Summary
Detta protokoll beskriver hur man skapar en exakt laminectomy för induktion av stabil transection-typ ryggmärgsskada i musmodellen, med minimala indirekta skador för ryggmärgsskada forskning.
Abstract
Ryggmärgsskada (SCI) leder till stor del till oåterkalleliga och permanent förlust av funktion, oftast till följd av trauma. Flera behandlingsalternativ, såsom celltransplantationsmetoder, forskas för att övervinna de försvagande funktionshinder som härrör från SCI. De flesta prekliniska djurförsök utförs i gnagaremodeller av SCI. Medan råtta modeller av SCI har använts i stor utsträckning, musmodeller har fått mindre uppmärksamhet, även om musmodeller kan ha betydande fördelar jämfört med råtta modeller. Den lilla storleken på möss motsvarar lägre djurunderhållskostnader än för råttor, och tillgången på många transgena musmodeller är fördelaktig för många typer av studier. Att framkalla repeterbar och exakt skada hos djuren är den primära utmaningen för SCI-forskning, som hos små gnagare kräver högprecisionskirurgi. Transection-typ skada modellen har varit en ofta använd skada modell under det senaste decenniet för transplantation-baserad terapeutisk forskning, men en standardiserad metod för att inducera en komplett transection-typ skada hos möss existerar inte. Vi har utvecklat ett kirurgiskt protokoll för att inducera en komplett transection typ skada i C57BL/6 möss på bröstkota nivå 10 (T10). Förfarandet använder en liten spets borr i stället för rongeurs att exakt ta bort lamina, varefter en tunn blad med rundade skäregg används för att inducera ryggmärgen transection. Denna metod leder till reproducerbara transection-typ skada hos små gnagare med minimal säkerhet muskel och ben skador och därför minimerar förvirrande faktorer, särskilt där beteendemässiga funktionella resultat analyseras.
Introduction
Ryggmärgsskada (SCI) är ett komplext medicinskt problem som resulterar i drastiska förändringar i hälsa och livsstil. Det finns inget botemedel mot SCI, och patofysiologin hos SCI är inte grundligt förstådd. Animal SCI-modeller, i synnerhet gnagaremodeller, erbjuder ett ovärderligt verktyg för att prova nya behandlingar, och har använts för att utforska SCI i årtionden. Hittills har över 72% av prekliniska SCI-studier anställda råtta modeller, jämfört med endast 16% som har använt möss1. Även om råttor, på grund av deras större storlek och tendens att bilda håligheter besläktad med mänskliga SCI, har traditionellt varit den föredragna modellen djur för att studera nya terapeutiska metoder, möss (inklusive många transgena musmodeller) nu används oftare för att studera cellulära och molekylära mekanismer i SCI2. Musmodellen erbjuder ytterligare fördelar i form av enklare hantering, snabbare reproduktionshastighet och lägre kostnader än råttor; möss uppvisar också en hög grad av genomisk likhet med människor1,2,3. Den stora nackdelen med musmodellen har identifierats som den betydligt mindre storlek som skapar utmaningar för kirurgiska ingrepp för att skapa och behandla ryggmärgsskador4,5.
Det finns en lucka i den befintliga litteraturen som belyser behovet av en robust och reproducerbara kirurgiska protokoll för att inducera stabil SCI i musmodellen. Därför ger vi en ny och exakt kirurgisk strategi i detta protokoll för att övervinna dessa begränsningar. Detta protokoll ger djupgående riktlinjer för att inducera en transection-typ skada hos möss, eftersom denna skada typ har erkänts vara den mest lämpliga att studera regenerativa och degenerativa förändringar efter en skada6, samt neuroplasticitet, neurala kretsar och vävnad engineering metoder7. Vi har valt att framkalla skadan i den nedre bröstregionen, eftersom bröstnivå SCI används vanligast i litteraturen1.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla förfaranden genomfördes med godkännande av Griffith University Animal Ethics Committee (ESK/04/16 AEC och MSC/04/18 AEC) enligt riktlinjerna från National Health and Medical Research Council of Australia.
1. Djurets uppställda förfarande för operationen
- Bedöva och stabilisera djuret.
