays zu vermeiden.
  3. Wenn die Zieltiefe erreicht ist (Abbildung 7A), verankern Sie bilateral die Polyimidflügel über lichthärtendes Acryl oder einen anderen Klebstoff wie Cyanoacrylat(Materialtabelle)an den Grundstückbefestigungsstellen. Trocken, wenn nötig, die Flügel oder der Befestigungspunkt auf dem Grundstück, da Kondensation auf diesen Oberflächen sammeln und Haftung verhindern kann. Wenn Sichtbarkeit oder andere Raumeinschränkungen erfordern, ist die Verankerung an nur einem Polyimidflügel in der Regel ausreichend.
  4. Vor der Auflösung erscheint der PEG als Kugelmasse, die auf der Array- und Einfüge-Shuttle-Schnittstelle sitzt (Abbildung 7A). Lösen Sie PEG auf, indem Sie die Körpertemperatur-Saline auf dem Array an der Stelle, an der es am Shuttle haftet, sanft tropfen. Wie lange dies benötigt, hängt vom Molekulargewicht des ausgewählten PEG ab und die vollständige Auflösung kann mit direkter Visualisierung überprüft werden. Wenn die PEG vollständig aufgelöst hat, sind die Grenzen der Arrays vollständig vom Shuttle und Stück 1(Abbildung 7B)zu erkennen.

Figure 7
Abbildung 7: Rückzug des Shuttles.
(A) Flügelhemmen vor dem Rückzug. Zwei-Shank-Array und Shuttle gezeigt. (B) PEG Auflösung und Flügelhaftung mit Schaft-Funktion (eingekreist, blau), die eine visuelle Bestätigung der erfolgreichen Entkopplung von Array und Shuttle während des Rückzugs ermöglicht. (C) Ein erfolgreicher Array-Einfügung nach dem Einfügen Shuttle wurde zurückgezogen. (D) Basisstück mit Silikongelfüllungen für eine einzige Zweischänder-Array-Einfügung. Das verwendete niedrigviskose Silikongel hat eine blaue Farbe. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

  1. Mit dem Retraktionsmikromanipulator, ziehen Sie langsam den Einsteckshuttle zurück. Setzen Sie die Saline-Bewässerung (ca. 1 Drop/s) auf das Array, das zurückgezogen wird. Verwenden Sie Rückzugsgeschwindigkeiten, die mit der Einfügegeschwindigkeit bei relevanten Entfernungen von der Zieltiefe identisch sind:
    1. Ziehen Sie den Mikromanipulator bei 1-2 m/s von der Zieltiefe auf -500 m zurück.
    2. Beschleunigen Sie den Rückzug mit dem Mikromanipulator bei 5 m/s bei -500 bis -1 mm.
    3. Beschleunigen Sie den Rückzug mit dem Mikromanipulator bei 10 mm/s bei -1 mm bis -2 mm.
    4. Zurückziehen Sie den stereotaktischen Arm bei 25 m/s von -2 mm vom Ziel und nach oben.
  2. Visualisieren Sie die Schnittstelle zwischen dem Array und dem Einfüge-Shuttle während des Zurückziehens. Das Polymer-Array trennt sich sichtbar vom Shuttle und erscheint durchscheinend, da der Shuttle an der halbkreisförmigen Kreuzung zwischen den Schaften des Insertions-Shuttles eingefahren wird (Abbildung 7B).
  3. Entfernen Sie den Array-Connector aus Stück 2, und wechseln Sie zu einer Position, die nachfolgende Einfügungen nicht beeinträchtigt. Das Polymerelektroden-Array befindet sich nun im Gehirn und ist nicht mehr mit dem stereotaktischen Instrument verbunden (Abbildung 7C). Entfernen Sie den Einfüge-Shuttle und andere Einfügehardware.
  4. Wiederholen Sie bei mehreren Einfügungen die Schritte 4.1-4.9; Fahren Sie nicht mit dem nächsten Abschnitt fort, bis alle gewünschten Arrays eingefügt wurden. Es ist unklug, zwei Geräte innerhalb von 250 m voneinander einzufügen, da die leichte Verbeugung des Gerätebandes zwischen Gehirn und Flügeln im Zugentlastungsbereich zumindest so weit reichen kann.

