Summary
Här beskriver vi en metod för att leverera läkemedel till råtta centralanervsystemet genom att implantera en kateter i ländryggen intratekala utrymmet i ryggraden. Vi fokuserar på leverans av antisense oligonukleotides, även om denna metod är lämplig för leverans av andra terapeutiska modaliteter också.
Abstract
Blod-hjärnbarriären (BBB) är ett viktigt försvar mot ingången av potentiellt giftiga eller patogena agenter från blodet in i centralanervsystemet (CNS). Emellertid, dess existens också dramatiskt sänker tillgängligheten av systemiskt administrerade terapeutiska medel till CNS. En metod för att övervinna detta, är att injicera dessa agenter direkt i cerebrospinalvätskan (CSF), vilket kringgår BBB. Detta kan göras via implantation av en kateter för antingen kontinuerlig infusion med hjälp av en osmotisk pump, eller för enkel bolusleverans. I denna artikel beskriver vi ett kirurgiskt protokoll för leverans av CNS-riktade antisense oligonukleotides (ASOs) via en kateter implanteras direkt i cauda equina utrymme för vuxna råtta ryggraden. Som representativa resultat, visar vi effekten av en enda bolus ASO intratekal (IT) injektion via detta kateterization system i knackar ner målet RNA i olika regioner i råtta CNS. Förfarandet är säkert, effektivt och kräver inte dyr utrustning eller kirurgiska verktyg. Tekniken som beskrivs här kan anpassas för att leverera läkemedel även i andra modaliteter.
Introduction
Det vaskulära systemet i centralanervsystemet (CNS) har utvecklats som en kritisk regulator av homeostas, styra trafiken av molekyler, levererar näringsämnen och bli av med avfall. Detta system är också den första försvarslinjen från angrepp av externa patogener, tack vare en tät fördelning av snäva korsningar längs väggarna i endotelceller. Dessa snäva korsningar utgör en aspekt av blod-hjärnbarriären (BBB). Medan BBB tillåter transport av molekyler som krävs för att uppfylla näringsämnen och energikrav (t. ex., joner, glukos), det också selektivt begränsar passage av patogener samt giftiga kemikalier1,2,3.
Ironiskt nog, samma skyddande funktion av BBB som begränsar passage av patogener och giftiga kemikalier också är det största hindret för vår förmåga att enkelt komma åt CNS med terapeutiska behandlingar efter systemisk administrering till organismen2, 4,5. Denna roll av BBB har föranlett utvecklingen av en uppsjö av nya läkemedelsdistribution teknik och metoder6.
Ett sätt att övervinna detta hinder är att injicera läkemedlen direkt i cerebrospinalvätskan (CSF) som kontinuerligt perfuses både hjärnan och ryggmärgen7,8,9,10. I den här artikeln beskriver vi en metod för att framgångsrikt leverera agenter i ländryggen intratekalt utrymme genom att placera den inre änden av katetern helt i cauda equina utrymme av råtta ryggraden. En beskrivning av detta förfarande har tidigare publicerats av Mazur et al. på andra håll11.
Protokollet är mycket effektivt och ger en större än 90% framgång av antisense oligonukleotide (ASO) leverans till CNS vid bedömning av kvantitativ polymeras kedjereaktion (qPCR) analys av mål genen knockdown8. Förfarandet orsakar minimalt obehag för djuren, som 100% av råttorna överlever operationen och visar minimal svullnad runt det kirurgiska såret och inga tecken på ångest (t. ex., hyperaktivitet, uttorkning, cirkling, förlust av balans, minskat födointag, och dehydrering) vid post-op observation. En annan fördel med den metod som beskrivs här är att det inte kräver dyr utrustning, eller några speciella verktyg.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla in vivo förfaranden utfördes under Biogen institutionella djuranvändning och vård kommitté (IACUC) godkända protokoll som följer de riktlinjer som anges av Förenta staternas National Institutes of Health Guide för vård och användning av försöksdjur.
1. material-och instrument beredning
- Förbered den speciella guiden kanyl.
- Använd ett roterande verktyg med cut-off hjul (eller en vass såg) för att skära av de två ändarna av en 19 G nål, vilket resulterar i en ~ 1.5 − 2 cm lång guide kanyl (figur 1AIII). Använd slipskivan i rotationsverktyget för att släta ut de två ändarna.
