Summary
Dit protocol beschrijft de stappen die zijn genomen om KRAS longtumoren bij muizen te induceren, evenals de kwantificering van gevormde tumoren door echografie. Kleine tumoren worden gevisualiseerd in vroege tijdpunten als B-lijnen. Op latere tijdpunten worden relatieve tumorvolumemetingen bereikt door het meetinstrument in de echografiesoftware.
Abstract
Met ~ 1,6 miljoen slachtoffers per jaar, longkanker draagt enorm bij aan de wereldwijde last van kanker. Longkanker wordt deels gedreven door genetische veranderingen in oncogenes zoals de KRAS oncogene, die ~ 25% van de gevallen van longkanker vormt. De moeilijkheid in het therapeutisch richten op KRAS-gedreven longkanker komt deels voort uit het hebben van slechte modellen die de progressie van de ziekte in het lab kunnen nabootsen. We beschrijven een methode die de relatieve kwantificering van primaire KRAS longtumoren in een Cre-inducible LSL-KRAS G12D muis model via echografie mogelijk maakt. Deze methode is gebaseerd op de helderheid (B)-modus verwerving van de long parenchyma. Tumoren die in eerste instantie worden gevormd in dit model worden gevisualiseerd als B-lijnen en kunnen worden gekwantificeerd door het tellen van het aantal B-lijnen aanwezig in de verworven beelden. Deze zouden het relatieve tumornummer vertegenwoordigen dat op de oppervlakte van de muislong wordt gevormd. Als de gevormde tumoren ontwikkelen met de tijd, ze worden gezien als diepe gespleten haarvaten in de long parenchyma. Aangezien de omtrek van de gevormde tumor goed gedefinieerd is, wordt het berekenen van het relatieve tumorvolume bereikt door de lengte en breedte van de tumor te meten en toe te passen in de formule die wordt gebruikt voor tumorrempermetingen. Echografie is een niet-invasieve, snelle en gebruiksvriendelijke techniek die vaak wordt gebruikt voor tumorkwantificeringen bij muizen. Hoewel artefacten kunnen verschijnen bij het verkrijgen van echografiebeelden, is aangetoond dat deze beeldvormingstechniek voordeliger is voor tumorkwantificeringen bij muizen in vergelijking met andere beeldvormingstechnieken zoals computertomografie (CT) beeldvorming en bioluminescentiebeeldvorming (BLI). Onderzoekers kunnen nieuwe therapeutische doelen met behulp van deze techniek te onderzoeken door het vergelijken van longtumor initiatie en progressie tussen verschillende groepen muizen.
Introduction
Als de belangrijkste oorzaak van kankergerelateerde sterfgevallen wereldwijd, blijft longkanker vuurvast voor behandelingen, voornamelijk door gebrek aan relevante preklinische modellen die de ziekte in het lab kunnen samenvatten1. Ongeveer 25% van de gevallen van longkanker is het gevolg van mutaties in het KRAS-oncogene2. KRAS-gedreven longkanker wordt vaak geassocieerd met een slechte prognose en een lage respons op therapie, wijzend op het belang van verdere studies in deze ziekte2.
We hebben een methode geoptimaliseerd die de relatieve evaluatie van de groei van longtumoren in real time mogelijk maakt bij kras-longkanker-geïnduceerde immuun-competente muizen. We gebruiken Lox-Stop-Lox KRAS G12D (LSL-KRAS G12D) muizen waarbij het KRAS G12D oncogene kan worden uitgedrukt door Cre lentivirale vectoren3,4. Deze vectoren worden aangedreven door koolzuurhoudende anhydrase 2, waardoor de virale infectie specifiek kan plaatsvinden in alveolar epitheelcellen5. Bovendien, om de initiatie en progressie van longtumoren te versnellen, drukt de lentivirale constructie ook P53 shRNA uit van een U6/H1 promotor (de lentivirale constructie hierin zal ca2Cre-shp53 worden genoemd)6. De biologische relevantie van deze methode ligt in het natuurlijke verloop van de ontwikkeling van longtumoren bij muizen in tegenstelling tot xenografts van niet-orthotopische tumoren bij muizen. Een obstakel met behulp van de orthotopische methode is het monitoren van de groei van de longtumor zonder de muis op te offeren. Om deze beperking te overwinnen, hebben we echografie geoptimaliseerd om de analyse van de progressie van longtumoren in de tweedimensionale (2D) modus in dit muismodel mogelijk te maken. Initiëren van tumoren op 7 weken na de infectie worden weerspiegeld als B-lijnen in echografie beelden, die kunnen worden geteld, maar zal niet weerspiegelen het exacte aantal tumoren aanwezig op de long. B-lijnen worden gekenmerkt door laserachtige verticale witte lijnen die voortvloeien uit de pleuralijn in de longparenchyma7,8. Grote tumoren kunnen worden gevisualiseerd na 18 weken infectie. Het relatieve volume van deze tumoren wordt gekwantificeerd door 2D-metingen gedaan op echografie.
