Summary
Denne protokollen beskriver hvordan man lager en presis laminektomi for induksjon av stabil transeksjonstype ryggmargsskade i musemodellen, med minimal sikkerhet skade for ryggmargsskade forskning.
Abstract
Ryggmargsskade (SCI) fører i stor grad til irreversibel og permanent tap av funksjon, oftest som følge av traumer. Flere behandlingstilbud, som celletransplantasjonsmetoder, undersøkes for å overvinne de ødeleggende funksjonshemningene som oppstår fra SCI. De fleste prekliniske dyrestudier utføres i gnagermodeller av SCI. Mens rottemodeller av SCI har blitt mye brukt, har musemodeller fått mindre oppmerksomhet, selv om musemodeller kan ha betydelige fordeler fremfor rottemodeller. Den lille størrelsen på mus tilsvarer lavere vedlikeholdskostnader for dyr enn for rotter, og tilgjengeligheten av mange transgene musemodeller er en fordel for mange typer studier. Indusere repeterbar og presis skade hos dyrene er den primære utfordringen for SCI forskning, som i små gnagere krever høy presisjon kirurgi. Transeksjonstypeskademodellen har vært en vanlig skadetamodell det siste tiåret for transplantasjonsbasert terapeutisk forskning, men en standardisert metode for å indusere en fullstendig transeksjonstypeskade hos mus eksisterer ikke. Vi har utviklet en kirurgisk protokoll for å indusere en fullstendig transeksjonstypeskade hos C57BL/6-mus på thorax vertebral nivå 10 (T10). Prosedyren bruker en liten spiss drill i stedet for rongeurs å nøyaktig fjerne lamina, hvorav et tynt blad med avrundet cutting edge brukes til å indusere ryggmargen transeksjon. Denne metoden fører til reproduserbar transeksjonstypeskade hos små gnagere med minimal sikkerhet muskel- og beinskade og minimerer derfor forvirrende faktorer, spesielt der atferdsmessige funksjonelle resultater analyseres.
Introduction
Ryggmargsskade (SCI) er et komplekst medisinsk problem som resulterer i drastiske endringer i helse og livsstil. Det er ingen kur for SCI, og patofysiologien til SCI er ikke grundig forstått. Animal SCI-modeller, spesielt gnagermodeller, tilbyr et uvurderlig verktøy for å prøve nye behandlinger, og har blitt brukt til å utforske SCI i flere tiår. Hittil har over 72% av prekliniske SCI-studier ansatt rottemodeller, sammenlignet med bare 16% som har brukt mus1. Selv om rotter, på grunn av deres større størrelse og tendens til å danne hulrom beslektet med menneskelige SCIer, tradisjonelt har vært den foretrukne modellen dyr for å studere nye terapeutiske tilnærminger, mus (inkludert mange transgene musemodeller) blir nå brukt oftere for å studere cellulære ogmolekylære mekanismeri SCI 2 . Musemodellen gir ekstra fordeler når det gjelder enklere håndtering, raskere reproduktive priser og lavere kostnader enn rotter; mus viser også en høy grad av genomisk likhet med mennesker1,2,3. Den største ulempen med musemodellen har blitt identifisert som den betydelig mindre størrelsen som skaper utfordringer for kirurgiske inngrep for å skape og behandle ryggmargsskader4,5.
Det er et gap i den eksisterende litteraturen som understreker behovet for en robust og reproduserbar kirurgisk protokoll for å indusere stabil SCI i musemodellen. Derfor gir vi en ny og presis kirurgisk tilnærming i denne protokollen for å overvinne disse begrensningene. Denne protokollen gir dyptgående retningslinjer for å indusere en transeksjon-type skade hos mus, da denne skadetypen har blitt anerkjent for å være den mest hensiktsmessige å studere regenerative og degenerative endringer etter en skade6, samt nevroplastisitet, nevrale kretser og vevsteknikk tilnærminger7. Vi har valgt å indusere skaden i den nedre thoraxregionen, siden thoraxnivå SCI brukes oftest i litteraturen1.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrer ble utført med godkjenning av Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC og MSC/04/18 AEC) i henhold til retningslinjene til National Health and Medical Research Council of Australia.
1. Prosedyre for dyreforsøk for operasjonen
- Bedøve og stabilisere dyret.
- Bruk 8–10 uker gamle kvinnelige C57BL/6 mus. Bruk 5 % isofluran i 1 l/min oksygen til induksjon av anestesi. For vedlikehold av anestesi, bruk 1,5–2 % isofluran i 1 l/min oksygen. Bekreft passende bedøvelse ved å etablere mangel på smerterefleks i hale- og bakpoter.