- Använd 8–10 veckor gamla C57BL/6-möss. Använd 5% isofluran i 1 L/min syre för induktion av anestesi. För underhåll av anestesi, använd 1,5–2% isofluran i 1 L/min syre. Bekräfta lämplig anestesiisering genom att fastställa en brist på smärtreflex i svans och baktassar.
- Administrera buprenorfin (0,03 mg/kg kroppsvikt) för analgesi och enrofloxacin (10 mg/kg kroppsvikt) för antibiotikumskydd, subkutant enligt kroppsvikt. Meloxikam (2 mg/kg kroppsvikt) kan ges för långtidsanalgesi om så krävs.
- Håll djurets kroppstemperatur stadigt vid 37 °C med en värmedyna
- Raka ryggpälsen för att exponera operationsområdet över ryggryggen. Ta bort den rakade pälsen från operationsområdet innan du steriliserar snittplatsen. Sterilisera det rakade området med steril bomullspinner indränkt i povidon jod antiseptisk vätska och kirurgisk anda.
- Tejpa upp musens tassar till operationsområdet för att stabilisera djuret (Bild 1A). Placera en oval fönsterdrape över musen (Bild 1B).
2. Laminektomi
- Gör ett vertikalt mittlinjeansering på T10-kotnivån med hjälp av en kirurgisk skalpell.
- Lokalisera den spinous processen av T10 kota för att bestämma platsen för laminectomy. Kotans kropp ligger något hjärnskålen till spetsen av den spinösa processen8 (se figur 2). Spetsen vilar ungefär vid mittpunkten på T11-kotan8.
- Gör snittet ~2,5 cm långt, så att ryggraden på T10-kotan är ungefär i mitten av snittlängden.
- Reflektera huden och dra tillbaka med upprullningsdon.
- Använd de raka tångarna för att lyfta huden från den underliggande fascian. Detta kommer att skapa utrymme för upprullningsdonen som ska placeras; dessa kommer att hålla operationsfältet öppet.
- Utför trubbig dissektion av subkutan vävnad och fascia för att exponera de spinösa processerna.
- Använd den trubbiga kanten av skalpell för att göra ett litet mittlinjesnitt i den subkutana vävnaden och underliggande fascia för att exponera ryggarna på T9–T11-kotor. Använd den fina spets tlysen (icke-skarp) för att utföra trubbig dissekering och reflektera fascian.
- Dela och separera para-spinous muskler för att exponera laminae.
- Använd den trubbiga spetsen av skalpell för att dela ryggstammusklerna och para-spinösa muskler längs ryggarna på T9–T11-kotorna. Använd den trubbiga fina spets tlysen för att utföra trubbig dissektion av musklerna i lager och exponera laminae av kotorna. Detta bör minimera eventuella blödningar.
OBS: Om det sker någon blödning, använd varmsarmerad saltlösning (37 °C) bevattning och bomullspinner för att kontrollera den och rensa blod från operationsfältet. - Använd samma tyfningar för att göra små fickor runt de tvärgående processerna av T10 kota. Använd de böjda tångarna för att stabilisera T10-kotkroppen genom att haka dess stift under de tvärgående processerna, i de fickor som skapas (Figur 1C).
- Skölj noggrant T10-laminae med varm saltlösning och torka försiktigt rent med bomullspinner för att tydligt visualisera den beniga ytan. Se till att inga muskel - /ligament bilagor kvar längs ytan bilateralt.
- Använd den trubbiga spetsen av skalpell för att dela ryggstammusklerna och para-spinösa muskler längs ryggarna på T9–T11-kotorna. Använd den trubbiga fina spets tlysen för att utföra trubbig dissektion av musklerna i lager och exponera laminae av kotorna. Detta bör minimera eventuella blödningar.
- Använd en borr med finspets (0,55 mm diameter, 7 mm längd) för att bryta laminae bilateralt.
- Använd borrspetsen för att spåra en vertikal väg från T9–T10 intervertebral rymd till intervertebral utrymme T10–T11 längs båda T10 laminae, utan att sätta på borren. Detta för att säkerställa att borrkronret inte fångar någon vävnad (Bild 1D).
- Nu slår borren på, långsamt och försiktigt gräva en vertikal dike på höger lamina av T10 kotan. Denna del av laminectomy bör skapa en exakt kirurgiska defekt i hela tjockleken på benet i en rak vertikal linje. Bibehåll greppet med de böjda krafttopparna för att hålla kotan stabil.