Deze methode is optimaal voor onderzoekers die het effect van farmacologische geneesmiddelen op de groei van longtumoren in het LSL-KRAS G12D muismodel onderzoeken. Bovendien kan de progressie van longtumoren worden vergeleken tussen muizen met verschillende genetische geslachten, om het belang van de aanwezigheid of afwezigheid van bepaalde genen/eiwitten op de ontwikkeling van het longtumorvolume te onderzoeken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Dierstudies werden uitgevoerd in overeenstemming met het Institutioneel Comité voor dierenverzorging en -gebruik (IACUC) van de McGill University en de procedures werden goedgekeurd door het Comité voor dierenwelzijn van de McGill University (protocol voor dierenwelzijn # 2009-5754).
1. Generatie ca2Cre-shp53 Lentivirale Titre
OPMERKING: Het volgende protocol is hetzelfde als dat beschreven in Xia et al.6, met kleine wijzigingen.
- Bereiding van lentivirus (voor 15 cm x 10 cm gerechten)
- Op dag 1, plaat gezonde HEK293T cellen (7,5 x 106 cellen per 10 cm schotel) met 10 mL van dulbecco's gemodificeerde Eagle medium) (DMEM), 10% foetale runderserum (FBS), en 1% pen / strep. Cultuur in een 37 °C, 5% CO2 incubator.
- Bereid het mengsel voor op calciumfosfaattransfection (mengsel voor 15 platen). Bereid buis A voor met 225 μg (15 μg/plaat) van de lentivirale vector (Ca2Cre-shp53), 75 μg (5 μg/plaat) van PsPAX2 plasmid (met HIV-1 gag en HIV-1 pol genen), 75 μg (5 μg/plaat) van pMD2.plas Gmid (bevattend VSV-G-gen) voor verpakking; een eindconcentratie van 0,15 M CaCl2 en vul de buis met gedistilleerde H2O tot 3,75 mL. Bereid buis B voor met 3,75 mL 2x HEPES-gebufferde zoutoplossing (HBS; 50 mM HEPES, pH 7,05, 280 mM NaCl, 10 mM KCl, 1,5 mM Na2HPO4·2H2O en 12 mM D-dextrose).
- Vortex buis A en voeg het dropwise toe aan buis B onder continue vortexing.
LET OP: Het totale volume bedraagt 7,5 mL. - Incubeer bij kamertemperatuur in het donker gedurende 20-30 min.
- Voeg ongeveer 9 uur na het beplaten van de cellen 500 μL van het transfection mengsel dropwise toe aan het celmedium (7,5 mL/15 gerechten: 0,5 mL per schotel).
- Wervel zachtjes elk gerecht te mengen, en uitbroeden alle gerechten op 37 °C, 5% CO2.
- Vervang op dag 2, 12−18 uur na het transfection de media door 10 mL antibioticavrije serummedia(Tabel met materialen)per 10 cm schotel. Plaats gerechten terug in de 37 °C, 5% CO2 incubator.
- Verzamel op dag 3 de media met lentivirussen die Ca2Cre-shp53 uitdrukken en filtreer door 0,45 μm-filters. Vul de media aan met verse antibioticavrije serummedia.
LET OP: De verzamelde media kunnen niet langer dan 3 dagen op 4 °C worden bewaard. - Op dag 4, verzamelen, voor een tweede keer, de media die het lentivirus bevatten en filter door een 0,45 μm filter. Houd op 4 °C (gedurende niet meer dan 3 dagen).
- Combineer de virussupernatants uit de stappen 1.1.8 en 1.1.9. Concentraat ze door centrifugale filtereenheden (Tabel van materialen) door te centrifugeren op 1.372 x g gedurende 30 min bij 4 °C. Herhaal het proces totdat alle verzamelde media door de kolommen zijn gegaan.
