Summary
Denne protokol beskriver, hvordan man skaber en præcis laminectomy til induktion af stabil transection-type rygmarvsskade i musemodellen, med minimale følgeskader for rygmarvsskader forskning.
Abstract
Rygmarvsskader (SCI) i vid udstrækning fører til irreversibel og permanent tab af funktion, oftest som følge af traumer. Flere behandlingsmuligheder, såsom celletransplantation metoder, er ved at blive undersøgt for at overvinde de invaliderende handicap som følge af SCI. De fleste prækliniske dyreforsøg udføres i gnavere modeller af SCI. Mens rotte modeller af SCI har været meget udbredt, musemodeller har fået mindre opmærksomhed, selv om musemodeller kan have betydelige fordele i forhold til rotte modeller. Den lille størrelse af mus svarer til lavere dyr vedligeholdelsesomkostninger end for rotter, og tilgængeligheden af mange transgene musemodeller er fordelagtig for mange typer af undersøgelser. Inducerende repeterbar og præcis skade hos dyrene er den primære udfordring for SCI-forskning, som hos små gnavere kræver højpræcisionskirurgi. Den transection-type skade model har været en almindeligt anvendt skade model i løbet af de sidste ti år for transplantation-baseret terapeutisk forskning, men en standardiseret metode til at fremkalde en komplet transection-type skade i mus eksisterer ikke. Vi har udviklet en kirurgisk protokol til at fremkalde en komplet transection type skade i C57BL/6 mus på thorax vertebrale niveau 10 (T10). Proceduren bruger en lille spids boremaskine i stedet for rongeurs til præcist at fjerne lamina, hvorefter en tynd klinge med afrundet skærkant bruges til at fremkalde rygmarvstranssektion. Denne metode fører til reproducerbar transection-type skade i små gnavere med minimal sikkerhedsstillelse muskel-og knogleskader og derfor minimerer confounding faktorer, specielt hvor adfærdsmæssige funktionelle resultater analyseres.
Introduction
Rygmarvsskader (SCI) er et komplekst medicinsk problem, der resulterer i drastiske ændringer i sundhed og livsstil. Der er ingen kur mod SCI, og patofysiologi af SCI er ikke grundigt forstået. Animal SCI modeller, især gnavere modeller, tilbyder et uvurderligt værktøj til at afprøve nye behandlinger, og har været brugt til at udforske SCI i årtier. Til dato har over 72% af prækliniske SCI-undersøgelser anvendt rottemodeller sammenlignet med blot 16 %, der har brugt mus1. Selv om rotter, på grund af deres større størrelse og tendens til at danne hulrum beslægtet med menneskelige SKUL'er, har traditionelt været den foretrukne model dyr til at studere nye terapeutiske tilgange, mus (herunder mange transgene musemodeller) nu bruges oftere til at studere cellulære og molekylære mekanismer i SCI2. Musemodellen giver yderligere fordele i form af lettere håndtering, hurtigere reproduktionsrater og lavere omkostninger end rotter; mus udviser også en høj grad af genomisk lighed med mennesker1,2,3. Den største ulempe ved musemodellen er blevet identificeret som den betydeligt mindre størrelse, der skaber udfordringer for kirurgiske indgreb for at skabe og behandle rygmarvsskader4,5.
Der er et hul i den eksisterende litteratur, der fremhæver behovet for en robust og reproducerbar kirurgisk protokol for at fremkalde stabil SCI i musemodellen. Derfor giver vi en ny og præcis kirurgisk tilgang i denne protokol for at overvinde disse begrænsninger. Denne protokol indeholder dybdegående retningslinjer for at fremkalde en transection-type skade i mus, da denne skade type er blevet anerkendt for at være den mest hensigtsmæssige til at studere regenerative og degenerative ændringer efter enskade 6,samt neuroplasticitet, neurale kredsløb og væv engineering tilgange7. Vi har valgt at fremkalde skaden i den nedre thorax region, da thorax niveau SCI anvendes oftest i litteraturen1.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedurer blev udført med godkendelse fra Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC og MSC/04/18 AEC) i henhold til retningslinjerne fra National Health and Medical Research Council of Australia.
1. Procedure for opsættende dyr for operationen
- Bedøve og stabilisere dyret.
- Brug 8-10 uger gamle hun c57BL/6 mus. Brug 5% isofluran i 1 L/min ilt til induktion af anæstesi. Til vedligeholdelse af anæstesi anvendes 1,5–2% isofluran i 1 L/min ilt. Bekræft passende anæstesi ved at etablere en mangel på smerte refleks i hale og bag poter.
