Summary
Ce protocole décrit comment créer une laminectomie précise pour l’induction de lésions stables de la moelle épinière de type transection dans le modèle de souris, avec des dommages collatéraux minimes pour la recherche sur les lésions médullaires.
Abstract
Les lésions médullaires (SCI) entraînent en grande partie une perte irréversible et permanente de la fonction, le plus souvent à la suite d’un traumatisme. Plusieurs options de traitement, telles que les méthodes de transplantation cellulaire, font l’objet de recherches pour surmonter les incapacités débilitantes découlant de la SCI. La plupart des essais précliniques sur les animaux sont menés dans des modèles de rongeurs de SCI. Tandis que les modèles de rat de SCI ont été largement utilisés, les modèles de souris ont reçu moins d’attention, même si les modèles de souris peuvent avoir des avantages significatifs au-dessus des modèles de rat. La petite taille des souris équivaut à des coûts d’entretien des animaux inférieurs à ceux des rats, et la disponibilité de nombreux modèles de souris transgéniques est avantageuse pour de nombreux types d’études. Induire des blessures reproductibles et précises chez les animaux est le principal défi pour la recherche sci, qui chez les petits rongeurs nécessite une chirurgie de haute précision. Le modèle de blessure de type transection a été un modèle de blessure couramment utilisé au cours de la dernière décennie pour la recherche thérapeutique basée sur la transplantation, mais une méthode normalisée pour induire une lésion complète de type transection chez la souris n’existe pas. Nous avons développé un protocole chirurgical pour induire une blessure complète de type transection chez les souris C57BL/6 au niveau vertébral thoracique 10 (T10). La procédure utilise une petite perceuse à pointe au lieu de rongeurs pour enlever avec précision le lamina, après quoi une fine lame avec bord de coupe arrondi est utilisé pour induire la transection de la moelle épinière. Cette méthode conduit à des blessures reproductibles de type transection chez les petits rongeurs avec un minimum de dommages collatéraux musculaires et osseux et minimise donc les facteurs confusionnels, en particulier lorsque les résultats fonctionnels comportementaux sont analysés.
Introduction
Les lésions médullaires (SCI) sont un problème médical complexe qui entraîne des changements radicaux dans la santé et le mode de vie. Il n’y a aucun remède pour SCI, et la pathophysiologie de SCI n’est pas complètement comprise. Les modèles SCI animaux, en particulier les modèles de rongeurs, offrent un outil précieux pour l’essai de nouveaux traitements, et ont été utilisés pour explorer sci depuis des décennies. À ce jour, plus de 72 % des études précliniques de sci ont employé des modèles de rats, comparativement à seulement 16 % qui ont utilisé des souris1. Bien que les rats, en raison de leur taille plus grande et de leur tendance à former des cavités semblables aux ISC humaines, aient toujours été les animaux modèles préférés pour étudier de nouvelles approches thérapeutiques, les souris (y compris de nombreux modèles transgéniques de souris) sont maintenant utilisées plus fréquemment pour étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires de la SCI2. Le modèle de souris offre des avantages supplémentaires en termes de manipulation plus facile, des taux de reproduction plus rapides et des coûts inférieurs à ceux des rats; souris présentent également un degré élevé de similitude génomique avec leshumains 1,2,3. L’inconvénient majeur du modèle de souris a été identifié comme étant la taille significativement plus petite qui crée des défis pour les interventions chirurgicales pour la création et le traitement des lésionsmédullaires 4,5.
Il y a une lacune dans la littérature existante qui accentue la nécessité d’un protocole chirurgical robuste et reproductible pour induire la SCI stable dans le modèle de souris. Par conséquent, nous fournissons une approche chirurgicale nouvelle et précise dans ce protocole pour surmonter ces limitations. Ce protocole fournit des lignes directrices approfondies pour induire une blessure de type transection chez la souris, car ce type de blessure a été reconnu comme étant le plus approprié pour étudier les changements régénératifs et dégénératifs à la suite d’uneblessure 6, ainsi que la neuroplasticité, les circuits neuronaux et l’ingénierie tissulaireapproche 7. Nous avons choisi d’induire la blessure dans la région thoracique inférieure, puisque le niveau thoracique SCI est employé le plus généralement dans la littérature1.