OPMERKING: Na elke centrifugering kan 100-200 μL geconcentreerd filtraat worden geoogst. - Verzamel en meng de geconcentreerde filtraat in een ijskoude buis van 15 mL. Meng de geconcentreerde lentivirussen goed en vervolgens aliquot (bijvoorbeeld 100 μL/ buis). Bewaar bij -80 °C.
- Lentivirale titratie
OPMERKING: Vereeuwigde muis embryonale fibroblasten (MEFs) uitdrukken van een loxP-geflankeerde allel van groene fluorescerende eiwitten (GFP) worden gebruikt in dit protocol voor de kwantificering van virale titer. Echter, elke cellijn met een loxP-GFP allel moet geschikt zijn voor deze stap.- Kweekcellen die een loxP-geflankeerd allel GFP uitdrukken met DMEM, 10% FBS en 1% pen/strep bij 37 °C, 5% CO2.
- Plaat 2 x 105 cellen in twee 50 mm putten van een 6-put plaat.
OPMERKING: De cellen van de ene bron zullen worden gebruikt voor lentivirale infectie, terwijl die van de andere zal worden gebruikt als een negatieve controle. - De volgende dag, vul de cellen met 2 mL DMEM, 10% FBS, en 1% pen / strep 2 uur voor lentivirale infectie.
- Voeg 20 μL van het CA2Cre-shp53 lentivirus (het volume kan variëren wanneer dat nodig is) in de lentivirale infectie goed.
- Bepaal na 3 dagen in de kweek de frequentie van de cre-geïnduceerde GFP-positieve cellen per stroomcytometrie, zoals blijkt uit figuur 1. Was cellen met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS), los door trypsinisatie en verzamel cellen door centrifugeren bij 112 x g.
- Was de cellen twee keer met PBS. Ten slotte moet u de cellen opschorten in 100 μL PBS. Bepaal het percentage GFP-positieve cellen door een celanalyzer(Tabel met materialen).
- Bereken de lentivirus besmettelijke/functionele titer met behulp van de volgende formule:
waarbij F de frequentie van GFP-positieve cellen is en wordt berekend door de frequentie van GFP-positieve cellen na infectie (Fi) af te trekken van de frequentie van GFP-positieve cellen (achtergrond) voorafgaand aan infectie (Fc) zoals weergegeven in figuur 1 (F = Fi-Fc), is Cn het aantal vergulde cellen (2 x 105),V is het volume van het inoculum (mL) en DF is de virusverdunningsfactor.
LET OP: De infectieuze/functionele concentratie = ~2 x 106 TU/mL.
2. Intratracheale intubatie van Lentivirussen in LSL-KRASG12D Muizen
OPMERKING: De methode van intratracheale intubatie werd gebruikt zoals beschreven in het gepubliceerde protocol door Vandivort et al.9. In dit protocol worden muizen LSL-KRASG12D muizen in C57BL/6 achtergrond gebruikt op de leeftijd van 6−8 weken. Een zelfgemaakte werkprocedure board wordt gebruikt zoals beschreven in Vandivort et al.9. Het bord is voor de experimentator geplaatst in een handige werkruimte (ongeveer 1 m2).
- Bereid een spirometer voor door de zuiger van een 1 mL-spuit te verwijderen en 60 μL PBS in de spuit te laden.
- Bevestig een 22 G katheterpunt in de spuit en zet apart.
- Aneesthetize de muizen door intraperitoneale injectie van een 1 μL/g van de muis lichaamsgewicht van ketamine (50 mg/mL)/xylazine (5 mg/mL)/acepromazine (1 mg/mL) cocktail. Zorg voor een goede sedatie van de muis door een lage ademhalingssnelheid (1 adem om de 2 s).
- Aanzuiging 20 μL CA2Cre-shp53 lentivirus in een pipettor en zet apart.
- Plaats de verdoofde muis op het werkprocedurebord door de bovenste incisors in de draad van het bord te haken.
LET OP: De rug van de muis moet plat tegen het platform. - Plak het staartgedeelte van de borstholte vast aan het platform om de uitlijning van de muis tijdens de procedure te garanderen.
- Pas een zwanenhalsverlichting tussen 80−100% intensiteit aan en plaats het licht 1−2 cm van het huidoppervlak.