Anmärkning: Alternativt kan premade och sterila guide kanyl köpas från en kommersiell leverantör (tabell över material).
- Använd ett roterande verktyg med cut-off hjul (eller en vass såg) för att skära av de två ändarna av en 19 G nål, vilket resulterar i en ~ 1.5 − 2 cm lång guide kanyl (figur 1AIII). Använd slipskivan i rotationsverktyget för att släta ut de två ändarna.
- Förbered katetern/tråd monteringen.
- Skär en 8 cm lång bit PE-10 slangar (polyeten slangar, diameter 0,011 tum) att fungera som intratecal katetern. Gör en markering 2 cm från ena änden med en etanol resistent märkpenna. Skär en 11 cm lång mandrängen tråd från polytetrafluoreten belagda tråd av rostfrittstål. Sätt in stylettråden (figur 1AII) i lumen på PE-10-katetern (figur 1AI).
Anmärkning: en kateter/tråd monterings uppsättning (figur 1av) behövs för varje djur. Alternativt kan katetrar och mandrängen ledningar köpas från en kommersiell leverantör (tabell över material).
- Skär en 8 cm lång bit PE-10 slangar (polyeten slangar, diameter 0,011 tum) att fungera som intratecal katetern. Gör en markering 2 cm från ena änden med en etanol resistent märkpenna. Skär en 11 cm lång mandrängen tråd från polytetrafluoreten belagda tråd av rostfrittstål. Sätt in stylettråden (figur 1AII) i lumen på PE-10-katetern (figur 1AI).
- Förbered leveransen kateter församling.
- Skär en bit PE-50 kateter (5 − 10 cm, polyeten slangar, diameter 0,023 tum) (figur 1bi). Till ena änden av PE50 katetern sätt i en 23 G röradapter (figur 1BIV). Denna ände kommer att anslutas till en 100 μL spruta (tabell över material) under operationen. Sätt i en modifierad 30 G nål med nav cut off (figur 1BIII) i en cirka 0,5 cm bit av PE-10 slangar (figur 1BII) och Anslut PE-10 slangar till andra änden av katetern.
- Den 30 G nålens ände av leverans kateter församlingen (figur 1BV) kommer att anslutas till den distala änden av den implanterade PE-10 katetern hos råtta under operationen.
Anmärkning: Alternativt kan leveransen kateter församling (figur 1BV) köpas från en kommersiell leverantör (tabell över material).
- Förbered guiden kanyl-nål församling (figur 1AVI) genom att placera en guide kanyl (figur 1AIII) över slutet av en 23 G nål.
- Sterilisera alla kirurgiska instrument inklusive guide kanyl och tråd/kateter uppsättningar med en etylenoxid autoklav för 12 h.
Anmärkning: alla kirurgiska instrument utom katetern kan autoklaveras; kommer att smälta vid hög temperatur.
2. förberedelse av kirurgi
Anmärkning: denna procedur utförs rutinmässigt på manliga och kvinnliga Sprague Dawley råttor med kroppsvikter mellan 200 g och 400 g. Två råttor är inhysta per bur under en 12 h ljus/mörk cykel med fri tillgång till mat och vatten.
- Vikt en råtta och placera den i en isofluran kammare för att inducera anestesi (1 − 5% isofluran i O2, titreras till effekt).
Obs: råtta är sedan kontinuerligt sövda med isofluran att bibehålla djup anestesi via en näsa kon under hela proceduren. En alternativ anestesimetod (t. ex. administrering av ketamin 100 mg/kg och xylazin 10 mg/kg) kan användas som godkänd av IACUC. - När råttan inte svarar på en tå nypa, raka ryggen från svansen till caudal bröstkorg ryggraden och placera rakat råtta på en steril plåt som ovanpå en värmedyna.
- Placera ett 50 ml koniskt centrifugerör under råttans buk för att böja ryggraden i ländryggen (figur 2a) och applicera oftalmisk salva på ögonen.
- Injicera den ihållande frisättningen buprenorfin (1,0 mg/kg; Tabell över material) subkutant hos råtta. Rengör den exponerade huden med omväxlande povidon och alkohol Scrubs och upprepa detta tre gånger.