- Administrer buprenorfin (0,03 mg/kg kroppsvekt) for analgesi og enrofloksacin (10 mg/kg kroppsvekt) for antibiotikadeksel, subkutant i henhold til kroppsvekt. Meloksikam (2 mg/kg kroppsvekt) kan gis for langvarig analgesi om nødvendig.
- Hold dyrets kroppstemperatur stabil ved 37 °C med en varmepute
- Barber ryggpelsen for å eksponere det kirurgiske området over ryggryggen. Fjern den barberte pelsen fra kirurgisk område før sterilisering av snittstedet. Steriliser det barberte området med sterile bomullspinner gjennomvåt i povidone jod antiseptisk væske og kirurgisk ånd.
- Tape potene på musen til det kirurgiske området for å stabilisere dyret (Figur 1A). Plasser et ovalt vindu draper over musen (figur 1B).
2. Laminektomi
- Lag et vertikalt midtlinjet snitt på T10 vertebralnivå ved hjelp av en kirurgisk skalpell.
- Finn den spinøse prosessen med T10 vertebra for å bestemme stedet for laminektomi. Vertebraens kropp ligger litt kranialt til spissen av den spinøse prosessen8 (se figur 2). Spissen hviler omtrent midtpunktet i T11 vertebra8.
- Gjør snittet ~ 2,5 cm lang, slik at ryggraden i T10 vertebra er omtrent midt i snittets lengde.
- Reflektere huden og trekk tilbake med retractors.
- Bruk de rette tangene til å løfte huden fra den underliggende fasciaen. Dette vil skape plass for uttrekkerne som skal plasseres; disse vil holde det kirurgiske feltet åpent.
- Utfør sløv disseksjon av subkutant vev og fascia for å avsløre de spinøse prosessene.
- Bruk den stumpe kanten av skalpellen til å lage et lite midtlinjet snitt i det subkutane vevet og underliggende fascia for å avsløre ryggradene i T9–T11 ryggvirvler. Bruk fine tips tang (ikke-skarp) for å utføre stump disseksjon og reflektere fascia.
- Split og skille para-spinous muskler for å utsette laminae.
- Bruk den stumpe spissen av skalpellen til å dele ryggstammemuskulaturen og para-spinøse muskler langs ryggradene i T9–T11 ryggvirvlene. Bruk de stumpe fine spissene til å utføre stump disseksjon av musklene i lag og eksponere laminae av ryggvirvlene. Dette bør minimere blødninger.
MERK: Hvis det er blødninger, bruk oppvarmet saltvann (37 °C) vanning og bomullspinner for å kontrollere den og fjerne blod fra det kirurgiske feltet. - Bruk de samme tangene til å lage små lommer rundt de tverrgående prosessene til T10 vertebra. Bruk de buede tangene til å stabilisere T10 vertebral kroppen ved å hekte sine pinner under tverrgående prosesser, i lommene opprettet (Figur 1C).
- Skyll T10-laminaet grundig med varm saltvann og tørk forsiktig av med bomullspinner for å visualisere den benete overflaten tydelig. Pass på at det ikke er noen muskel-/ligamenttilbehør langs overflaten bilateralt.
- Bruk den stumpe spissen av skalpellen til å dele ryggstammemuskulaturen og para-spinøse muskler langs ryggradene i T9–T11 ryggvirvlene. Bruk de stumpe fine spissene til å utføre stump disseksjon av musklene i lag og eksponere laminae av ryggvirvlene. Dette bør minimere blødninger.
- Bruk en drill med en fin spiss (0,55 mm diameter, 7 mm lengde) for å bryte laminae bilateralt.
- Bruk spissen av boret til å spore en vertikal bane fra T9–T10 intervertebral plass til T10–T11 intervertebral plass langs både T10 laminae, uten å slå på boret. Dette er for å sikre at borkronen ikke fanger noe vev (figur 1D).
- Nå slår drillen på, sakte og forsiktig grave en vertikal grøft på høyre lamina av T10 vertebra. Denne delen av laminektomien skal skape en presis kirurgisk defekt gjennom hele tykkelsen av beinet i en rett vertikal linje. Hold grepet med de buede tangene for å holde ryggvirvlene stabile.
- Pass på at spissen av boret ikke trenger gjennom beinet og skader ryggmargen. Gjenta den samme prosessen på venstre side av lamina, holde vertebraen stabil med de buede tangene. Vann med varm saltvann for å vaske bort eventuelle gjenværende beinfragmenter.
- Løft og fjern den bakre delen av nevrale buen (figur 1F).