- Van achter het platform, trek de tong uit de mondholte van de muis met behulp van steriele tangen.
- Terwijl u de tong vastzet, plaatst u een depressor in de mondholte van de muis en laat u de tong los.
- Plaats de zwanenhals op de hoofdstam bronchiën om luchtpijp te verlichten.
OPMERKING: De luchtpijp kan zichtbaar zijn door de werking van de ademhaling, waardoor fluctuatie van het licht. - Wanneer de luchtpijp duidelijk wordt bekeken, plaatst u de voorbereide spirometer (spuit met PBS en katheter) in het tracheale pad.
- Verwijder de depressor en observeer de opkomst en ondergang van PBS in de spuit met elke adem.
OPMERKING: Dit is een indicator dat de katheter goed in de luchtpijp is geplaatst. - Verwijder de spuit met PBS met behoud van de katheter in de luchtpijp als de vorige positie.
- Dep het 20 μL CA2Cre-shp53 lentivirus in het midden van de katheter.
- Terwijl u de katheter op zijn plaats houdt, injecteert u 300 μL lucht in de katheter met behulp van een lege spuit om een goede verdeling van lentivirus in de longen te garanderen.
- Houd de katheter op zijn plaats en plaats de spirometer opnieuw in de katheter.
OPMERKING: De opkomst en ondergang van de PBS-zeepbel zal ervoor zorgen dat de procedure succesvol is. - Verwijder de katheter en tape. Plaats het dier op een warme en droge plaats tot het wordt nieuw leven ingeblazen.
3. Echografie van longtumoren bij muizen
OPMERKING: Echografie werd uitgevoerd na 7 en 18 weken lentivirale intubatie met behulp van het systeem vermeld in de Tabel met materialen; echter, elk model kan worden gebruikt voor de analyse.
- Verwijder een dag voor de beeldvorming bont uit het borstgebied van de intubeerde muis.
OPMERKING: Muis moet worden verdoofd tijdens deze stap door ze te plaatsen in een inductiekamer van 3% isoflurane en 2L/minute O2. - Stel op de dag van de beeldvorming de werkruimte in zoals weergegeven in figuur 2. Zet de verwarmingspomp aan voor ultrasone gel en de temperatuurmonitor.
- Zet een warme 33 °C incubator op om de muizen in post-imaging te plaatsen.
- Plaats de driedimensionale (3D) motor(figuur 2F)op het geïntegreerde railsysteem.
- Zorg ervoor dat de 3D-motor en het transducermontagesysteem veilig op hun plaats zijn.
- Sluit een voorkeurstransducer aan (frequentie: 40 MHz; Figuur 2E en Tabel van Materialen) voor tumormetingen loodrecht op de 3D-motor.
- Start een nieuwe studie over de echografie software.
- Selecteer Studiebrowseren selecteer Nieuw onder aan het scherm.
- Selecteer Nieuwe Studie, een nieuw venster zal verschijnen dat de toevoeging van een studienaam naast verdere informatie over de studie, d.w.z. datum van studie, naam van onderzoeker, enz.
- Vul de informatie in Serie Naam, dat wil zeggen, Animal ID, Stam, Gewicht, Geboortedatum, enz.
- Selecteer Gereed,het programma wordt gewijzigd voor de B-modus.
- Zet een verwarmingslamp in een handige positie boven het dierenplatform.
- Plaats de muis in de inductiekamer (3,5% isoflurane).
OPMERKING: Een goede verdoving wordt bevestigd door bewusteloosheid van de muis, en langzamere ademhalingssnelheid van ongeveer 1 adem per 2 seconden. - Wanneer de muis verdoofd is, wijzigt u de verbinding van de verdovingsmachine die naar het dierenplatform moet worden geleid, vermindert u de isoflurane tot 2,5%.
- Plaats de muis op het dierenplatform in decubitus ventral, met zijn mondholte gericht op de verdovingbuis.
- Breng smeermiddel aan op de ogen van de muis.
- Plaats de muis in decubitus rug en tape zijn handen en voeten stevig op het dierenplatform.
- Breng een kleine laag ultrasone gel op de muisborst.
- Verlaag de acquisitiesonde met behulp van de hoogtecontroleknop om het oppervlak van de muisborst aan te raken. Plaats de sonde zodanig dat het hart van de muis ongeveer gecentreerd is.