5. Implantatkonstruktion (ca. 2 h)

  1. Nach dem letzten Array-Einfügung, leere Saline aus dem Grundstück mit einer Pipette oder Wattestäbchen, achten Sie darauf, nicht die implantierten Arrays oder Bänder stören.
  2. Füllen Sie die Kraniektomien und das Grundstück mit niedrigviskosem Silikonelastomer oder einem anderen künstlichen Duraldichtmittel. Lassen Sie es heilen (Abbildung 7D). Platzieren Sie bei mehreren Einfügungen die Hardware-Anschlüsse dort, wo sie nicht stören (Abbildung 8A). Richten Sie die Array-Connectors entsprechend aus, und konstruieren Sie Implantate, damit sich die Bänder an ihrer endgültigen gewünschten Position befinden.
  3. Bedecken Sie die Arrays, Arraybänder und Steckverbinder aus mittelviskosem Silikonelastomer. Achten Sie besonders auf die Polymer-Steckverbinder-Schnittstelle, da diese weichharte Materialschnittstelle anfällig für Beschädigungen ist. Bedecken Sie die Arraybänder vollständig so, dass, wenn die mittelviskose Silikon aushärtet, sie immobilisiert sind.
  4. Schließen Sie die mit Elastomerbedeckten Geräten in das entworfene Gehäuse ein.
  5. Verstärken Sie die Implantatbasis mit Zahnacryl. Lassen Sie Acryl nicht in direkten Kontakt mit den Arraybändern kommen, da die Ausdehnung des Acryls während der Aushärtung die leitfähigen Spuren beschädigen kann.
  6. Tragen Sie Bupivicain und Bacitracin Salbe um den Schnitt.
  7. Schließen Sie den Schnitt mit 4-0 Nylon Nähte und Hautkleber.

6. Erholung und Implantatpflege

  1. Entfernen Sie das Tier von stereotaktischen Instrument und legen Sie auf der Seite auf einem Heizkissen.
  2. Geben Sie subkutane Injektion von warmen Ringer-Lösung (5 – 10 ml) Tier zu hydratisieren.
  3. Sobald das Tier sich aufhält (10 – 60 min), in einen Käfig mit der Hälfte des Käfigs unter einem Heizkissen bei 37 °C für 2-3 Tage übertragen.
  4. Unter einem Heizkissen, geben Sie Zugang zu aufgeweichten Lebensmitteln und Wasser.
  5. Injizieren Sie Tier mit 2 mg/kg Meloxicam alle 24 h (subkutane oder orale Verabreichung) für 1 Woche, wie für die Schmerzkontrolle erforderlich.
  6. Lassen Sie die Ratte 1-2 Wochen heilen und passen Sie sich an das Implantatgewicht an (Abbildung 8B).
  7. Führen Sie regelmäßige Chlorhexidin-Waschungen des Gewebes um das Implantat und tägliche Inspektion auf Reizung, Infektion, oder Dehiszenz.

Figure 8
Abbildung 8: Mehrere eingefügte Arrays und Ratten nach der Rückgewinnung von der Implantation. (A) Hardware-Connectors an Standorten, um nachfolgende Einfügungen nicht zu stören. (B) Ein 1.024-Kanal-, chronisches Polymer-Array-Implantat. Reproduziert mit Genehmigung von Neuron [Supplemental Figure 1H]1. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Representative Results