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Protocol
Toutes les procédures ont été effectuées avec l’approbation du Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC et MSC/04/18 AEC) selon les lignes directrices du National Health and Medical Research Council of Australia.
1. Procédure de mise en place d’animaux pour la chirurgie
- Anesthésier et stabiliser l’animal.
- Utilisez des souris C57BL/6 femelles âgées de 8 à 10 semaines. Utilisez 5% d’isoflurane dans 1 L/min d’oxygène pour l’induction de l’anesthésie. Pour le maintien de l’anesthésie, utiliser 1,5-2% d’isoflurane dans 1 L/min d’oxygène. Confirmer l’anesthésie appropriée en établissant un manque de réflexe de douleur dans la queue et les pattes postérieures.
- Administrer la buprénorphine (0,03 mg/kg de poids corporel) pour l’analgésie et l’enrofloxacine (poids corporel de 10 mg/kg) pour la couverture antibiotique, sous-cutanée en fonction du poids corporel. Meloxicam (poids corporel de 2 mg/kg) peut être administré pour une analgésie à long terme si nécessaire.
- Maintenir la température corporelle de l’animal stable à 37 °C avec un coussin chauffant
- Raser la fourrure arrière pour exposer la zone chirurgicale au-dessus de la colonne dorsale. Retirer la fourrure rasée de la zone chirurgicale avant de stériliser le site d’incision. Stériliser la zone rasée avec des cotons-tiges stériles trempés dans du liquide antiseptique à l’iode povidone et de l’esprit chirurgical.
- Tapez les pattes de la souris à la zone chirurgicale pour stabiliser l’animal (Figure 1A). Placez une fenêtre ovale drapée sur la souris( Figure 1B).
2. Laminectomie
- Faire une incision verticale à mi-ligne au niveau vertébral T10 à l’aide d’un scalpel chirurgical.
- Localiser le processus épineux de la vertèbre T10 pour déterminer le site de laminectomie. Le corps de la vertèbre se trouve légèrement crânien jusqu’à la pointe du processusépineux 8 (voir la figure 2). La pointe repose approximativement au point médian de la vertèbre T118.
- Faire l’incision ~ 2,5 cm de long, de sorte que la colonne vertébrale de la vertèbre T10 est approximativement au milieu de la longueur de l’incision.
- Réfléchissez la peau et rétractez-vous avec des rétractateurs.
- Utilisez les forceps droits pour soulever la peau du fascia sous-jacent. Cela créera de l’espace pour les rétractateurs à placer; ceux-ci garderont le champ chirurgical ouvert.
- Effectuez la dissection émoussée du tissu sous-cutané et du fascia pour exposer les processus épineux.
- Utilisez le bord contondant du scalpel pour faire une petite incision médiane dans le tissu sous-cutané et le fascia sous-jacent pour exposer les épines des vertèbres T9-T11. Utilisez les forceps fines de pointe (non pointus) pour effectuer la dissection émoussée et refléter le fascia.
- Fendre et séparer les muscles para-spinous pour exposer les laminaires.
- Utilisez la pointe émoussée du scalpel pour fendre les muscles du tronc dorsal et les muscles para-épineux le long des épines des vertèbres T9-T11. Utilisez les forceps à pointe fine émoussée pour effectuer une dissection émoussée des muscles en couches et exposer la laminée des vertèbres. Cela devrait minimiser tout saignement.
REMARQUE : En cas de saignement, utilisez l’irrigation saline réchauffée (37 °C) et les cotons-tiges pour le contrôler et dégager le sang du champ chirurgical. - Utilisez les mêmes forceps pour faire de petites poches autour des processus transversaux de la vertèbre T10. Utilisez les forceps incurvés pour stabiliser le corps vertébral T10 en accrochant ses dents sous les processus transversaux, dans les poches créées (Figure 1C).