- Bruk de vinklede fine spisstippene til å gripe den spinøse prosessen og fjerne hele dorsalsegmentet av laminae atskilt av den bilaterale boringen. Vanne og vattpinne igjen hvis det er blødninger, for å tydelig visualisere ryggmargen eksponert under laminektomivinduet (figur 1E).
3. Transeksjon
- Indusere ryggmargsskaden ved transeksjon av den eksponerte ledningen med ett enkelt stykke av bladet.
- Bruk det smale, runde skjærebladet til å skjære ledningen i midten av laminektomivinduet. Sørg for å feie de laterale fordypningene i ryggsøylen for å indusere en fullstendig transeksjonsskade (figur 1G).
- Bekreft fullstendigheten av transeksjonsskaden ved hjelp av de stumpe fine spissene og fjern eventuelle gjenværende tilkoblinger på transeksjonsstedet.
- Kontroller blødningen hvis noen, før du lukker de kirurgiske lagene.
- Bruk den varme saltvann til å vanne og fjerne eventuelle blødninger som oppstår fra de transected ledningen stubber. Bruk en bomullspinne til å bruke skånsomt trykk for å oppnå hemostase om nødvendig. Vær forsiktig så du ikke komprimerer ryggmargen.
4. Nedleggelse og umiddelbar postoperativ behandling
- Ta musklene sammen og sutur i lag.
- Når hemostase er oppnådd på transeksjonsstedet, slipp det buede tanggrepet på T10-ryggvirvlene. Ta kantene av dissekerte muskler sammen langs midtlinjen for å oppnå god apposition.
- Sutur musklene i et lag ved hjelp av 5-0 polyglactin 910 absorberbare suturer. Pass på at den naturlige krumningen i ryggraden ikke forårsaker spenning på suturlinjen eller åpner suturene, og utsetter laminektomistedet.
- Lukk subkutant vev og hud.
- Bruk 5-0 ikke-absorberbare silkesuturer for å lukke hud snittet. Pass på at det ikke er blødning, blodpropper eller rusk igjen under huden før lukking. En endelig vanning med varm saltvann kan være nødvendig på dette trinnet.
- Stopp anestesi. Vær oppmerksom på dyret i 10–30 min til det er restituert. Dyret skal forbli på varmeputen for denne varigheten. Gi vanngel og hydrert mat i buret.
- For postoperativ behandling, inkluderer buprenorfin (to ganger daglig), enrofloksacin (en gang daglig) for de to første dagene profylaktisk. I tillegg tømmes blæren manuelt minst to ganger daglig, og følger dyreetikkkomiteens retningslinjer.
MERK: Dyrene i dette eksperimentet ble vurdert to ganger daglig for deres generelle helse og velvære, som inkluderte kontroll for vedvarende smerte (for å gi ytterligere doser buprenorfin) eller infeksjon (ekstra enrofloxacin), deres ernæring og hydreringsstatus (gi injiserbare væsker hvis dehydrert) og eventuelle tegn på autotomi (gi sårbehandling hvis mindre autotomi). Det anbefales sterkt at disse aspektene ved postoperativ omsorg, herunder eutanasibeslutningene, må bestemmes med veiledning fra den institusjonelle dyreetikkkomiteen.
5. Evaluering av skademodellen
- Etablere tap av motorisk funksjon.
- Vurder motorisk atferd på de skadde musene 2, 7, 14, 21 og 28 dager etter skaden i et åpent felt ved hjelp av Basso Mouse Scale (BMS) for å bestemme tap avfunksjon 9 (figur 3C–E).
- Histologisk bekreftelse på skade
- Høst de skadede ryggmargene med ryggvirvelkolonnene etter eutanasi (gjort med karbondioksid i dette eksperimentet, som godkjent av dyreetikkkomiteen).
- Fest vevet ved nedsenking over natten i 4% paraformaldehyd og avkalk beinene ved behandling med 20% etylendiamin tetraaketisk syre (EDTA) over 3 uker, og erstatte frisk EDTA hver 48.
- Forbered de avkalkifiserte piggene for kryoseksjon og kutt dem i 30 μm tykke seksjoner.
- Monter seksjonene på gelatinbelagte glasssklier for immun-farging med anti-GFAP antistoffer og Hoechst 33342.