Im Anschluss an dieses Protokoll ergab eine 1.024-Kanal-Neuralimplantataufzeichnung 375 Einzeleinheiten1 (sortiert nach MountainSort50, Noise Overlap < 0.03, Isolation > 0.96, 512 Kanäle für die Aufnahme einer Einheit, Abbildung 9A). Dieses Protokoll kann verwendet werden, um verschiedene Anzahl von Geräten mit unterschiedlichen Kanalanzahlen und Spezifikationen in verschiedene Kombinationen von Aufnahmezielen zu implantieren. Mit dem gleichen Protokoll wurde die Lebensdauer einer Einheit, die die Langlebigkeit aufzeichnet, seit mindestens 160 Tagen1 in Daten von 19 Geräten (18 32-Kanal-Geräte in präfrontalen Kortiken, ein 64-Kanal-Gerät im orbitofrontalen Kortex) über drei verschiedene Ratten ( Abbildung 9B). Eines der drei Tiere hatte einen digitalen stromausfall, was dazu führte, dass es nicht in der Lage war, von vier Geräten aufzunehmen. Von den übrigen 15/19 Geräten gab es einen Aufnahmeertragsdurchschnitt von 1 Einheit pro Kanal. Einzelne Geräte hatten Erträge von nur wenigen Einzeleinheiten bis zu 2 Einheiten pro Kanal. Es ist typisch, sehr unterschiedliche Erträge auf Geräten zu sehen, die in dasselbe Tier in der gleichen Region implantiert werden.

Darüber hinaus implantierte ein anderes chirurgisches Team nach dem hier beschriebenen Protokoll sechs weitere Tiere mit einer Kombination von 4-6 32-Kanal-Geräten, die auf orbitofrontale Kortex und Nucleus-Akkuben ausgerichtet sind, und einem Tetrode-Hyperdrive (Gesamtimplantat) Gewicht ca. 50 g). Ein Tier hatte ein Implantat innerhalb eines Monats nach der Operation zu lösen. Ein zweites Tier starb während der postoperativen Erholungsphase, wahrscheinlich in nichts mit den hier beschriebenen Protokollschritten zu tun. Die restlichen vier Tiere blieben gesund mit stabilen Implantaten, die für die Dauer des Experiments, die 4-11 Monate dauerte. Die Anzahl der Einheiten entsprach den zuvor für 32-Kanal-Geräten gemeldeten.

Figure 9
Abbildung 9: Ein-Einheiten-Ausbeute und Aufzeichnung der Langlebigkeit.
(A) Anzahl der vermeintlichen Ein-Einheiten-Cluster aus 512 Kanälen (des 1.024-Kanal-Implantats), geschichtet nach Qualitätsmetriken. Automatisierte Kuration mit MountainSort (Rauschüberlappung 0,03, Isolation 0,96, Blackbox oben rechts) führte zur Identifizierung von 375 Einzeleinheiten aus den 512 Kanälen. Reproduziert mit Genehmigung von Neuron [Abbildung 2A]1. (B) Einzelstückausbeute für Polymerarrays pro Kanal (linke y-Achse) oder pro 16-Kanal-Schaft (rechte y-Achse) über 160 Tage nach der Implantation (x-Achse) bei Ratten. Die durchgezogene Linie ist die mittlere Zellausbeute über 8 Schäfte, gepunktete Linien mit 1 SE. Einzelne Zeitpunkte pro Schaft werden als farbcodierte Punkte nach Region angezeigt. Reproduziert mit Genehmigung von Neuron [Abbildung 3A]1. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Discussion

Dies ist eine Methode zur Implantation mehrerer Polymerelektrodenarrays in verteilte Gehirnbereiche zur Aufzeichnung einzelner Einheiten über Monate. Diese Methode stellt eine 8-fache Zunahme der Aufnahmekanäle und eine 4-fache Erhöhung der Anzahl der Einfügungen aus dem nächstgelegenen großflächigen Polymer-Array-basierten System2,3dar. Dieses System nutzte ein Polymer-Mesh-Injektionssystem in der Maus, berichtete aber keine absolute Anzahl von vermeintlichen Einzeleinheiten, so dass ein Vergleich der Einzelneuronenausbeute nicht möglich ist.