- Rincez soigneusement la laminée T10 avec de la solution saline chaude et essuyez-la doucement avec des cotons-tiges pour visualiser clairement la surface osseuse. Assurez-vous qu’aucun attachement musculaire/ligamentaire ne reste le long de la surface bilatéralement.
- Utilisez la pointe émoussée du scalpel pour fendre les muscles du tronc dorsal et les muscles para-épineux le long des épines des vertèbres T9-T11. Utilisez les forceps à pointe fine émoussée pour effectuer une dissection émoussée des muscles en couches et exposer la laminée des vertèbres. Cela devrait minimiser tout saignement.
- Utilisez une perceuse avec une pointe fine (0,55 mm de diamètre, longueur de 7 mm) pour briser la laminé bilatéralement.
- Utilisez la pointe de la perceuse pour tracer une trajectoire verticale de l’espace intervertébral T9-T10 à l’espace intervertébral T10-T11 le long de la laminae T10, sans allumer la perceuse. Il s’agit de s’assurer que le foret n’attrape aucun tissu( Figure 1D).
- Maintenant, allumer la perceuse, creuser lentement et soigneusement une tranchée verticale sur le lamina droit de la vertèbre T10. Cette partie de la laminectomie devrait créer un défaut chirurgical précis tout au long de l’épaisseur de l’os dans une ligne verticale droite. Maintenez l’adhérence avec les forceps incurvés pour maintenir la vertèbre stable.
- Assurez-vous que la pointe de la perceuse ne pénètre pas dans l’os et ne blesse pas la moelle épinière. Répétez le même processus sur le côté gauche du lamina, en gardant la vertèbre stable avec les forceps incurvés. Irriguer avec de la solution saline chaude pour laver les fragments d’os restants.
- Soulevez et retirez la partie postérieure de l’arc neural( Figure 1F).
- Utilisez les forceps d’extrémité fine inclinés pour saisir le processus épineux et enlever tout le segment dorsal des laminaires séparés par le forage bilatéral. Irriguer et écouvillonner à nouveau s’il y a des saignements, pour visualiser clairement la moelle épinière exposée sous la fenêtre laminectomie (Figure 1E).
3. Transection
- Induire les lésions de la moelle épinière par transection de la cordon exposée avec une seule tranche de la lame.
- Utilisez la lame étroite et ronde tranchante pour trancher le cordon au centre de la fenêtre de laminectomie. Assurez-vous de balayer les cavités latérales de la colonne vertébrale pour induire une lésion complète de transection (figure 1G).
- Confirmer l’exhaustivité de la blessure par transection à l’aide des forceps d’extrémité fine contondants et enlever les connexions restantes au site de transection.
- Contrôler le saignement le cas échéant, avant de fermer les couches chirurgicales.
- Utilisez la solution saline chaude pour irriguer et effacer tout saignement qui se produit à partir des souches de cordon transectées. Utilisez un coton-tige pour appliquer une pression douce pour atteindre l’hémostase si nécessaire. Prenez soin de ne pas compresser la moelle épinière.
4. Fermeture et soins postopératoires immédiats
- Rassemblez les muscles et suturez en couche.
- Une fois que l’hémostase est atteinte au site de transection, relâchez l’adhérence incurvée des forceps sur les vertèbres T10. Rassemblez les bords des muscles disséqués le long de la ligne médiane pour obtenir une bonne apposition.
- Suture des muscles en une couche à l’aide de sutures absorbables 5-0 polyglactine 910. Assurez-vous que la courbure naturelle de la colonne vertébrale ne provoque aucune tension à la ligne de suture ou d’ouvrir les sutures, exposant le site de laminectomie.
- Fermer les tissus et la peau sous-cutanés.
- Utilisez 5-0 sutures de soie non absorbables pour fermer l’incision cutanée. Assurez-vous qu’il n’y a pas de saignement, de caillots ou de débris sous la peau avant la fermeture. Une irrigation finale avec salin chaud peut être nécessaire à cette étape.