- Der administreres buprenorphin (0,03 mg/kg kropsvægt) for analgesi og enrofloxacin (10 mg/kg kropsvægt) for antibiotikadækning, subkutisk i henhold til kropsvægten. Meloxicam (2 mg/kg kropsvægt) kan gives for langsigtet analgesi, hvis det er nødvendigt.
- Hold dyrets kropstemperatur konstant ved 37 °C med en varmepude
- Barber rygskindet for at eksponere det kirurgiske område over rygsøjlen. Fjern den barberede pels fra kirurgisk område, før sterilisering af indsnitsstedet. Steriliser det barberede område med sterile vatpinde dyppet i povidone jod antiseptisk væske og kirurgisk ånd.
- Tape poterne af musen til det kirurgiske område for at stabilisere dyret (Figur 1A). Placer et ovalt vindue drapere over musen(Figur 1B).
2. Laminectomy
- Lav en lodret midterlinjen snit på T10 vertebrale niveau ved hjælp af en kirurgisk skalpel.
- Find den spinøse proces med T10 ryghvirvel for at bestemme stedet for laminectomy. Rygsøjlens krop ligger lidt kranielt til spidsen af den roterende proces8 (se figur 2). Spidsen hviler ca. midt på T11-ryghvirvel8.
- Gør snittet ~ 2,5 cm lang, således at rygsøjlen af T10 ryghvirvel er omtrent i midten af længden af snittet.
- Reflektere huden og trække sig tilbage med retraktorer.
- Brug de lige kraftafføringer til at løfte huden fra den underliggende fascia. Dette vil skabe plads til de retraktorer, der skal placeres; disse vil holde det kirurgiske felt åbent.
- Udfør stump dissektion af subkutant væv og fascia for at eksponere de spinøse processer.
- Brug den stumpe kant af skalpel til at gøre en lille midterlinjen snit i det subkutane væv og underliggende fascia at udsætte pigge af T9-T11 ryghvirvler. Brug den fine spidsforrævnt (ikke-skarpe) til at udføre stump dissektion og reflektere fascia.
- Split og adskille para-spinous muskler til at udsætte laminae.
- Brug den stumpe spids af skalpel til at opdele rygsal stammen muskler og para-spinøse muskler langs pigge af T9-T11 ryghvirvler. Brug den stumpe fine spids kraftafslag til at udføre stump dissektion af musklerne i lag og udsætte laminae af ryghvirvler. Dette bør minimere enhver blødning.
BEMÆRK: Hvis der er blødning, skal du bruge opvarmet saltvand (37 °C) kunstvanding og vatpinde til at kontrollere det og fjerne blod fra det kirurgiske felt. - Brug de samme kraftbeføjer til at lave små lommer omkring de tværgående processer i T10 ryghvirvel. Brug de buede tang til at stabilisere T10 vertebrale kroppen ved at tilslutte sine ben under de tværgående processer, i lommerne skabt (Figur 1C).
- Skyl T10 laminae grundigt med varmt saltvand og tør forsigtigt rengør med vatpinde for klart at visualisere den benede overflade. Sørg for, at der ikke er muskler/ledbåndstilbeslag tilbage langs overfladen bilateralt.
- Brug den stumpe spids af skalpel til at opdele rygsal stammen muskler og para-spinøse muskler langs pigge af T9-T11 ryghvirvler. Brug den stumpe fine spids kraftafslag til at udføre stump dissektion af musklerne i lag og udsætte laminae af ryghvirvler. Dette bør minimere enhver blødning.
- Brug en boremaskine med en fin spids (0,55 mm diameter, 7 mm længde) til at bryde laminae bilateralt.
- Brug spidsen af boret til at spore en lodret sti fra T9-T10 intervertebrale rum til T10-T11 intervertebrale rum langs både T10 laminae, uden at tænde boret på. Dette er for at sikre, at boret ikke fanger noget væv (Figur 1D).
- Nu tænder boret på, langsomt og forsigtigt grave en lodret grøft på højre lamina af T10 ryghvirvel. Denne del af laminectomy bør skabe en præcis kirurgisk defekt i hele tykkelsen af knoglen i en lige lodret linje. Hold grebet med de buede akke for at holde ryghvirvlen stabil.
- Sørg for, at spidsen af boret ikke trænger gennem knoglen og skader rygmarven. Gentag den samme proces på venstre side af lamina, holde ryghvirvler stabil med de buede snævn. Overrisle med varmt saltvand til at vaske væk eventuelle resterende knoglefragmenter.