Das Verfahren zum Einsetzen einer flexiblen Vorrichtung basiert auf einem früheren Protokoll von Felix et al.39, mit wichtigen Modifikationen: ein dreiteiliges Einsteckgerät zur unabhängigen Bewegung des Silizium-Shuttles während des Rückzugs und Antethering des Arrays in seiner Zieltiefe vor dem Zurückziehen des Shuttles, wodurch die im ursprünglichen Protokoll beschriebene schnelle Rücknahme überflüssig wird. Diese Änderungen minimieren Gewebeschäden und halten die Stabilität des Arrays während des Zurückziehens des Shuttles aufrecht. Andere flexible Implantationsstrategien, wie z. B. die vorübergehende Versteifung von Geräten mit biolösbaren Materialien, sind mit nachfolgenden Schritten in diesem Protokoll kompatibel. Die Sicherung der Geräte innerhalb des Implantats erforderte die Integration zuvor validierter Strategien zur Abdeckung des Gehirns und zum Schutz der empfindlichen Gerätebänder.

Aufgrund ihrer Fragilität sind Sorgfalt und Aufmerksamkeit erforderlich, um eine direkte Berührung oder anderweitige Übertragung von Kraft auf die Polymerelektroden-Arrays und die Silizium-Einschub-Shuttles zu vermeiden. Insbesondere bei der Arbeit mit mehreren Geräten sollte das Einführen unter dem Mikroskop beobachtet werden, um Interferenzen eines Geräts mit einem anderen zu vermeiden. Im Allgemeinen ist es möglich, ein Elektrodenarray sanft mit Kunststoff-Spitzenzangen zu handhaben und so die Spuren zu vermeiden. Eine solche Strategie ist beispielsweise dann angebracht, wenn das Polymerelektroden-Array mit dem Insertionsshuttle einzurücken beginnt. Dies kann auftreten, wenn der PEG nicht vollständig gelöst ist, oder aufgrund der Oberflächenspannung von Saline oder CSF zwischen Polymer und Silizium.

Einer der häufigsten wiederherstellbaren Fehler ist die Ablösung des Arrays vom Einfügeshuttle. Dies kann beim Einsetzen auftreten, wenn die Gehirnverdimpere und der Druck an der Gerätespitze zunimmt, wenn das Array und der Shuttle unvollkommen ausgerichtet sind oder wenn die Kondensation den PEG teilweise aufgelöst hat. Um ein Array wieder zu haften, heben Sie es so hoch wie möglich über die Gehirnoberfläche und warten Sie, bis es trocken ist (ca. 5 min).

Ein kritischer Aspekt bei der Planung einer Multi-Array-Implantationschirurgie ist das Design des Basisstücks, um alle Implantatziele unterzubringen und ohne Lücken gegen die Kontur des Schädels zu sitzen. Das Grundstück ist ein kleines Kunststoffstück, das nach Schädelreinigung, Schraubenplatzierung und teilweisen Kraniektomien vor dem Einsetzen der Arrays am Schädel befestigt wird. Es hat drei Funktionen: 1) die Saline zum Lösen der PEG nach dem Einsetzen des Arrays zu halten, aber vor dem Silizium-Shuttle-Rückzug, 2) um eine Position über der Schädeloberfläche bereitzustellen, an der die Arrays durch Polyimidflügel befestigt werden können, wodurch eine Dehnungsentlastung ermöglicht wird. entlang des Bandes über seiner Einfügemarke im Gehirn, und 3) um künstliche durale Dichtmittel zu halten, die die Arrays und Gehirn stabilisiert und schützt. Das Grundstück kann von Hand oder 3D-gedruckt werden. Es wurde beobachtet, dass das Entleeren und Trocknen des Grundstücks der Saline sehr wichtig ist, bevor die Vorrichtung eineingesetzt wird. Diese Schritte verhindern Kondensation und Trennung des Arrays und des Einfügeshuttles. Das Trocknen des Grundstücks ist auch entscheidend, um das Grundstück mit künstlichem Duraldichtmittel zu füllen. Es ist auch wichtig, dass das Grundstück nicht undicht, da ein Film aus Silikongel ist schwer aus dem Schädel zu entfernen und wird die Haftung von Zahnacryl für eine zuverlässige chronische Befestigung des Implantats am Schädel zu verhindern. Es wird erwartet, dass jedes niedrigviskose, biokompatible Silikonelastomer verwendet werden könnte, um die Kraniektomien und das Grundstück mit einem umgebenden Silikonelastomer mit höherer Viskosität und den freiliegenden Polymer-Array-Bändern zu füllen.