- Arrêtez l’anesthésie. Observez l’animal pendant 10 à 30 minutes jusqu’à la récupération. L’animal doit rester sur le coussin chauffant pendant cette durée. Fournir du gel d’eau et de la nourriture hydratée dans la cage.
- Pour les soins postopératoires, inclure la buprénorphine (deux fois par jour), l’enrofloxacine (une fois par jour) pendant les deux premiers jours prophylactiquement. De plus, videz manuellement la vessie au moins deux fois par jour, en respectant les lignes directrices du comité d’éthique animale.
REMARQUE : Les animaux de cette expérience ont été évalués deux fois par jour pour leur santé et leur bien-être généraux, notamment pour vérifier la persistance de la douleur (pour donner des doses additionnées de buprénorphine) ou l’infection (enrofloxacine supplémentaire), leur état nutritionnel et hydratant (donner des liquides injectables s’ils sont déshydratés) et tout signe d’autotomie (fournir des soins des plaies en cas d’autotomie mineure). Il est fortement recommandé que ces aspects des soins postopératoires, y compris les décisions relatives à l’euthanasie, soient déterminés avec les conseils du comité institutionnel d’éthique animale.
5. Évaluation du modèle de blessures
- Établir la perte de fonction motrice.
- Évaluer le comportement moteur des souris blessées 2, 7, 14, 21 et 28 jours après la blessure en plein champ à l’aide de l’échelle de souris Basso (BMS) pour déterminer la perte dela fonction 9 (Figure 3C-E).
- Confirmation histologique des blessures
- Récolter les moelles épinières blessées avec les colonnes vertébrales après l’euthanasie (fait avec du dioxyde de carbone dans cette expérience, tel qu’approuvé par le comité d’éthique animale).
- Fixer le tissu par submersion pendant la nuit dans 4% de paraformaldéhyde et décalcifier les os par un traitement avec 20% d’acide tétraacétique à l’éthylène diamine (EDTA) sur 3 semaines, en remplaçant l’EDTA frais toutes les 48 h.
- Préparer les épines décalcifiées pour le cryo-section et les couper en sections de 30 μm d’épaisseur.
- Montez les sections sur des glissières en verre recouvertes de gélatine pour l’immuno-coloration avec des anticorps anti-GFAP et Hoechst 33342.
- Imagez les diapositives sur un microscope fluorescent (figure 3A) et effectuez des mesures de la taille des blessures à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images (p. ex., logiciel d’analyse Nikon - Éléments NIS [Figure 3B]).
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Representative Results
La méthode qui en résulte, comme le montre la figure 1,implique une stabilisation adéquate de la souris (figure 1A) et une bonne visualisation de la colonne vertébrale et du tissu paraspinous (Figure 1B). Le processus épineux et la laminae peuvent être clairement visualisés avec la dissection musculaire minimale et la perte de sang (figure 1C,zone mise en évidence). Le perçage à pointe fine est effectué comme indiqué dans la figure 1D,pour créer une fenêtre laminectomie comme le montre le rectangle. La fenêtre de laminectomie qui en résulte est claire et permet une visualisation directe et un accès à la moelle épinière(figure 1E, zone mise en évidence). Le concept schématique de ce processus est expliqué dans la figure 1F. La lame étroite de transection peut facilement s’insérer à travers la fenêtre discrète de laminectomie (figure 1G) et dans un mouvement de balayage lisse, une blessure complète de type transection peut être créée (figure 1H-I). Ainsi, cette méthode cause la dissection minimale de muscle, les dommages collatéraux minimaux d’os, et a comme conséquence une blessure complète stable de type de transection avec la perte minimale de sang. En dépit de l’induction de sci grave chez les animaux, la procédure chirurgicale et le soin postopératoire ont eu comme conséquence des taux élevés de survie des animaux. Tous les animaux rapportés pour ce manuscrit ont survécu à la chirurgie de moelle épinière ; et les chirurgies subséquentes par notre laboratoire ont abouti à un taux de survie de >99%.