Anmärkning: en alternativ smärtlindring kan användas som godkänd av IACUC-protokollet. - Drapera djuret med en steril transparent drapera som har Fenestrated över operationsområdet.
3. kirurgi
- Med råttan som stöds av 50 mL koniskt rör, identifiera de två naturliga gropar mellan musklerna ovanför bäckenet (pilar i figur 2A). Med ena handen håller dessa gropar, använda den andra handen för att försiktigt trycka och känna ryggraden från caudal till rostralt riktning och hitta den första stora indraget mellan Kotor och detta är det intervertebral utrymmet mellan S1 och L6 Kotor (figur 2B ).
- Flytta något rostrally att identifiera nästa indentation, det intervertebral utrymmet mellan L5 och L6 Kotor och injektionsstället (* i figur 2A). Använd en skalpell att göra ett snitt inte mer än 2 cm lång i huden längs mittlinjen från rostralt till caudal så att injektionsstället är i mitten av snittet (prickad linje i figur 2a).
- Använd dissektion sax för att dissekera bort bindväv för att visualisera muskellagret. Gör sedan en 1 cm snitt i muskeln kapseln omedelbart lateral till dorsala spinal processen av L6 ländkotan.
Anmärkning: benen i L6 ländkotan kan visualiseras på denna punkt. - Placera guiden kanyl-nål församling nära den främre aspekten av den 6: e ländkotan och skjut in den i det intervertebral utrymmet längs den främre aspekten av den 6: e kotan så att änden av nålen tränger in i ryggmärgskanalen. Skjut guide kanyl på plats längs nålen och ta bort 23 G nålen lämnar endast guiden kanyl på plats.
Obs: det är bra att använda trubbiga pinknålar för att lokalisera dorsala processen av L6 ländkotan innan du sätter i nålen. Generellt, CSF vätska kan ses in i nålen navet (denna vätska kan vara färgat med en antydan av blod, men detta tyder inte på att skadan har gjorts eller att nålen inte är placerad på rätt sätt). Författarna har inte sett stor mängd blod eller svår blödning under detta förfarande. Om något inträffar bör en veterinär kontaktas för att bestämma lämplig behandling och om djuren skall avlivas. - Sätt i kateter-Wire församlingen i guiden kanyl. Vinkel ner katetern-Wire församling på ungefär en 45 ° vinkel mot ryggmärgskanalen och tvinga slutet cirka 0,3 cm in i ryggmärgskanalen.
- Ta bort guiden kanyl, lämnar katetern med mandrängen tråden på plats. Ta bort mandrängen tråden cirka 2,5 cm från intratekal spetsen av katetern och förskott katetern i ryggmärgskanalen tills 2 cm märket är vid ingången av kanalen (bara synlig under muskeln) som visas i figur 1BVI.
Anmärkning: den insatta katetern bör utvidga rostrally till subaraknoidalrummet. Lyckad placering bör möjliggöra fri rörlighet för katetern i det utrymmet. - Helt dra ut mandrängen tråden, och CSF kan ses in i den implanterade katetern.
- Anslut leverans kateter församlingen till den distala änden av den implanterade katetern via nåländen på 30 G (figur 1BV, vi).
- Fyll 60 μL steril saltlösning i en 100 μL spruta (spolnings spruta). Fyll på en bolus med 30 μL av testsubstansen (t. ex. ASO-lösning) i en andra spruta (injektionsspruta).
- Anslut spolsprutan (laddad med saltlösning) till slang adapterns ände av leverans kateter aggregatet (figur 1BV). Injicera 20 μL steril saltlösning i det intratekala utrymmet (spolning före injektion).
- Anslut injektionssprutan (laddad med testsubstans) till slang adapterns ände av leverans kateter aggregatet (figur 1BV). Injicera 30 μL testsubstans i det intratekala utrymmet över 30 s.
Anmärkning: den rutinmässiga injektionsvolymen av ASO är 30 μL för att uppnå bra knockdown i ryggmärgen och i cortex. Det har rapporterats att injektions volymerna kan påverka sammansatt distribution12, även om olika injektionsvolymer inte har testats. Om annan förening eller volym används, säkerhet och effektivitet måste bestämmas empiriskt. - Upprepa steg 3,10 och Spola katetern med ytterligare 40 μL steril saltlösning (spolning efter injektionen). Lossa sedan leverans kateter enheten från den implanterade katetern.