Fortschritte in der Polymer-Nanofertigung werden sich in polymerbasierten Elektroden-Arrays niederschlagen, die Funktionsgrößen reduzieren und die mögliche Anzahl von Elektroden in einem Array erhöhen, das denen von Siliziumgeräten näher kommt15,16,17 ,18,19. In ähnlicher Weise werden die Querschnittsbereiche von Polymergeräten zusammen mit Funktionsgrößen schrumpfen, was eine noch bessere Biokompatibilitätbietet 8. Auch hier, wie es mit Silizium-Geräten erreicht wird, wird die Integration mit Verstärkungs-, Digitalisierungs- und Multiplexing-Chips17 weitere vorteile nale Aufnahmen ermöglichen.

Disclosures

J.E.C. und L.M.F. sind Erfinder eines anhängigen Patents im Zusammenhang mit der hier beschriebenen Arbeit.

Acknowledgments

Diese Arbeit wurde durch den NINDS-Zuschuss U01NS090537 an L.M.F und V.M.T. unterstützt, NIMH Grant F30MH109292 an J.E.C und NIMH Grant F30MH115582 an H.R.J. J.E.C. und H.R.J. werden ebenfalls von NIGMS MSTP-Zuschuss #T32GM007618 unterstützt. Das Flatiron Institute ist eine Abteilung der Simons Foundation.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
3D Printed Stereotax Adapter Parts (3) and Base Piece (1) N/A N/A 3d print parts, suggest <30 μm resolution for minimal hand finishing of parts. Files available at:
https://github.com/jasonechung/PolymerProbe3dParts
Dental Acrylic (Hygenic Repair Resin, Coltene type II quick set) Colten/Whaledent 8886784, 8881627 Dental acrylic for use during implant construction
Hydraulic Micromanipulator (x2) Narishige Group MO-10 1-axis micromanipulator
Kapton Polyimide Tape Bertech PPTDE-1/2 Double-sided tape
Kopf Stereotax Arm  Kopf Instruments 103088R, 103088L Standard rodent stereotax
Light Curable Dental Acrylic, Vivid Flow Coltene/Whaledent D33-01-00 Light curable dental acrylic for use during implant construction
Loctite Gel Control  Henkel Corp.  234790 1364076 1735574 1752699 Cyanoacrylate for adhering silicon shuttle to corresponding 3d printed part
Metabond Quick Cement Parkell S380 For direct application to skull to create strong connection between skull and implant
Polymer Electrode Arrays and Silicon Insertion Shuttles Lawrence-Livermore National Laboratory N/A Fabricated at Lawrence-Livermore National Laboratory, polyimide electrode arrays, silicon insertion shuttle
Silicone Gel Kit, Low Viscosity Dow Corning 03/80 Low-viscosity silicone gel for filling of 3d printed base piece
Silicone, Medium-Viscosity Kit World Precision Instruments  Kwik-Sil Medium-viscosity silicone gel for protection of polymer electrode arrays