- Gebruik de microknoppen om beelden van de hele borst te verkrijgen, van beide ledematen, in de dwarse oriëntatie idealiter verzamelen 500 frames per muis (aantal frames kan variëren afhankelijk van persoonlijke keuze).
- Zodra de beeldvorming is gedaan, verwijder de gel uit de borst van de muis en plaats de muis in de warme couveuse.
4. 2D-analyse van echografiebeelden
- Na het openen van verworven frames op de echografie software, scan de frames voor tumoren.
- Voor kleine initiërende tumoren, tel het aantal B-lijnen periodiek om de 10 frames voor de volledige lengte van de 500 frames verworven.
Daarom worden B-lijnen geteld in een totaal van 50 afbeeldingen, elke afbeelding wordt gescheiden door 10 frames. B-lijnen worden gekenmerkt door longitudinale witte rechte lijnen die volledig door het scherm lopen. - Voor 2D-metingen van grote tumoren selecteert u het lineaire gereedschap en meet u de breedte en lengte van de aanwezige tumor.
- Gebruik de volgende formule om het volume van de tumoren te berekenen:
waarbij L en W respectievelijk de lengte en breedte van de tumor zijn.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Na het verkrijgen van een lentivirale infectieuze titer van ~2 x 106 TU/mL (figuur 1), werd het Ca2Cre-shp53 lentivirus intratracheally geïnjecteerd toen LSL-KRAS G12D muizen een geschikte leeftijd bereikten (6−8 weken)9. Echografie werd uitgevoerd na 7 weken infectie bij het initiëren van tumoren(figuur 3B). Beeldvorming werd gedaan op 7 weken om de verschillende soorten precursorlaesies die zich voordoen in de LSL-KRASG12D muis model, variërend van hyperplasie tot adenoom3, zoals afgebeeld in figuur 4A na 8 weken van infectie op te nemen. Beeldvorming eerder dan 6 weken zal niet zorgen voor de opname van adenoom-vormende tumoren in de analyse3. Deze voorloperlaesies worden gevisualiseerd als B-lijnen in echografie en kunnen worden geteld met het oog, omdat ze kunnen worden geïdentificeerd als smalle stralen van wit licht verticaal doorkruisen het scherm en zijn het resultaat van een sterke reflectie van echografie golf (Figuur 3B)10. B-lijnen vertegenwoordigen kleine tumoren die zich op het oppervlak van de longen bevinden; tumoren worden gestart in diepere structuren van de long, zoals dicht bij de luchtpijp zal niet worden weerspiegeld als B-lijnen. Het aantal tumoren dat op het pleuraoppervlak wordt geïnitieerd, kan worden gekwantificeerd door de B-lijnen te tellen, omdat ze te klein zijn voor volumemetingen. We hebben 500 frames over het volledige longgebied in 5 muizen verworven. B-lijnen werden geteld om de 10 frames; zo werden ze geteld in een totaal van 50 beelden per muis die de volledige 500 verworven frames overspannen. De spreidingsplot in figuur 3D toont de som van B-lijnen die in elke 10 afbeeldingen (100 frames) voor 5 muizen worden geteld. Het aantal B-lijnen per muis wordt vervolgens samengevat om B-lijnen aanwezig in het volledige longgebied op te nemen. De gemiddelde hoeveelheid B-lijnen die tumoren in de vijf muizen vertegenwoordigen was 141,6 ± 41,52 (figuur 3E). Figuur 3A toont een echografie beeld verworven van een niet-geïnfecteerde muis long, ter vergelijking.