Obs: före och efter injektion Flush tros minska lokal bindning av föreningarna och förbättra deras fördelning till rostralt strukturer12. - Aseptiskt skuren och värme tätning den implanterade katetern: placera ett par sterila dissektion pincett i en pärla autoklav tills de är mycket varma, sedan klämma ner på slangen med den varma änden av pincett.
Obs: denna åtgärd smälter katetern. Således är hålet i röret kollapsade och alla sidor fastnar på varandra, tätning slangen i en aseptisk sätt och sedan placeras i den subkutana rymden. - Använd absorberbara monofilamentsuturer för att säkra den kvarvarande värmeförseglade katetern i bindväv. Använd sedan icke-resorberbara monofilamentsuturer för att stänga huden över den säkrade värmeförseglade katetern.
Obs: sår klämmor kan också användas som godkända av IACUC-protokollet. Tekniken är kompatibel med upprepade injektioner men det har bara använts för engångsinjektioner i våra händer. Genomförbarheten av upprepade injektioner bör empiriskt utvärderas med godkännande av IACUC. - Använd gasväv och saltlösning för att tvätta allt blod från huden och låta djuret återhämta sig från anestesi i en uppvärmd inkubator tills mobilen, varvid den återlämnas till sin hem bur (två råttor per bur).
Obs: när du utför operationer på flera råttor på samma dag, rengör verktyg med vatten för att ta bort blod och omsterilisera med en uppvärmd torr pärla sterilizer (för minst 20 s, med tid att kyla) mellan djur. En ny uppsättning instrument används varje 5 djur. - Övervaka djuren dagligen i minst 3 dagar efter operationen och fortsätt att övervaka djuren varje vecka efter att ha återhämtat sig från operationen enligt IACUC-protokollet.
Anmärkning: om några komplikationer uppstår (urinretention, incisionsinfektioner, neurologisk störning såsom beslag eller förlamning), en veterinär bör kontaktas för att bestämma lämplig behandling och om djuren bör euthanized. Om den ihållande frisättningen buprenorfin inte används ska smärtlindring ges dagligen efter operationen enligt IACUC-protokollet.
4. utvärdering av vävnadsspecifik knockdown efter injektion
- Två veckor efter det bolus injektion av ASOs, samla olika regioner i hjärnan (dvs., hjärnbarken, striatum och cerebellum) samt olika delar av ryggmärgen (dvs, cervikal, bröstkorg, och ländryggen). Extrahera total vävnad RNA med en kommersiell RNA extraktion kit och utföra cDNA syntes reaktion som beskrivs tidigare13.
Anmärkning: standard reagenser användes för qPCR med följande analyser: råtta Malat1 och råtta GAPDH. Den relativa avskriften nivåer beräknades med hjälp av 2-δδCT -metoden (CT = tröskel cykel).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med hjälp av den metod som beskrivs här, injicerade vi två grupper av vuxna honråttor (250 − 300 g; n = 10/grupp) med antingen en enda bolus av fosfatbuffrad saltlösning PBS eller 300 μg ASO inriktning på långa icke-kodning (LINC) RNA Malat1; i vårt labb använder vi rutinmässigt Malat1 ASO som ett verktyg förening, eftersom Malat1 uttrycks ubiquitously och på höga nivåer i alla vävnader14, inklusive hjärna och ryggmärg. Malat1 ASO fungerar via en RNaseH1-medierad mekanism15 som försämrar RNA, vilket leder till knockdown (KD). I experimentet som beskrivs här, vi samlat olika regioner i hjärnan (dvs, hjärnbarken, striatum och cerebellum) samt ländryggen delen av ryggmärgen, två veckor efter leverans av ASO. RNA från var och en av den insamlade regionen sedan extraheras och analyseras via qPCR, för att bedöma nivåerna av uttrycket av Malat1 RNA.
När den testade agenten är ett ASO, rekommenderar vi att: 1) alltid samla in flera regioner i CNS, för att jämföra ASO effektivitet; 2) med tanke på den tekniska komplexiteten i den kirurgiska metoden, rekommenderar vi att inkludera en positiv kontrollgrupp, där en förening med väletablerade farmakokinetiska och farmakodynamiska egenskaper (dvs Malat1 ASO i vårt labb) testas parallellt med test agenten; Detta kommer att ge information om effektiviteten av operationer, bör oväntade eller oförklarliga resultat erhållas (t. ex. brist på eller otillräcklig RNA-reglering).