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References

  1. Chung, J. E., et al. High-Density, Long-Lasting, and Multi-region Electrophysiological Recordings Using Polymer Electrode Arrays. Neuron. 101 (1), 21-31 (2019).
  2. Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (47), E10046-E10055 (2017).
  3. Fu, T. M., et al. Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level. Nature Methods. 13 (10), 875-882 (2016).
  4. Gilletti, A., Muthuswamy, J. Brain micromotion around implants in the rodent somatosensory cortex. Journal of Neural Engineering. 3 (3), 189-195 (2006).
  5. Jeong, J. W., et al. Soft Materials in Neuroengineering for Hard Problems in Neuroscience. Neuron. 86 (1), 175-186 (2015).
  6. Kim, T. I., et al. Injectable, cellular-scale optoelectronics with applications for wireless optogenetics. Science. 340 (6129), 211-216 (2013).
  7. Lee, H. C., et al. Histological evaluation of flexible neural implants; flexibility limit for reducing the tissue response? Journal of Neural Engineering. 14 (3), (2017).
  8. Luan, L., et al. Ultraflexible nanoelectronic probes form reliable, glial scar-free neural integration. Science Advances. 3 (2), (2017).
  9. Schuhmann, T. G. Jr, et al. Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology. Journal of Visualized Experiments. (137), (2018).
  10. Dhawale, A. K., et al. Automated long-term recording and analysis of neural activity in behaving animals. Elife. 6, (2017).
  11. Schwarz, D. A., et al. Chronic,wireless recordings of large-scale brain activity in freely moving rhesus monkeys. Nature Methods. 11 (6), 670-676 (2014).
  12. Kloosterman, F., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: drive fabrication. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  13. Lu, L., Popeney, B., Dickman, J. D., Angelaki, D. E. Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
  14. Nguyen, D. P., et al. Micro-drive array for chronic in vivo recording: tetrode assembly. Journal of Visualized Experiments. (26), (2009).
  15. High-Density Cmos Neural Probe Implementing a Hierarchical Addressing Scheme for 1600 Recording Sites and 32 Output Channels. Herbawi, A. S., Kiessner, L., Paul, O., Ruther, P. 2017 19th International Conference on Solid-State Sensors, Actuators and Microsystems (Transducers), , 20-23 (2017).
  16. Raducanu, B. C., et al. Time Multiplexed Active Neural Probe with 1356 Parallel Recording Sites. Sensors (Basel). 17 (10), (2017).
  17. Jun, J. J., et al. Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity. Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).
  18. Lopez, C. M., et al. A Neural Probe With Up to 966 Electrodes and Up to 384 Configurable Channels in 0.13 mu m SOI CMOS. Ieee Transactions on Biomedical Circuits and Systems. 11 (3), 510-522 (2017).
  19. Scholvin, J., et al. Close-Packed Silicon Microelectrodes for Scalable Spatially Oversampled Neural Recording. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 63 (1), 120-130 (2016).
  20. Bernatchez, S. F., Parks, P. J., Gibbons, D. F. Interaction of macrophages with fibrous materials in vitro. Biomaterials. 17 (21), 2077-2086 (1996).
  21. Sanders, J. E., Stiles, C. E., Hayes, C. L. Tissue response to single-polymer fibers of varying diameters: Evaluation of fibrous encapsulation and macrophage density. Journal of Biomedical Materials Research. 52 (1), 231-237 (2000).
  22. Seymour, J. P., Kipke, D. R. Neural probe design for reduced tissue encapsulation in CNS. Biomaterials. 28 (25), 3594-3607 (2007).
  23. Szarowski, D. H., et al. Brain responses to micro-machined silicon devices. Brain Research. 983 (1-2), 23-35 (2003).
  24. Thelin, J., et al. Implant Size and Fixation Mode Strongly Influence Tissue Reactions in the CNS. PLoS One. 6 (1), (2011).
  25. Mols, K., Musa, S., Nuttin, B., Lagae, L., Bonin, V. In vivo characterization of the electrophysiological and astrocytic responses to a silicon neuroprobe implanted in the mouse neocortex. Science Reports. 7 (1), 15642 (2017).
  26. Okun, M., Lak, A., Carandini, M., Harris, K. D. Long Term Recordings with Immobile Silicon Probes in the Mouse Cortex. PLoS One. 11 (3), e0151180 (2016).