Volgens Jackson et al.3, 16 weken post-intubatie omvat adenoom evenals adenocarcinoma, die tumor soorten van belang in KRAS longkanker. Om ervoor te zorgen dat dit soort tumoren worden opgenomen bij het analyseren van volumemetingen via echografie in ons model, hebben we de longen van muizen afgebeeld na 18 weken na de infectie. Om het volume van de grote tumoren via echografie te kwantificeren, gebruikten we 2D-analyse op de echografiesoftware. Grote tumoren verschijnen als diepe gespleten haarvaten die het pleuraoppervlak onderbreken, zoals te zien is in het beeld van figuur 3C. Wanneer een tumor wordt gespot, meten we de lengte (L) en breedte (W) van de tumor, met behulp van het meetinstrument van de echografiesoftware. Eenmaal verkregen, l en w worden toegepast in de conventionele formule die wordt gebruikt voor de berekening van tumor volume (protocol stap 4.4). We analyseerden het tumorvolume van 10 muizen, zoals blijkt uit figuur 3F, waar het aantal tumoren gevormd in elke muis varieerde van 5 tot 26 tumoren. De volumes van alle tumoren gevormd per muis worden vervolgens samengevat om het tumorvolume per muis te vertegenwoordigen. Voor deze analyse gaan we ervan uit dat de tumoren gevormd in de longen van muizen epileptisch van vorm zijn, dus de breedte van de tumor wordt beschouwd als loodrecht op het beeldvormingsvlak. Relatieve volumekwantificering kan worden gedaan wanneer de lineaire grootte van tumoren 0,3 mm bereikt (lengte of breedte). Na analyse van de longparenchyma van 10 muizen was het gemiddelde tumorvolume 31,8 ± 6,61 mm3 (figuur 3G). Hematoxyline en Eosin (H&E) kleuringanalyse op longsecties bevestigden de vorming van grote tumoren na 20 weken na infectie (figuur 4B) en bevestigde vorming van adenoom en adenocarcinoma. Opgemerkt moet worden dat naarmate de tumorgroei vordert, verschillende tumoren kunnen fuseren tot grote tumoren, zoals blijkt uit figuur 4B. Hoewel de echografie software 3D-analyse van tumoren mogelijk maakt, bleek dit type analyse moeilijk in ons model, voornamelijk vanwege de hoge dynamische beweging van de gevormde primaire tumoren die consistent is met het schuiven van de longen (beweging van de pleuralijn met ademhaling) en cardiale slagen11. We redeneerde dat 2D-analyse consistentie zou bieden in relatieve tumorvolumemetingen, vooral bij het vergelijken van de progressie van longtumoren tussen verschillende groepen muizen.
Figuur 1: Flow cytometrieanalyse van MEF's met een GFP LoxP-allel. Representatieve stroomcytometriebeelden die de frequentie van GFP-positieve MEF's laten zien die niet besmet zijn (Fc) (A) en besmet (Fi) met het Ca2Cre-shp53 lentivirus(B). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 2: Werkruimte van geïntegreerd spoorwegsysteem van echografie. (A) X-as micro-knop. (B) Y-as micro-knop. (C) Dierenplatform. (D) Hoogtecontroleknop van scankopsonde. (E) Transducer. f) 3D-motor. (G) Verwarmingslamp. (H) Verdovingbuis. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 3: Representatieve echografiebeelden van muislongen voor en na inductie van de longtumor. (A) Afbeelding van een niet-geïnfecteerde muis longsectie. Rode pijlen wijzen naar ribben (R) en het pleuraoppervlak (PS) van de long. (B) Beeld van een muizenlong 7 weken na tumorinductie door intratracheale intubatie van lentivirus. Pijlen geven B-lijnen als gevolg van kleine tumoren op het longoppervlak. (C) Beeld van een muizenlongsectie 18 weken na tumorinductie. Blauwe lijnen geven metingen aan van de lengte (L: mm) en breedte (W: mm) van de getoonde tumor. (D) Spreiding plot met B-line kwantificering in 10 beelden verspreid over 500 frames (elke afbeelding wordt gescheiden door 10 frames). (E) Kwantificering van het relatieve tumornummer in de longen na 7 weken na inductie. (F) Scatter plot met het relatieve volume van de verschillende tumoren gevormd in de longen van 10 muizen op 18 weken na de infectie. (G) Kwantificering van het longtumorvolume bij muizen (n = 10). Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Figuur 4: Representatieve H&E-kleuring van LSL-KRAS G12D-longsecties. (A) Longsectie na 8 weken na infectie bij vergroting van 500 μm. Pijlen wijzen op voorloperlaesies gevormd op dit moment, die worden weerspiegeld als B-lijnen in echografie. Zwarte pijlen wijzen op vergrote laesies op 60 μm. (B) Longsectie op 20 weken na infectie bij vergroting van 2 mm. Pijlpunten van dezelfde kleur tonen verschillende tumoren die zijn samengevoegd. Pijlen tonen vergroottumoren op 60 μm. Klik hier om een grotere versie van dit cijfer te bekijken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
We demonstreren een methode die de groei van longtumoren in het Cre-inducible LSL-KRAS G12D muismodel kan beoordelen aan de hand van echografie. Deze methode kan worden gebruikt voor de evaluatie van het effect van farmacologische remmers op de groei van longtumoren. Het kan ook worden gebruikt om de groei van longtumoren tussen muizen van verschillende genetische achtergronden te vergelijken. Het gebruik van deze techniek vereist echter geen gespecialiseerde rekenvaardigheden, maar het is belangrijk om systematisch te zijn in het aantal frames dat wordt gebruikt voor analyse om een goede vergelijking mogelijk te maken als de methode wordt gebruikt voor het vergelijken van verschillende groepen muizen.