Pour évaluer si cette méthode pour induire la SCI transection-type chez les souris était reproductible et cohérente, nous avons analysé la moelle épinière blessée utilisant l’histologie/immunohistochimie et l’essai comportemental (n = 8 animaux) (figure 2). L’immunolabeling contre la protéine acide fibrillaire fibrillaire gliale de marqueur d’astrocyte (GFAP) a délimité la limite de la moelle épinière intacte, avec le site de blessure étant la région entre les souches de corde une fois vue avec des sections longitudinales (figure 3A). Un défaut de taille constante a été induit au site de transection, avec une distance minimale moyenne de 550,4 ± 17,3 μm (figure 3B). Les données comportementales déployant l’échelle de souris basso (BMS)9 d’un essai en plein champ ont montré que les souris blessées ne présentent aucun mouvement de membre postérieur après la blessure (figure 3C). Ceci est représenté par un score de 0 sur le BMS pour un total de 28 jours après la blessure. Ainsi, le protocole produit des blessures complètes et fiables de type transection entraînant une perte complète de la fonction en dessous du niveau de blessure et ne conduit pas à l’inversion spontanée de la paralysie (Figure 3D,E).
Figure 1 : Étapes clés du protocole sur les blessures par transection. (A) Animal mis en place et la stabilisation avant la chirurgie. Schéma et photographie de la chirurgie sont tous deux montrés. ( B )Schémaet photographie montrant l’incision, le placement de rétracteur et la dissection émoussée pour exposer les couches profondes de muscle. (C) Stabilisation de la colonne vertébrale avec des forceps et l’exposition laminae de vertèbre T10. Le rectangle de la photographie met en évidence laminae et le processus épineux de la vertèbre T10. (D) Perceuse fine de pointe pour exécuter laminectomy. Le rectangle de cette photographie trace la fenêtre laminectomie. (E) Fenêtre complète de laminectomie mise en évidence par le rectangle, dans laquelle la moelle épinière est clairement visible. (F) Série de dessins schématiques montrant le concept de forage pour effectuer une laminectomie complète, dans une orientation transversale. (G) Cette photographie représente l’utilisation d’un couteau de transection fine de lame pour effectuer la blessure complète de type transection, et dans (H) la blessure complète est visible à l’intérieur du rectangle, comme une ligne transversale rouge foncé à travers la moelle épinière. (I) Schéma montrant la vue d’ensemble du site de laminectomie et de blessure. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Schéma expliquant l’identification des points de repère vertébrals pour le T10. Le processus épineux de la vertèbre T10 est l’un des repères les plus importants qui peuvent être palpés à la courbure naturelle de la colonne thoracique. À ce stade, les processus épineux modifient la morphologie de sorte que les extrémités des processus épineux crâniens de T10 point caudally, et les extrémités des processus épineux caudal de T10 point cranially. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Résultats représentatifs des lésions de type transection induites chez les souris C57BL/6. (A) Une section longitudinale de la moelle épinière révèle la blessure complète de type transection. Le tissu a été photographié sur un microscope inversé. L’immunolabelling anti-GFAP étiquette les astrocytes (rouge) tandis que les noyaux sont étiquetés avec Hoechst 33342 (bleu). L’écart de blessure à l’aide d’une mesure linéaire du point le plus court était de 550 μm. Barre d’échelle = 200 μm. IS = site de blessure, IVD = disque intervertébral, SC = moelle épinière, VB = corps vertébral. (B) La taille des blessures a été mesurée chez 8 animaux. La taille moyenne des blessures était de 550,4 ± 17,3 μm avec un maximum de 577,8 μm et un minimum de 525,4 μm.(C)Comportement moteur marqué sur l’échelle de souris Basso (BMS), qui était de 9 chez toutes les souris avant la blessure et est resté à 0 pendant 4 semaines après la blessure, ce qui indique une perte complète de la fonction motrice en dessous du site de blessure (n = 8 souris). (D) Démarche d’une souris en bonne santé avant la blessure. (E) Démarche de la même souris après la blessure. S’il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Cette méthode induit une lésion complète de type transection au niveau vertébral T10 chez la souris, ce qui entraîne une paraplégie complète de l’animal, en dessous du niveau de blessure. Dans l’ensemble, cette méthode entraîne un saignement minimal, des dommages collatéraux négligeables et une blessure stable et reproductible. Par rapport aux méthodes précédemment publiées de transection sans laminectomie10, cette méthode offre les avantages en termes de visualisation directe sans manipuler la courbure de la colonne vertébrale, un meilleur contrôle sur l’exhaustivité de la blessure, et une capacité accrue à contrôler le saignement et atteindre l’hémostase. L’avantage de cette méthode est que le protocole peut être modifié pour une utilisation à d’autres niveaux vertébraux autres que T10, ainsi que pour effectuer d’autres types de blessures telles que les hémi-sections, transections dorsales partielles, avulsions dorsales de racine, écrasement et contusions.