- Se till att borrens spets inte tränger igenom benet och skadar ryggmärgen. Upprepa samma process på vänster sida av lamina, hålla kotan stabil med de böjda täpporna. Irrigera med varm saltlösning för att tvätta bort eventuella kvarvarande benfragment.
- Lyft och ta bort den bakre delen av neuralbågen (Bild 1F).
- Använd de vinklade finspetstens tyckor för att greppa den spinösa processen och avlägsna hela ryggsegmentet av laminae åtskilda av den bilaterala borrningen. Irrigera och svabb igen om det finns någon blödning, för att tydligt visualisera ryggmärgen exponeras under laminectomy fönstret (Figur 1E).
3. Transection
- Framkalla ryggmärgsskada genom transection av den exponerade sladden med en enda skiva av bladet.
- Använd det smala, runda skärkantade bladet för att skiva sladden i mitten av laminektomifönstret. Se till att sopa ryggradens laterala skrymslen för att framkalla en fullständig transectionskada (Bild 1G).
- Bekräfta fullständighet av transection skada med hjälp av trubbiga fina spets tåten och ta bort eventuella kvarvarande anslutningar på transection platsen.
- Kontrollera blödningen om någon, innan du stänger de kirurgiska lagren.
- Använd den varma saltlösningen för att bevattna och rensa alla blödningar som uppstår från de transected sladdstubbearna. Använd en bomullspinne för att applicera försiktigt tryck för att uppnå hemostas om det behövs. Var noga med att inte komprimera ryggmärgen.
4. Nedläggning och omedelbar efterst.vård
- För samman musklerna och suturen i lager.
- När hemostas uppnås på transsektionsstället, släpp den böjda tutstötarna grepp på T10 kotor. Föra kanterna av dissekerade muskler tillsammans längs mittlinjen för att uppnå god apposition.
- Suturera musklerna i ett lager med hjälp av 5-0 polyglactin 910 resorberbara suturer. Se till att den naturliga krökningen av ryggraden inte orsakar någon spänning vid suturlinjen eller öppna upp suturer, utsätta laminectomy webbplats.
- Stäng subkutan vävnad och hud.
- Använd 5-0 icke-resorberbara sidensuturer för att stänga hudens snitt. Se till att det inte finns någon blödning, proppar eller skräp kvar under huden före stängning. En slutlig bevattning med varm saltlösning kan vara nödvändigt vid detta steg.
- Stoppa anestesin. Observera djuret i 10–30 min fram till återhämtningen. Djuret bör vara kvar på värmedynan under denna tid. Ge vatten gel och hydrerad mat i buren.
- För postoperativ vård, inkludera buprenorfin (två gånger dagligen), enrofloxacin (en gång dagligen) under de två första dagarna profylaktiskt. Dessutom, manuellt tömma blåsan minst två gånger dagligen, ansluter sig till djurets etiska kommitténs riktlinjer.
OBS: Djuren i detta experiment bedömdes två gånger dagligen för deras allmänna hälsa och välbefinnande, som inkluderade kontroll av bestående smärta (för att ge ytterligare doser av buprenorfin) eller infektion (ytterligare enrofloxacin), deras näring och hydreringsstatus (ge injicerbara vätskor om dehydrerade) och eventuella tecken på autotomy (ge sårvård om mindre autotomi). Det rekommenderas starkt att dessa aspekter av postoperativ vård, inklusive dödshjälpsbesluten måste fastställas med ledning av den institutionella djuretiska kommittén.
5. Utvärdering av skademodellen
- Fastställande av förlust av motorfunktion.
- Bedöm motoriskt beteende på de skadade mössen 2, 7, 14, 21 och 28 dagar efter skadan i ett öppet fält med hjälp av Basso Mouse Scale (BMS) för att fastställa förlusten av funktion9 (Bild 3C–E).
- Histologisk bekräftelse av skada
- Skörda de skadade ryggmärgen med kotpelarna efter dödshjälp (gjort med koldioxid i detta experiment, som godkänts av djurets etikkommitté).
- Fixera vävnaden genom underförstning över natten i 4% paraformaldehyd och avkalka skelettet genom behandling med 20% etendiamintetraättiksyra (EDTA) under 3 veckor, som ersätter färsk EDTA varje 48 h.