- Løft og fjern den bageste del af neurale bue (Figur 1F).
- Brug de vinklede finspidsspind til at gribe den spinøse proces og fjerne hele laminae-segmentet adskilt af den bilaterale boring. Overrisle og podning igen, hvis der er nogen blødning, for klart at visualisere rygmarven eksponeret under laminectomy vinduet (Figur 1E).
3.
- Fremkald rygmarvsskaden ved transection af den eksponerede ledning med en enkelt skive af klingen.
- Brug den smalle, runde skærende klinge til at skære ledningen i midten af laminectomy vinduet. Sørg for at feje de laterale fordybninger i rygsøjlen for at fremkalde en komplet transection skade (Figur 1G).
- Bekræft fuldstændigheden af transection-skaden ved hjælp af de stumpe fine spidsfekt, og fjern eventuelle resterende forbindelser på transection-stedet.
- Kontroller blødningen, hvis nogen, før du lukker de kirurgiske lag.
- Brug den varme saltvand til at overrisle og klare eventuelle blødninger, der opstår fra de transected snor stubbe. Brug en vatpind til at anvende let tryk for at opnå hæmostase, hvis det er nødvendigt. Pas på ikke at komprimere rygmarven.
4. Lukning og øjeblikkelig postoperativ pleje
- Bring musklerne sammen og sutur i lag.
- Når hæmostase er opnået på transection site, slip den buede kraftbefædre greb på T10 ryghvirvler. Bring kanterne af dissekerede muskler sammen langs midterlinjen for at opnå god apposition.
- Sutur musklerne i et lag ved hjælp af 5-0 polyglactin 910 absorberbare suturer. Sørg for, at den naturlige krumning af rygsøjlen ikke forårsager nogen spænding på suturlinjen eller åbne suturer, udsætter laminectomy site.
- Luk subkutant væv og hud.
- Brug 5-0 ikke-absorberbare silkesuturer til at lukke hudsnit. Sørg for, at der ikke er blødninger, blodpropper eller snavs tilbage under huden før lukning. En endelig kunstvanding med varmt saltvand kan være nødvendigt på dette trin.
- Stop anæstesi. Overhold dyret i 10-30 min indtil helbredelse. Dyret skal forblive på varmepuden i denne periode. Giv vandgel og hydreret mad i buret.
- For postoperativ pleje, omfatter buprenorphin (to gange dagligt), enrofloxacin (en gang dagligt) for de første to dage profylaktisk. Derudover manuelt tømme blæren mindst to gange dagligt, overholde dyretik komitéens retningslinjer.
BEMÆRK: Dyrene i dette forsøg blev vurderet to gange dagligt for deres generelle sundhed og velvære, som omfattede kontrol for vedvarende smerter (for at give yderligere doser af buprenorphin) eller infektion (yderligere enrofloxacin), deres ernæring og hydrering status (give injicerbare væsker, hvis dehydreret) og eventuelle tegn på autotomy (give sårpleje, hvis mindre autotomy). Det anbefales kraftigt, at disse aspekter af postoperativ pleje, herunder afgørelserne om aktiv dødshjælp, fastlægges med vejledning fra den institutionelle dyreetikkomité.
5. Evaluering af skadesmodellen
- Etablering af tab af motorisk funktion.
- Vurder motoradfærden på de tilskadekomne mus 2, 7, 14, 21 og 28 dage efter skaden på et åbent felt ved hjælp af Basso Mouse Scale (BMS) til at bestemme tabet af funktion9 (Figur 3C-E).
- Histologisk bekræftelse af skade
- Høst de sårede rygmarv med rygsøjlen efter dødshjælp (udført med kuldioxid i dette eksperiment, som godkendt af dyretik komité).
- Vævsdykning i 4% paraformaldehyd og afkalk knoglerne dekalkes ved behandling med 20% ethylendiamin tetraacetasyre (EDTA) over 3 uger, hvilket erstatter frisk EDTA hver 48 timer.
- Forbered de afkalket pigge til kryosektion og skær dem i 30 μm tykke sektioner.
- Monter sektionerne på gelatinebelagte glasdias til immunfarvning med anti-GFAP-antistoffer og Hoechst 33342.