I det experiment som beskrivs här fick vi mycket bra KD i alla regioner som samlats in, vilket visas i figur 3. Vi har dock observerat en viss grad av regional variation med ryggmärgen som visar den högsta andelen av KD (hjärnbarken = 87% KD, striatum = 77% KD, lillhjärnan = 74% KD, ryggmärgen = 94% KD). Vi har inte använt in vivo knockdown effektivitet tidigare än 2 veckor efter operationen. I våra erfarenheter med flera ASOs, upptäckte vi betydande knockdown av målgener upp till 6 − 8 veckor efter operationen (data visas inte). En tidsstudie bör genomföras om den exakta tidsberoende knockdown verkningsgraden för en viss ASO är av intresse.
Figur 1: kundanpassade material och kateter satser som används vid intratekala injektioner. (A) katetern/tråd monteringen (v) görs genom att mandrängen Wire (II) sätts in i lumen på PE-10-katetern (i). Kanylen/nålmonteringen (vi) görs genom att sätta in en 23 G nål i lumen av guide kanyl (III). (B) leveransen kateter församling (v) görs genom anslutning slang adapter till ena änden av PE-50 kateter och ansluta cut 30 G nål i andra änden med hjälp av en bit av PE-10 kateter (II) som en adapter. Under operationen, den 30 G nålens ände av leveransen kateter församling (v) är ansluten till toppen av den implanterade katetern (vi), efter den andra änden av den implanterade katetern sätts in i intratekalt utrymme av djuret. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: identifiering av injektionsställe och snitt linje. (A) med den buk av råtta som stöds av en 50 ml koniskt rör, de två gropar mellan musklerna ovanför bäckenet är lätt att se (pilar). (B) med ena handen håller gropar, använda den andra handen för att försiktigt trycka och känna ryggraden och hitta intervertebral utrymme mellan L5 och L6 Kotor, dvs injektionsstället (* i panel A). Den streckade linjen i panel A visar snitt linjen med injektionsstället i mitten. Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: en enda bolus IT-injektion av Asos minskar råtta Malat1 in vivo. Vi injicerade en enda bolus av antingen PBS eller 300 μg av Malat1 ASO; två veckor efter operationen samlade vi in olika regioner i CNS och kvantifierade uttrycksnivåerna av Malat1 RNA. Vi fick bra KD av Malat1 RNA i alla regioner analyseras, med viss variation bland regioner (hjärnbarken = 87% KD, striatum = 77% KD, lillhjärnan = 74% KD, ryggmärgen = 94% KD; fel bommar = ± SEM). Vänligen klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Den nuvarande artikeln visar en kraftfull metod för att leverera terapeutiska medel direkt i råtta CNS. I teorin kan en liknande teknik också utföras på möss, men på grund av den mindre storleken, kan metoden vara mer utmanande. Därför, vår grupp utför intracerebroventrikulär (ICV) injektioner i möss för CNS Drug leverans, som når samma mål genom en annan administreringsväg. Den metoden har beskrivits i en annan studie16.
Fördelen med den metod som beskrivs här är att det inte kräver dyr utrustning, eller några speciella verktyg. Vi rekommenderar att du förbereder katetern/tråd monteringen som visas i figur 1A i förväg. Man bör förbereda minst lika många kateter/tråd församlingar som det finns råttor i studien, även om vi föreslår att förbereda några extra kateter/tråd sammansättningar om vissa är skadade eller behöver bytas ut under operationen.
När tekniken behärskas, hela proceduren beskrivs kräver ca 25 min per råtta, vilket möjliggör behandling av många råttor inom en dag. Om en person utför operationen på den första råtta, och en andra person gör kirurgisk förberedelse på nästa råtta, två råttor kan bearbetas samtidigt för att minska per djur tid. För en skicklig operatör, det finns fortfarande en liten chans för nålen att nå epidural utrymme i stället för subaraknoidal utrymme. Observation av CSF återflödet är en bra indikator på rätt nål position men det är inte perfekt. Vi rekommenderar att ett mål Engagement-test som den RNA-knockdown-analys som beskrivs i resultatsessionen ska utföras för att bekräfta korrekt leverans av testsubstansen.