- Förbered de dekalcifierade taggarna för kryosektionering och skär dem i 30 μm tjocka sektioner.
- Montera sektionerna på gelatinbelagda glas för immunfärgning med anti-GFAP-antikroppar och Hoechst 33342.
- Avbilda bilderna på ett fluorescerande mikroskop (Bild 3A) och utför mätningar av skadestorleken med hjälp av bildanalysprogramvara (t.ex. Nikons analysprogramvara - NIS Elements [Figur 3B]).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Den resulterande metoden som avbildas i figur 1, innebär adekvat stabilisering av musen (Figur 1A) och bra visualisering av ryggraden och paraspinous vävnad (Figur 1B). Spinous process och laminae kan vara tydligt visualiseras med minimal muskel dissekering och blodförlust (Figur 1C, markerad zon). Finspetsborrningen utförs som visas i figur 1D, för att skapa ett laminektomifönster som rektangeln visar. Den resulterande laminectomy fönstret är klart och möjliggör direkt visualisering och tillgång till ryggmärgen (Figur 1E, markerad zon). Det schematiska konceptet för denna process förklaras i figur 1F. Det smala transection-bladet kan lätt passa genom det diskreta laminektomifönstret (Bild 1G) och i en jämn sveprörelse kan en komplett transection typ skada skapas (Bild 1H–I). Således orsakar denna metod minimal muskel dissektion, minimala säkerheter ben skador, och resulterar i en stabil komplett transection typ skada med minimal blodförlust. Trots induktion av svår SCI i djuren, resulterade det kirurgiska ingreppet och postoperativ vård i hög överlevnad av djuren. Alla djur som rapporterats för detta manuskript överlevde ryggmärgsoperationen; och efterföljande operationer av vårt labb har resulterat i en överlevnadsgrad på >99%.
För att bedöma om denna metod för att inducera transection-typ SCI hos möss var reproducerbara och konsekvent, analyserade vi den skadade ryggmärgen med hjälp av histologi / immunohistokemi och beteendemässiga tester (n = 8 djur) (Figur 2). Immunolabeling mot astrocyte markören glial fibrillary acidic protein (GFAP) avgränsade gränsen för den intakta ryggmärgen, med skadan platsen är regionen mellan sladden stubbar när de ses med längsgående sektioner (Figur 3A). En konsekvent storleksstor defekt inducerades på transection platsen, med ett genomsnittligt minimalt avstånd på 550,4 ± 17,3 μm (Figur 3B). Beteendedata som distribuerar Basso Mouse Scale (BMS)9 av ett öppet fälttest visade att de skadade mössen uppvisar ingen bakbensrörelse efter skadan (Figur 3C). Detta representeras av en poäng på 0 på BMS för upp till 28 dagar efter skada. Således producerar protokollet fullständig och tillförlitlig transsektionstyp skada vilket resulterar i fullständig förlust av funktion under skadenivån och inte leder till spontan återföring av förlamningen (Figur 3D,E).
Bild 1: Nyckelsteg i transection-skadeprotokollet. (A) Djur inrättas och stabilisering före operation. Schematiska och fotografi från operationen visas båda. (B) Schematisk och fotografi som visar snitt, upprullningsdon placering och trubbig dissektion för att exponera den djupa muskeln lager. (C) Stabilisering av ryggraden med tlyctor och utsätta laminae av T10 kota. Rektangeln i fotografiet belyser laminae och spinous process av T10 kotan. (D) Fin spets borr för att utföra laminektomi. Rektangeln i detta fotografi spårar laminektomifönstret. (E) Komplett laminectomy fönster markeras av rektangeln, inom vilken ryggmärgen är tydligt synlig. (F) Serie med schematiska ritningar som visar borrningskonceptet för att utföra en komplett laminektomi, i tvärsnittsorientering. (G) Detta fotografi avbildar användningen av en fin blad transection kniv för att utföra den kompletta transection typ skada, och i (H) den fullständiga skadan är synlig inuti rektangeln, som en mörkröd tvärgående linje över ryggmärgen. (I) Schematisk visar den övergripande uppfattningen av laminektomi och skada webbplats. Vänligen klicka här för att visa en större version av denna figur.