  27. Kim, Y. T., Hitchcock, R. W., Bridge, M. J., Tresco, P. A. Chronic response of adult rat brain tissue to implants anchored to the skull. Biomaterials. 25 (12), 2229-2237 (2004).
  28. Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. The brain tissue response to implanted silicon microelectrode arrays is increased when the device is tethered to the skull. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 82 (1), 169-178 (2007).
  29. Lacour, S. P., Courtine, G., Guck, J. Materials and technologies for soft implantable neuroprostheses. Nature Reviews Materials. 1 (10), (2016).
  30. Geddes, L. A., Roeder, R. Criteria for the selection of materials for implanted electrodes. Annals of Biomedical Engineering. 31 (7), 879-890 (2003).
  31. Fattahi, P., Yang, G., Kim, G., Abidian, M. R. A Review of Organic and Inorganic Biomaterials for Neural Interfaces. Advanced Materials. 26 (12), 1846-1885 (2014).
  32. Weltman, A., Yoo, J., Meng, E. Flexible, Penetrating Brain Probes Enabled by Advances in Polymer Microfabrication. Micromachines. 7 (10), (2016).
  33. Ware, T., et al. Fabrication of Responsive, Softening Neural Interfaces. Advanced Functional Materials. 22 (16), 3470-3479 (2012).
  34. Harris, J. P., et al. Mechanically adaptive intracortical implants improve the proximity of neuronal cell bodies. Journal of Neural Engineering. 8 (6), (2011).
  35. Rousche, P. J., et al. Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 48 (3), 361-371 (2001).
  36. Patel, P. R., et al. Insertion of linear 8.4 mu m diameter 16 channel carbon fiber electrode arrays for single unit recordings. Journal of Neural Engineering. 12 (4), (2015).
  37. Xiang, Z. L., et al. Ultra-thin flexible polyimide neural probe embedded in a dissolvable maltose-coated microneedle. Journal of Micromechanics and Microengineering. 24 (6), (2014).
  38. Felix, S., et al. Removable silicon insertion stiffeners for neural probes using polyethylene glycol as a biodissolvable adhesive. Conference Proceedings of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. 2012, 871-874 (2012).
  39. Felix, S. H., et al. Insertion of flexible neural probes using rigid stiffeners attached with biodissolvable adhesive. Journal of Visualized Experiments. (79), (2013).
  40. Kozai, T. D. Y., Kipke, D. R. Insertion shuttle with carboxyl terminated self-assembled monolayer coatings for implanting flexible polymer neural probes in the brain. Journal of Neuroscience Methods. 184 (2), 199-205 (2009).
  41. Joo, H. R., Fan, J. L., Chen, S., et al. A microfabricated, 3D-sharpened silicon shuttle for insertion of flexible electrode arrays through dura mater into brain. J Neural Eng. , (2009).
  42. Sohal, H. S., et al. The sinusoidal probe: a new approach to improve electrode longevity. Frontiers in Neuroengineering. 7, 10 (2014).
  43. Kim, B. J., et al. 3D Parylene sheath neural probe for chronic recordings. Journal of Neural Engineering. 10 (4), (2013).
  44. Zhao, Z., et al. Parallel, minimally-invasive implantation of ultra-flexible neural electrode arrays. Journal of Neural Engineering. , (2019).
  45. Richter, A., et al. A simple implantation method for flexible, multisite microelectrodes into rat brains. Frontiers in Neuroengineering. 6, 6 (2013).
  46. Hanson, T. L., Diaz-Botia, C. A., Kharazia, V., Maharbiz, M. M., Sabes, P. N. The “sewing machine” for minimally invasive neural recording. bioRxiv. , (2019).
  47. Jackson, N., Muthuswamy, J. Artificial dural sealant that allows multiple penetrations of implantable brain probes. Journal of Neuroscience Methods. 171 (1), 147-152 (2008).
  48. Gage, G. J., et al. Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals. Journal of Visualized Experiments. (60), (2012).
  49. Bothe, R. T., Beaton, K. E., Davenport, H. A. Reaction of Bone to Multiple Metallic Implants. Surgery, Gynecology and Obstetrics. 71, 598-602 (1940).
  50. Chung, J. E., et al. A Fully Automated Approach to Spike Sorting. Neuron. 95 (6), 1381-1394 (2017).

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