- Bilde lysbildene på et fluorescerende mikroskop (Figur 3A) og utfør målinger av skadestørrelsen ved hjelp av bildeanalyseprogramvare (f.eks Nikon analyseprogramvare - NIS Elements [Figur 3B]).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den resulterende metoden som avbildet i figur 1, innebærer tilstrekkelig stabilisering av musen (figur 1A) og god visualisering av ryggraden og paraspinous vev (Figur 1B). Spinøs prosess og laminae kan tydelig visualiseres med minimal muskelspisseksjon og blodtap (figur 1C, uthevet sone). Boringen av finspiss utføres som vist i figur 1D, for å lage et laminektomivindu som vist av rektangelet. Det resulterende laminektomivinduet er klart og gir direkte visualisering og tilgang til ryggmargen (Figur 1E, uthevet sone). Det skjematiske konseptet for denne prosessen er forklart i figur 1F. Det smale transeksjonsbladet kan enkelt passe gjennom det diskrete laminektomivinduet (figur 1G) og i en jevn sveipebevegelse kan det opprettes en fullstendig transeksjonstypeskade (figur 1H–I). Dermed forårsaker denne metoden minimal muskeldeksjon, minimal sikkerhet beinskade, og resulterer i en stabil fullstendig transeksjon type skade med minimalt blodtap. Til tross for induksjon av alvorlig SCI hos dyrene, resulterte kirurgisk prosedyre og postoperativ behandling i høy overlevelse av dyrene. Alle dyr rapportert for dette manuskriptet overlevde ryggmargsoperasjonen; og påfølgende operasjoner av laboratoriet vårt har resultert i en overlevelsesrate på > 99%.
For å vurdere om denne metoden for å indusere transeksjonstype SCI hos mus var reproduserbar og konsekvent, analyserte vi den skadede ryggmargen ved hjelp av histologi / immunohistochemistry og atferdstesting (n = 8 dyr) (figur 2). Immunolabeling mot astrocyttmarkøren glialflimmersyreprotein (GFAP) avgrenset grensen til den intakte ryggmargen, med skadestedet som regionen mellom ledningstubbene sett med langsgående seksjoner (figur 3A). En defekt i konsistent størrelse ble indusert på transeksjonsstedet, med en gjennomsnittlig minimal avstand på 550,4 ± 17,3 μm (figur 3B). Atferdsdata som distribuerer Basso Mouse Scale (BMS)9 i en åpen felttest viste at de skadde musene ikke viser noen bevegelse i bakbenet etter skaden (figur 3C). Dette er representert med en score på 0 på BMS i opptil 28 dager etter skade. Dermed produserer protokollen fullstendig og pålitelig transeksjon-type skade som resulterer i fullstendig tap av funksjon under skadenivået og fører ikke til spontan reversering av lammelsen (figur 3D, E).
Figur 1: Viktige trinn i transeksjonsskadeprotokollen. (A) Animal satt opp og stabilisering før operasjonen. Skjematisk og fotografi fra operasjonen er begge vist. (B) Skjematisk og fotografi som viser snitt, tilbaketrekkingsplassering og sløv disseksjon for å avsløre de dype muskellagene. (C)Stabilisering av ryggraden med tang og utsette laminae av T10 vertebra. Rektangelet på bildet fremhever laminae og spinøs prosess av T10 vertebra. (D)Fin spiss drill for å utføre laminektomi. Rektangelet i dette bildet sporer laminektomivinduet. (E) Komplett laminektomi vindu uthevet av rektangelet, der ryggmargen er godt synlig. (F) Serie med skjematiske tegninger som viser borekonseptet for å utføre en komplett laminektomi, i tverrsnittsretning. (G)Dette bildet viser bruken av en fin bladtranseksjonskniv for å utføre fullstendig transeksjonstypeskade, og i (H) er hele skaden synlig inne i rektangelet, som en mørk rød tverrgående linje over ryggmargen. (I) Skjematisk viser den generelle visningen av laminektomi og skade området. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 2: En skjematisk som forklarer vertebral landemerke identifikasjon for T10. Den spinøse prosessen med T10 vertebra er en av de mest fremtredende landemerkene som kan palperes ved den naturlige krumningen i thorax ryggraden. På dette punktet endrer de spinøse prosessene morfologien slik at tuppene av de spinøse prosessene kranial fra T10 punkt caudally, og tuppen av de spinøse prosessene caudal fra T10 punkt kranielt. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Figur 3: Representative resultater fra transeksjonstypeskade indusert i C57BL/6-mus. (A)En langsgående del av ryggmargen avslører den fullstendige transeksjonstypen skade. Vev ble avbildet på et omvendt mikroskop. Anti-GFAP immunolabelling etiketter astrocytter (rød) mens kjerner er merket med Hoechst 33342 (blå). Skadegapet ved hjelp av en lineær måling av det korteste punktet var 550 μm. Vektstangen = 200 μm. IS = skadestedet, IVD = intervertebral plate, SC = ryggmarg, VB = vertebral kropp. (B) Skadestørrelse ble målt hos 8 dyr. Gjennomsnittlig skadestørrelse var 550,4 ± 17,3 μm med maksimalt 577,8 μm og minimum 525,4 μm. (C) Motor atferd scoret på Basso Mouse Scale (BMS), som var 9 i alle mus før skaden og forble på 0 i 4 uker etter skaden, noe som indikerer et fullstendig tap av motorfunksjon under skadestedet (n = 8 mus). (D)Gangart av en sunn mus før skaden. (E) Gangart av samme mus etter skaden. Vennligst klikk her for å se en større versjon av denne figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denne metoden induserer en fullstendig transeksjonstypeskade på T10 vertebralnivå hos mus, noe som resulterer i fullstendig paraplegi av dyret, under skadenivået. Samlet sett resulterer denne metoden i minimal blødning, ubetydelig sikkerhet skade og en stabil, reproduserbar skade. Sammenlignet med tidligere publiserte metoder for transeksjon uten laminektomi10, tilbyr denne metoden fordelene når det gjelder direkte visualisering uten å manipulere krumningen i ryggraden, bedre kontroll over fullstendigheten av skaden, og forbedret evne til å kontrollere blødning og oppnå hemostase. Fordelen med denne metoden er at protokollen kan endres for bruk på andre vertebrale nivåer enn T10, samt å utføre andre skadetyper som hemi-seksjoner, delvis ryggtranseksjon, ryggrot avulsjoner, forelskelse og kontusjoner.
En viktig del av denne protokollen er at den benytter bruk av en fin-tips drill. Mens bruken av boret kan kreve et høyt ferdighetsnivå og mer omfattende trening, oppnår det en ren og fullstendig laminektomi. En annen viktig faktor er bruken av en smalkniv for transeksjon, i stedet for mikrosaks. Dette resulterer i mindre uønsket sikkerhet skade sammenlignet med å bruke saks. Omvendt, men hvis for mye lateralt trykk utøves, kan bladet forårsake noen skade på vertebralkroppen. Den beskrevne protokollen kan kreve at kirurgen utfører noen feilsøking. Hvis laminektomi ikke utføres riktig, kan det være beinsporer igjen, noe som kan begrense tilgangen til laminektomivinduet. Sette inn en av spissene i fine tips pinsett kan gjøre det mulig for kirurgen å gripe og bryte av eventuelle gjenværende bein sporer. Det må imidlertid tas hensyn til å ikke skade den eksponerte ryggmargen i prosessen. Hvis laminektomien resulterer i en ujevn beinkant, kan boringen utføres igjen for å rette opp laminektomimarginen. Dette kan være upraktisk hvis laminektomivinduet allerede er bredt nok, i så fall bør transeksjonen utføres uten å tukle med laminektomistedet.
Det anbefales sterkt at brukerne praktiserer laminektomiprosedyrene minst 8–10 ganger på relevant spinalnivå i en kadaverisk disseksjon før de forsøker å leve overlevelseskirurgi. Selv om bore- og manøvreringsteknikkene er enkle, kan de kreve at brukerne blir kjent med utstyret. Her gir vi også noen nyttige råd for å hjelpe til med ryggrad og håndstabilisering under boreprosedyren. Hvis brukeren er høyrehendt, bør ryggraden stabiliseres ved hjelp av de buede tangene med venstre hånd, slik at tangene nærmer seg ryggraden fra kranieaspektet. Dette holder det halende aspektet av ryggraden klar til å nærme seg med boret holdt i høyre (eller den dominerende) hånden. Boret skal holdes med et pincer grep mellom tommel, indeks og mellomfingrene. Hånden skal være godt støttet langs den mediale kanten av håndleddet og utstrakt femte finger. Å holde armen helt tilføyd slik at albuen berører kroppen kan bidra til å oppnå bedre kontroll over boregrepet under trening. Boreaksjonen bør bare innebære bevegelse ved fingrene som holder boret og ikke ved håndleddet, ikke ulikt å bruke en penn til skriving.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ingenting å avsløre.
Acknowledgments
Dette arbeidet ble støttet av et Griffith University International Student (PhD) stipend til RR, en Perry Cross Foundation Grant til JE og JSJ, en Clem Jones Foundation Grant til JSJ og JE, og en Motor Accident Insurance Commission of Queensland stipend til JSJ og JE.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor - 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60x60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material - SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material - Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
References
- Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
- Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
- Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. Topics in Paraplegia. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).
- Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
- Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
- Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
- Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).