De intratracheale intubatie van ~2 x 106 TU/mL Ca2Cre-shp53 in LSL-KRAS G12D muizen leidde tot de vorming van voorloperlaesies na 7 weken infectie. Deze worden weergegeven als longitudinale witte lijnen op sonografische afbeeldingen en worden B-lijnen genoemd (figuur 3B)12. Het gemiddelde aantal B-lijnen per muis was 141,6 ± 41,52 (figuur 3E). We kozen ervoor om het initiëren van tumoren te visualiseren op 7 weken na de infectie, omdat dit tijdsbestek verschillende soorten voorloperlaesies zou omvatten; atypische adenomen hyperplasie, epitheliale hyperplasie en adenoom3. De vorming van precursorlaesies op de long werd geverifieerd door H&E-vlekken na 8 weken lentivirale infectie (figuur 4A). Na 18 weken virale intubatie zijn de tumoren groot genoeg om 2D-volumemetingen in de echografiesoftware(figuur 3C) mogelijk te maken. Analyse van echografiebeelden werd gedaan op het tijdstip van 18 weken om de kwantificering van goed ontwikkeld adenooma en adenocarcinoma3op te nemen. De vorming van dit soort tumoren werd bevestigd op 20 weken na de infectie door H & E kleuring analyse (Figuur 4B). 3D-volumemetingen zijn ook mogelijk door de echografie software, maar vereisen een hoog niveau van expertise. De titre beschreven in dit protocol is optimaal voor de vorming van longtumoren die goed kunnen worden gevisualiseerd en gekwantificeerd in 2D.
Andere beeldvormingstechnieken kunnen ook worden gebruikt om de groei van longtumoren bij muizen te monitoren, zoals CT-beeldvorming en BLI13. Echter, CT-beeldvorming vereist het leveren van een stralingsdosis aan de tumor, die tumorgroei kan beïnvloeden bij herhaalde testen13. Bovendien vereist het gebruik van contrastmiddelen voor nauwkeurige tumormetingen13. BLI is een belangrijke beeldvormingstechniek die vaak wordt gebruikt voor het kwantificeren van tumorproliferatie; De belangrijkste beperking is echter de afhankelijkheid van metabolische activiteiten en de aanwezigheid van ATP en O213. Het voordeel van echografie ligt in het feit dat het een niet-invasieve, niet-stralinggevende, snelle en goedkope techniek voor het verwerven van beelden van de long parenchyma13. Echografie is eerder gebruikt om de groei van orthotopische menselijke tumoren xenografted in long en alvleesklier van muizen te controleren13,14. Raes et al. zijn succesvol geweest in het in de lengterichting monitoren van de groei van een enkele menselijke longtumor geïmplanteerd in de buurt van het achterste diafragmaoppervlak bij muizen via echografie13. Het verschil in de LSL-KRAS G12D muis model is met spontane ontwikkeling van longtumoren die kunnen worden gecontroleerd van initiatie tot progressie en deze ontwikkeling kan worden vergeleken tussen muizengroepen. Ook zijn er tal van tumoren worden ontwikkeld op de long van de LSL-KRAS G12D muis model, dat uiteindelijk groeien, en kan zelfs samen smelten tot grote tumoren vormen (Figuur 4B). Dit drong er bij de noodzaak om een methode die longtumor initiatie en progressie in dit muismodel kan controleren gebruiken. We hebben de analyse van de 2D-helderheid (B)-modus geoptimaliseerd om kwantitatieve beoordeling van longtumoren die in dit muismodel zijn ontwikkeld, mogelijk te maken.
Een mogelijke beperking met echografie is de aanwezigheid van valse positieven15. Deze worden gezien wanneer een sterk reflecterend oppervlak aanwezig is (diafragma of lever) dat de baan van de straal onderbreekt en een virtueel object kan creëren dat een echt object nabootst15. Dergelijke beelden kunnen valse tumoren zijn, maar kunnen worden omzeild bij goed onderzoek; een grote tumor is meestal dynamisch, terwijl een virtueel object statisch zou zijn.