- Billede dias på en fluorescerende mikroskop (Figur 3A) og udføre målinger af skade størrelse ved hjælp af billedanalyse software (f.eks Nikon analyse software - NIS Elements [Figur 3B]).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den resulterende metode som afbildet i figur 1indebærer en passende stabilisering af musen (figur 1A) og god visualisering af rygsøjlen og paraspint væv (Figur 1B). Spinøse proces og laminae kan tydeligt visualiseres med minimal muskeldissektion og blodtab (Figur 1C, fremhævet zone). Den fine spids boring udføres som vist i figur 1D, for at skabe en laminectomy vindue som vist af rektanglet. Den resulterende laminectomy vinduet er klar og giver mulighed for direkte visualisering og adgang til rygmarven(Figur 1E, fremhævet zone). Det skematiske begreb i denne proces er forklaret i figur 1F. Den smalle transection klinge kan nemt passe gennem diskret laminectomy vindue(Figur 1G) og i en glat aflæse bevægelse, en komplet transection type skade kan oprettes (Figur 1H-I). Således, denne metode forårsager minimal muskel dissektion, minimal følgeskader, og resulterer i en stabil komplet transection type skade med minimal blodtab. På trods af induktion af svær SCI hos dyrene resulterede den kirurgiske procedure og den postoperative pleje i dyrenes høje overlevelsesrater. Alle dyr rapporteret for dette manuskript overlevede rygmarvskirurgi; og efterfølgende operationer af vores laboratorium har resulteret i en overlevelsesrate på > 99%.
For at vurdere, om denne metode til fremstilling af transection-type SCI i mus var reproducerbar og konsekvent, analyserede vi den skadede rygmarv ved hjælp af histologi / immunohistochemistry og adfærdsmæssige test (n = 8 dyr) (Figur 2). Immunmærkning mod astrocytmarkøren afgrænsede gfarillary acidic protein (GFAP) grænsen til den intakte rygmarv, hvor skadesstedet er området mellem snorstubbe, når det ses med langsgående sektioner (Figur 3A). Der blev induceret en ensartet defekt på transection-stedet med en gennemsnitlig minimal afstand på 550,4 ± 17,3 μm (figur 3B). Adfærdsmæssige data, der anvender Basso Mouse Scale (BMS)9 i en åben felttest, viste, at de skadede mus ikke udviser bevægelse i baglemmer efter skaden (Figur 3C). Dette er repræsenteret ved en score på 0 på BMS i op til 28 dage efter skaden. Protokollen frembringer således fuldstændig og pålidelig skade af transsektionstypen, hvilket resulterer i fuldstændig funktionstab under skadesniveauet og fører ikke til spontan tilbageførsel af lammelsen (figur 3D,E).
Figur 1: Vigtige trin i protokollen om skader ved transection. A) Dyr oprettet og stabilisering før operationen. Skematisk og fotografi fra operationen er begge vist. (B)Skematisk og fotografi, der viser snit, retractor placering og stump dissektion at udsætte de dybe muskel lag. c) Stabilisering af rygsøjlen med spint og udsætter laminae af T10 ryghvirvel. Rektanglet i fotografiet fremhæver laminae og spinøse proces af T10 ryghvirvel. (D) Fin spids boremaskine til at udføre laminectomy. Rektanglet i dette fotografi sporer laminectomy vinduet. (E) Komplet laminectomy vindue fremhævet af rektanglet, inden for hvilken rygmarven er klart synlig. f) Serie af skematiske tegninger, der viser borekonceptet til at udføre en komplet laminectomy, i en tværsnitsretning. (G)Dette fotografi viser brugen af en fin klinge transsektion kniv til at udføre den komplette transection type skade, og i (H) den komplette skade er synlig inde i rektanglet, som en mørk rød tværgående linje på tværs af rygmarven. (I) Skematisk, der viser det samlede overblik over laminectomy og skade site. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: En skematisk forklaring af vertebrale skelsættende identifikation for T10. Den spinøse proces med T10 ryghvirvel er en af de mest fremtrædende vartegn, der kan palperes ved den naturlige krumning af brysthvirvelsøjlen. På dette tidspunkt ændrer de spinøse processer morfologien, så spidsen af de spinøse processer kranie fra T10 punkt caudally, og spidsen af de spinøse processer caudal fra T10 punkt kranielt. Klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3: Repræsentative resultater fra skader forårsaget af transsektionstype i C57BL/6-mus. (A)En langsgående del af rygmarven afslører den komplette transection-type skade. Væv blev afbildet på et omvendt mikroskop. Anti-GFAP immunterapi etiketter astrocytter (rød), mens kerner er mærket med Hoechst 33342 (blå). Skadeshullet ved hjælp af en lineær måling af det korteste punkt var 550 μm. Skalabar = 200 μm. IS = skadessted, IVD = intervertebrale disk, SC = rygmarv, VB = vertebrale legeme. B) Skadesstørrelsen blev målt hos 8 dyr. Den gennemsnitlige skadesstørrelse var 550,4 ± 17,3 μm med et maksimum på 577,8 μm og minimum 525,4 μm.