Att etablera tekniker som det som beskrivs här är avgörande för utvecklingen av en robust preklinisk forskningspipeline som kan främja CNS-inriktade terapier. Faktum är att det leverans av Asos som en terapeutisk intervention är en metod som för närvarande undersöks för behandling av många sjukdomar i CNS17,18,19,20. Nusinersen, en ASO-baserad behandling för spinal muskelatrofi (SMA) patienter, godkändes nyligen på flera marknader över hela världen, visar tillämpligheten av denna metod också till pediatriska patienter21,22, 23.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna är alla anställda av Biogen, Inc. eller Ionis Pharmaceuticals. Författarna får antisense oligonukleotides beskrivs i artikeln från Ionis Pharmaceuticals.
Acknowledgments
Vi skulle vilja tacka Ionis Pharmaceuticals för att leverera ASOs beskrivs i artikeln.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 3M Steri-Drape Small Drape with Adhesive Aperture | 3M | 1020 | |
| 70% ethanol | Decon Laboratories, Inc | 8416-160Z | |
| Alcohol swab sticks | Dynarex | NO 1204 | |
| BD General Use Syringes 1 mL Luer-Lok tip | BD | 1ml TB Luer-Lok tip | BD 302830 |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE50 Diameter 0.023 in | BD 427400 (10ft, Fischer Scientific 22-204008) or 427401 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12P) |
| BD Intramedic PE Tubing | BD | Polyethylene tubing PE10 Diameter 0.011 in | BD 427410 (10ft, Fischer Scientific 14-170-11B) or 4274011 (100ft, Fischer Scientific 14-170-12B) |
| BD Intramedic PE Tubing Adapters | BD | 23 gauge intramedic luer stub adaper | BD 427565 or Fisher Scientific 14-826-19E |
| BD PrecisionGlide Single-use Needles 30G | BD | BD 305128 | |
| Buprenorphine Sustained Release-lab | ZooPharm | Prescription required | |
| Ethylene oxide sterilizer | Andersen Sterilizer INC. | AN 74i, gas sterilizer | AN 74i |
| Guide cannula | BD | 19G x 1 WT (1.1 mm x 25mm) needle | BD 305186 |
| Hamilton syringe 100ul | Hamilton company | Hamilton syringe 100ul | |
| Hot bead Sterilizer | Fine Science Tools | STERILIZER MODELNO FST 250 | |
| Ophthalmic ointment | Dechra veterranery product | 17033-211-38 | |
| Pocket Pro Pet Trimmer | Braintree Scientific | CLP-9931 B | |
| Povidone scrub | PDI | S48050 | |
| Saline | Baxter | Sodium Chloride 0.9% Intravenous Infusion BP 50ml | FE1306G |
| Scalpel | Feather | disposable scalpel | No. 10 |
| Small animal heating pad | K&H Manufacturing | Model # 1060 | |
| Stylet Wire | McMaster-Carr | 1749T14 | LH-36233780 |
| Surgery Towel drape | Dynarex | 4410 | |
| Surgical scissors and forceps | FST and Fisher Scientific | ||
| Sutures | Ethicon | 4-0 or 5-0 | |
| Tool to make the Guide cannular | Grainger | Rotary tool (Dremel) | 14H446 (Mfr: EZ456) |
| EZ lock cut off Wheel | 1PKX5 (Mfr: 3000-1/24) | ||
| Grinding Wheel, Aluminum Oxide | 38EY44 (Mfr: EZ541GR) | ||
| EZ lock Mandrel | 1PKX8 (Mfr: EZ402-01) | ||
| Diamond wheel floor Tile | 3DRN4 (Mfr: EZ545) | ||
| Alternative source for pre-made and sterilized materials for this procedure | |||
| Dosing catheter system | SAI Infusion Systems | RIDC-01 | |
| Guide cannula | SAI Infusion Systems | RIDC-GCA | |
| Internal Catheters | SAI Infusion Systems | RIDC-INC | |
| Stylet Wire | SAI Infusion Systems | RIDC-STY |
References
- Abbott, N. J. Dynamics of CNS barriers: evolution, differentiation, and modulation. Cellular and Molecular Neurobiology. 25 (1), 5-23 (2005).