Bild 2: Ett schematiskt som förklarar den vertebrala landmärkesidentifikationen för T10. Den spinous processen av T10 kota är en av de mest framträdande landmärken som kan palperas vid den naturliga krökningen av bröstryggen. Vid denna punkt de spinous processerna ändra morfologi så att spetsarna på spinous processer kranial från T10 punkt caudally, och tips av spinous processer caudal från T10 punkt kranialt. Vänligen klicka här för att visa en större version av denna figur.
Figur 3: Representativa resultat från transection typ skada inducerad i C57BL/6 möss. (A) En längsgående avsnitt av ryggmärgen avslöjar den fullständiga transection-typ skada. Vävnaden var avbildad på ett inverterat mikroskop. Anti-GFAP immunmärkning etiketter astrocyter (röd) medan atomkärnor är märkta med Hoechst 33342 (blå). Skadespalten med hjälp av en linjär mätning av den kortaste punkten var 550 μm. Skala bar = 200 μm. IS = skada plats, IVD = intervertebral skiva, SC = ryggmärg, VB = vertebral kropp. (B) Skadestorlek mättes i 8 djur. Den genomsnittliga skadestorleken var 550,4 ± 17,3 μm med maximalt 577,8 μm och minst 525,4 μm. (C) Motorbeteende som poängsöks på Basso Musskala (BMS), som var 9 hos alla möss före skadan och låg kvar på 0 i 4 veckor efter skadan, vilket indikerar en fullständig förlust av motorisk funktion under skadestället (n = 8 möss). (D) Gång av en frisk mus före skadan. (E) Gång av samma mus efter skadan. Vänligen klicka här för att visa en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Denna metod inducerar en fullständig skada av transectiontyp vid T10-kotnivån hos möss, vilket resulterar i fullständig paraplegi hos djuret, under skadenivån. Sammantaget resulterar denna metod i minimal blödning, försumbar oavsiktlig skada och en stabil, reproducerbar skada. Som jämfört med tidigare publicerade metoder för transection utan laminectomy10, erbjuder denna metod fördelarna i form av direkt visualisering utan att manipulera krökning av ryggraden, bättre kontroll över fullständighet av skadan, och förbättrad förmåga att kontrollera blödning och uppnå hemostas. Fördelen med denna metod är att protokollet kan modifieras för användning vid alla andra kotnivåer än T10, samt att utföra andra skadetyper som hemi-sektioner, partiella dorsala transsektioner, dorsala rot avulsioner, krossa och kontusioner.
En viktig del av detta protokoll är att det använder användningen av en finspets borr. Medan användningen av borren kan kräva en hög kompetensnivå och mer omfattande utbildning, uppnår det en ren och fullständig laminectomy. En annan avgörande faktor är användningen av en smalbladig kniv för transection, istället för mikro-sax. Detta resulterar i mindre oönskade indirekta skador jämfört med att använda sax. Omvänt kan dock, om för mycket lateralt tryck utövas, bladet orsaka vissa skador på kotkroppen. Det beskrivna protokollet kan kräva att kirurgen utför en del felsökning. Om laminektomi inte utförs på rätt sätt, kan det finnas ben sporrar kvar, vilket kan begränsa tillgången till laminectomy fönstret. Om du sätter in en av spetstångens stift kan kirurgen kunna gripa och bryta av eventuella kvarvarande bensporrar. Dock måste man se till att inte skada den exponerade ryggmärgen i processen. Om laminektomi resulterar i en ojämn benkant, kan borrningen utföras igen för att räta ut laminektomi marginalen. Detta kan vara opraktiskt om laminectomy fönstret redan är tillräckligt bred, i vilket fall, ska transection utföras utan manipulering med laminectomy webbplats.