Un élément important de ce protocole est qu’il utilise une perceuse à pointe fine. Bien que l’utilisation de la perceuse puisse nécessiter un niveau de compétence élevé et une formation plus approfondie, elle atteint une laminectomie propre et complète. Un autre facteur crucial est l’utilisation d’un couteau à lame étroite pour la transection, au lieu de micro-ciseaux. Il en résulte moins de dommages collatéraux indésirables par rapport à l’utilisation de ciseaux. Inversement, cependant, si trop de pression latérale est exercée, la lame peut causer des blessures au corps vertébral. Le protocole décrit peut exiger que le chirurgien effectue un certain dépannage. Si la laminectomie n’est pas effectuée correctement, il peut rester des éperons osseux, ce qui peut restreindre l’accès à la fenêtre de laminectomie. L’insertion d’une des dents des forceps fines de pointe peut permettre au chirurgien de saisir et de casser toutes les éperons d’os restants. Cependant, il faut veiller à ne pas blesser la moelle épinière exposée dans le processus. Si la laminectomie entraîne un bord d’os déchiqueté, le forage peut être effectué à nouveau pour redresser la marge laminectomie. Cela peut être peu pratique si la fenêtre de laminectomie est déjà assez large, auquel cas, la transection doit être effectuée sans altérer le site de laminectomie.
Il est fortement recommandé que les utilisateurs pratiquent les procédures de laminectomie au moins 8-10 fois au niveau spinal pertinent dans une dissection cadavérique avant de tenter dans une chirurgie de survie vivante. Bien que les techniques de fixation et de manœuvre de forage soient simples, elles peuvent exiger des utilisateurs qu’ils se familiarisent avec l’équipement. Ici, nous fournissons également quelques conseils utiles pour aider à la stabilisation de la colonne vertébrale et des mains pendant la procédure de forage. Si l’utilisateur est droitier, la colonne vertébrale doit être stabilisée en utilisant les forceps incurvés avec la main gauche de sorte que les forceps s’approchent de la colonne vertébrale de l’aspect crânien. Cela maintient l’aspect caudal de la colonne vertébrale clair à l’approche avec la perceuse tenue dans la main droite (ou prédominante). La perceuse doit être tenue avec une poignée de pince entre le pouce, l’index et les doigts du milieu. La main doit être bien soutenue le long du bord médial du poignet et du cinquième doigt tendu. Garder le bras complètement adducté de sorte que le coude touche le corps peut aider à atteindre un meilleur contrôle sur la poignée de forage pendant la pratique. L’action de forage ne doit impliquer que le mouvement aux doigts tenant la perceuse et non pas au poignet, un peu comme l’utilisation d’un stylo pour l’écriture.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par une allocation d’étudiant international (PhD) de l’Université Griffith à RR, une subvention de la Perry Cross Foundation à JE et JSJ, une subvention de la Fondation Clem Jones à JSJ et JE, et une subvention de la Motor Accident Insurance Commission of Queensland à JSJ et JE.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor - 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60x60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material - SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material - Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
References
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