- Greene, C., Campbell, M. Tight junction modulation of the blood brain barrier: CNS delivery of small molecules. Tissue Barriers. 4 (1), e1138017 (2016).
- Daneman, R., Engelhardt, B. Brain barriers in health and disease. Neurobiology of Disease. 107, 1-3 (2017).
- Ballabh, P., Braun, A., Nedergaard, M. The blood-brain barrier: an overview: structure, regulation, and clinical implications. Neurobiology of Disease. 16 (1), 1-13 (2004).
- Cardoso, F. L., Brites, D., Brito, M. A. Looking at the blood-brain barrier: molecular anatomy and possible investigation approaches. Brain Research Reviews. 64 (2), 328-363 (2010).
- Larsen, J. M., Martin, D. R., Byrne, M. E. Recent advances in delivery through the blood-brain barrier. Current Topics in Medicinal Chemistry. 14 (9), 1148-1160 (2014).
- Brinker, T., Stopa, E., Morrison, J., Klinge, P. A new look at cerebrospinal fluid circulation. Fluids Barriers CNS. 11, 10 (2014).
- Standifer, K. M., Chien, C. C., Wahlestedt, C., Brown, G. P., Pasternak, G. W. Selective loss of delta opioid analgesia and binding by antisense oligodeoxynucleotides to a delta opioid receptor. Neuron. 12 (4), 805-810 (1994).
- Wahlestedt, C., et al. Antisense oligodeoxynucleotides to NMDA-R1 receptor channel protect cortical neurons from excitotoxicity and reduce focal ischaemic infarctions. Nature. 363 (6426), 260-263 (1993).
- Wahlestedt, C., Pich, E. M., Koob, G. F., Yee, F., Heilig, M. Modulation of anxiety and neuropeptide Y-Y1 receptors by antisense oligodeoxynucleotides. Science. 259 (5094), 528-531 (1993).
- Mazur, C., et al. Development of a simple, rapid, and robust intrathecal catheterization method in the rat. Journal of Neuroscience Methods. 280, 36-46 (2017).
- Wolf, D. A., et al. Dynamic dual-isotope molecular imaging elucidates principles for optimizing intrathecal drug delivery. Journal of Clinical Investigation Insight. 1 (2), e85311 (2016).
- Becker, L. A., et al. Therapeutic reduction of ataxin-2 extends lifespan and reduces pathology in TDP-43 mice. Nature. 544 (7650), 367-371 (2017).
- Zhang, X., Hamblin, M. H., Yin, K. J. The long noncoding RNA Malat1: Its physiological and pathophysiological functions. RNA Biology. 14 (12), 1705-1714 (2017).
- Crooke, S. T., Witztum, J. L., Bennett, C. F., Baker, B. F. RNA-Targeted Therapeutics. Cell Metabolism. 27 (4), 714-739 (2018).
- DeVos, S. L., Miller, T. M. Direct intraventricular delivery of drugs to the rodent central nervous system. Journal of Visualized Experiments. (75), e50326 (2013).
- McCampbell, A., et al. Antisense oligonucleotides extend survival and reverse decrement in muscle response in ALS models. Journal of Clinical Investigation. 128 (8), 3558-3567 (2018).
- Schoch, K. M., Miller, T. M. Antisense Oligonucleotides: Translation from Mouse Models to Human Neurodegenerative Diseases. Neuron. 94 (6), 1056-1070 (2017).
- Lane, R. M., et al. Translating Antisense Technology into a Treatment for Huntington's Disease. Methods in Molecular Biology. 1780, 497-523 (2018).
- Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Antisense oligonucleotides in neurological disorders. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
- Haché, M., et al. Intrathecal Injections in Children With Spinal Muscular Atrophy: Nusinersen Clinical Trial Experience. Journal of Child Neurology. 31 (7), 899-906 (2016).
- Goodkey, K., Aslesh, T., Maruyama, R., Yokota, T. Nusinersen in the Treatment of Spinal Muscular Atrophy. Methods in Molecular Biology. 1828, 69-76 (2018).
- Wurster, C. D., Ludolph, A. C. Nusinersen for spinal muscular atrophy. Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 11, (2018).