Det rekommenderas starkt att användarna öva de laminectomy förfaranden minst 8–10 gånger på relevant spinal nivå i en cadaveric dissekering före försök i en levande överlevnad kirurgi. Även om borrhållnings- och manövreringsteknikerna är enkla, kan de kräva att användarna bekantar sig med utrustningen. Här ger vi också några användbara råd för att hjälpa till med ryggrad och handstabilisering under borrningsproceduren. Om användaren är högerhänt, ska ryggraden stabiliseras genom att använda de böjda tärnarna med vänster hand så att tärnarna närmar sig ryggraden från den kraniala aspekten. Detta håller den caudal aspekten av ryggraden klar att närma sig med borren hålls i rätt (eller den dominerande) handen. Borren ska hållas med ett pincergrepp mellan tum,pek och långfingrar. Handen ska vara väl stödd längs handledens mediala kant och det utsträckta femte fingret. Att hålla armen helt adducted så att armbågen vidrör kroppen kan bidra till att uppnå bättre kontroll över borrgreppet under praktiken. Borråtgärden bör endast innebära rörelse vid fingrarna som håller borren och inte vid handleden, inte olikt att använda en penna för att skriva.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inget att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av en Griffith University International Student (PhD) stipendium till RR, en Perry Cross Foundation Grant till JE och JSJ, en Clem Jones Foundation Grant till JSJ och JE, och en Trafikolycka Insurance Commission of Queensland bidrag till JSJ och JE.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Baytril injectable 50 mg/mL, 50 mL | Provet | BAYT I | Post-operative care drug |
| Betadine 500 mL | Provet | BETA AS | Consumable |
| Castroviejo needle holder, locking | ProSciTech | T149C | Reusable |
| Ceramic zirconia blade, round with sharp sides, single edge, angled | ProSciTech | TXD101A-X | Reusable |
| Cotton swabs (5pcs) | Multigate | 21-893 | Consumable |
| Dremel Micro | DREMEL | 8050-N/18 | Cordless rotary tool |
| Dressing forceps fine | Multigate | 06-306 | Single use disposable |
| Drill bits | Kemmer Präzision | SM 32 M 0550 070 | Reusable |
| Dumont #7b forceps | Fine Science Tools | 11270-20 | Reusable |
| Dumont tweezers, style 5 | ProSciTech | T05-822 | Reusable |
| Fur trimmer | WAHL | WA9884-312 | Zero Overlap Hair Trimmer |
| Iris scissors, Ti, sharp tips, straight, 90mm | ProSciTech | TY-3032 | Reusable |
| Isoflurane isothesia NXT 250 | Provet | ISOF 00 HS | Anaesthetic agent |
| Colibri Retractor - 4cm | Fine Science Tools | 17000-04 | Reusable |
| Scalpel handle | ProSciTech | T133 | Reusable |
| Signature latex surgical gloves size 7.5 | Medline | MSG5475 | Consumable |
| Sodium Chloride 0.9% | STS | PHA19042005 | Consumable |
| Sterile Dressing Pack | Multigate | 08-709 | Single use disposable |
| Sterile Fluid Impervious Drape 60x60 cm | Multigate | 29-220 | Single use disposable |
| Surgical spirit 100 mL | Provet | # SURG SP | Consumable |
| Suture Material - SILK BLK 45CM 5/0 FS-2 | Johnson & Johnson Medical | 682G | Silk Suture |
| Suture Material - Vicryl 70CM 5-0 S/A FS-2 | Johnson & Johnson Medical | VCP421H | Vicryl Suture |
| Temgesic 0.3 mg in 1 mL, x 5 ampoules (class S8 drug) | Provet | TEMG I | Post-operative care drug |
References
- Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
- Lee, D. H., Lee, J. K. Animal models of axon regeneration after spinal cord injury. Neuroscience Bulletin. 29 (4), 436-444 (2013).
- Sharif-Alhoseini, M., Rahimi-Movaghar, V. Topics in Paraplegia. Dionyssiotis, Y. , IntechOpen. (2014).
- Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
- Nakae, A., et al. The animal model of spinal cord injury as an experimental pain model. Journal of Biomedicine & Biotechnology. 2011, 939023 (2011).
- Kwon, B., Oxland, T., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27, 1504-1510 (2002).
- Kundi, S., Bicknell, R., Ahmed, Z. Spinal cord injury: current mammalian models. American Journal of Neuroscience. (4), 1-12 (2013).
- Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. Neuroimage. 68, 22-29 (2013).
- Basso, D. M., et al. Basso Mouse Scale for locomotion detects differences in recovery after spinal cord injury in five common mouse strains. Journal of Neurotrauma. 23 (5), 635-659 (2006).
- Seitz, A., Aglow, E., Heber-Katz, E. Recovery from spinal cord injury: a new transection model in the C57Bl/6 mouse. Journal of Neuroscience Research. 67 (3), 337-345 (2002).