Echografie voor het LSL-KRAS muismodel is ideaal vanwege het niet-invasieve karakter van deze techniek. De analysemethode die in ons lab wordt gebruikt om de progressie van longtumoren in het LSL-KRAS muismodel te monitoren, is snel en gebruiksvriendelijk.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
Wij danken Dr. I. Verma voor de lentivirale Ca2Cre-shp53 vector. Het werk werd ondersteund door fondsen van de Canadian Institutes of Health Research (CIHR MOP 137113) aan AEK.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.45 μm Acrodisc Syringe Filters | Pall Corporation | PN 4614 | |
| 100-mm Cell Cultre Plate | CELLSTAR | 664 160 | |
| 6-well Cell Culture Plate | CELLSTAR | 657 160 | |
| Amicon Ultra - 15 Centrifugal Filter Units | Merck Millipore Ltd. | UFC910024 | |
| BD LSR-Fortessa | BD Biosciences | 649225B 3024 | |
| CA2Cre-shp53 lentiviral vector | From Dr. I Verma Laboratory | ||
| DMEM | Multicell | 319-005-CL | |
| FBS | Multicell | 80450 | |
| LSL-KRASG12D mouse | JAX Mice | 8179 | |
| MX550S; Centre Transmit: 40 MHz | FUJIFILM VisualSonics | 51070 | |
| OptiMEM | gibco | 11058-021 | |
| Pen/strep | Multicell | 450-201-EL | |
| pMD2.G | Addgene | 12259 | |
| PsPAX2 | Addgene | 12260 | |
| VEVO-3100 | FUJIFILM VisualSonics | 51072-50 |
References
- Eisenstein, M. Personalized medicine: Special treatment. Nature. 513, 8 (2014).
- Karachaliou, N., et al. KRAS mutations in lung cancer. Clinical Lung Cancer. 14 (3), 205-214 (2013).
- Jackson, E. L., et al. Analysis of lung tumor initiation and progression using conditional expression of oncogenic K-ras. Genes & Development. 15 (24), 3243-3248 (2001).
- DuPage, M., Dooley, A. L., Jacks, T. Conditional mouse lung cancer models using adenoviral or lentiviral delivery of Cre recombinase. Nature Protocol. 4 (7), 1064-1072 (2009).
- Chen, J., Lecuona, E., Briva, A., Welch, L. C., Sznajder, J. I. Carbonic anhydrase II and alveolar fluid reabsorption during hypercapnia. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 38 (1), 32-37 (2008).
- Xia, Y., et al. Reduced cell proliferation by IKK2 depletion in a mouse lung-cancer model. Nature Cell Biology. 17 (4), 532 (2015).
- Demi, L., et al. Determination of a potential quantitative measure of the state of the lung using lung ultrasound spectroscopy. Scientific Reports. 7, 12746 (2017).
- Mohanty, K., et al. Characterization of the Lung Parenchyma Using Ultrasound Multiple Scattering. Ultrasound in Medicine and Biology. 43, 993-1003 (2017).
- Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice. Journal of Visualized Experiments. (108), e53771 (2016).
- Saraogi, A. Lung ultrasound: Present and future. Lung India. 32 (3), 250-257 (2015).
- Gargani, L., Volpicelli, G. How I do it: lung ultrasound. Cardiovascular Ultrasound. 12, 25 (2014).
- Soldati, G., et al. On the Physical Basis of Pulmonary Sonographic Interstitial Syndrome. Journal of Ultrasound in Medicine. 35 (10), 2975 (2016).
- Raes, F., et al. High-Resolution Ultrasound and Photoacoustic Imaging of Orthotopic Lung Cancer in Mice: New Perspectives for Onco-Pharmacology. PLoS One. 11 (4), 15 (2016).
- Lakshman, M., Needles, A. Screening and quantification of the tumor microenvironment with micro-ultrasound and photoacoustic imaging. Nature Methods. 12 (4), 372 (2015).
- Chichra, A., Makaryus, M., Chaudhri, P., Narasimhan, M. Ultrasound for the Pulmonary Consultant. Clinical Medicine Insights: Circulatory Respiratory and Pulmonary Medicine. 10, 9 (2016).