(C)Motoradfærd scorede på Basso Mouse Scale (BMS), som var 9 i alle mus før skaden og forblev på 0 i 4 uger efter skaden, hvilket indikerer et fuldstændigt tab af motorisk funktion under skadesstedet (n = 8 mus). (D)Gangart af en sund mus før skaden. (E) Gangart af samme mus efter skaden. Klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne metode fremkalder en fuldstændig transection type skade på T10 vertebrale niveau i mus, hvilket resulterer i fuldstændig paraplegi af dyret, under niveauet for skade. Samlet set resulterer denne metode i minimal blødning, ubetydelige følgeskader og en stabil, reproducerbar skade. I forhold til tidligere offentliggjorte metoder til transsektion uden laminectomy10, denne metode giver fordelene i form af direkte visualisering uden at manipulere krumning af rygsøjlen, bedre kontrol over fuldstændigheden af skaden, og øget evne til at kontrollere blødning og opnå hæmostase. Fordelen ved denne metode er, at protokollen kan ændres til brug på andre vertebrale niveauer end T10, samt at udføre andre skade typer såsom hemi-sektioner, delvis dorsale transsektioner, dorsale rod avulsions, knuse og blodudtrædninger.
En vigtig del af denne protokol er, at den anvender brugen af en finspidsboremaskine. Mens brugen af boret kan kræve et højt færdighedsniveau og mere omfattende uddannelse, det opnår en ren og komplet laminectomy. En anden afgørende faktor er brugen af en smalbladet kniv til transection, i stedet for mikro-saks. Dette resulterer i mindre uønskede følgeskader i forhold til at bruge en saks. Omvendt, men hvis for meget lateralt tryk udøves, bladet kan forårsage en vis skade på rygsøjlen kroppen. Den beskrevne protokol kan kræve, at kirurgen udfører fejlfinding. Hvis laminectomy ikke udføres korrekt, der kan være knogle sporer tilbage, hvilket kan begrænse adgangen til laminectomy vinduet. Indsættelse af en af ben af den fine spids tang kan gøre det muligt for kirurgen at forstå og bryde eventuelle resterende knogle sporer. Der skal dog være om, at den udsatte rygmarv ikke kommers til skade i processen. Hvis laminectomy resulterer i en takkede knogle kant, boringen kan udføres igen for at rette laminectomy margin. Dette kan være upraktisk, hvis laminectomy vinduet allerede er bredt nok, i hvilket tilfælde, omladning bør udføres uden manipulation med laminectomy site.
Det anbefales kraftigt, at brugerne praktiserer laminectomy procedurer mindst 8-10 gange på det relevante spinalniveau i en kadaverisk dissektion før forsøg i en levende overlevelse kirurgi. Selv om boret bedrift og manøvrering teknikker er enkle, kan de kræve, at brugerne til at stifte bekendtskab med udstyret. Her giver vi også nogle nyttige råd til at hjælpe med rygsøjle og håndstabilisering under boreproceduren. Hvis brugeren er højrehåndet, rygsøjlen skal stabiliseres ved hjælp af buede kraftbefæstet med venstre hånd, således at de kraftbefæstelse tilgang rygsøjlen fra kranie aspekt. Dette holder halets haleaspekt klart for at nærme sig med boret i højre (eller den fremherskende) hånd. Boret skal holdes med en pincer greb mellem tommelfinger, indeks og midterste fingre. Hånden skal være godt understøttet langs den mediale kant af håndleddet og den udstrakte femte finger. Holde armen helt adducted, så albuen rører kroppen kan bidrage til at opnå bedre kontrol over boret greb under praksis. Boringen handling bør kun indebære bevægelse på fingrene holder boret og ikke på håndleddet, ikke ulig ved hjælp af en pen til skrivning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har intet at afsløre.
Acknowledgments
Dette arbejde blev støttet af en Griffith University International Student (ph.d.) stipendium til RR, en Perry Cross Foundation Grant til JE og JSJ, en Clem Jones Foundation Grant til JSJ og JE, og en Motor Accident Insurance Commission of Queensland tilskud til JSJ og JE.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor - 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60x60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material - SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material - Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
References
- Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
- Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
- Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. Topics in Paraplegia. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).
- Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
- Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
- Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
- Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).
