Summary
Сухие порошковые составы для ингаляции имеют большой потенциал в лечении респираторных заболеваний. Перед поступлением в исследования на человека необходимо оценить эффективность формулировки сухого порошка в доклинических исследованиях. Представлен простой и неинвазивный метод введения сухого порошка у мышей по внутритрахийому маршруту.
Abstract
При разработке ингаляционных сухих порошковых составов необходимо оценивать их биологическую деятельность в доклинковых моделях животных. В настоящем документе вводится неинвазивный метод внутритрахальной доставки сухого порошка у мышей. Представлено устройство для погрузки сухого порошка, которое состоит из наконечника трубы для загрузки геля 200 йл, подключенного к шприцу 1 мл через трехгосукайку. Небольшое количество сухого порошка (1-2 мг) загружается в наконечник пипетки и рассеивается на 0,6 мл воздуха в шприце. Поскольку советы пипетки одноразовые и недорогие, различные сухие порошковые составы могут быть загружены в различные советы заранее. Различные составы могут быть оценены в одном и том же эксперименте на животных без очистки устройства и заправки дозы, тем самым экономя время и устраняя риск перекрестного загрязнения из остаточного порошка. Степень дисперсии порошка может быть проверена количеством порошка, оставшегося в наконечнике пипетки. Протокол иносубации в мыши с пользовательским источником света и направляющей канюлей включен. Правильная инотубация является одним из ключевых факторов, влияющих на внутритрахеавную доставку сухой порошковой формулировки в глубокую область легких мыши.
Introduction
Легочный маршрут администрации предлагает различные преимущества в доставке терапевтических средств как для местных, так и для системных действий. Для лечения заболеваний легких высокая концентрация местных препаратов может быть достигнута путем доставки легочной артерии, тем самым уменьшая необходимую дозу и снижая частоту системных побочных эффектов. Кроме того, относительно низкая энзиматическая активность в легких может снизить преждевременный метаболизм наркотиков. Легкие также эффективны для поглощения препарата для системного действия из-за большой и хорошо пронизанной поверхности области, чрезвычайно тонкий слой эпителиальных клеток и высокий объем крови в легочныхкапиллярах 1.
Вдыхание сухого порошка формулировки были широко исследованы для профилактики и лечения различных заболеваний, таких как астма, хроническая обструктивная болезнь легких, сахарный диабети легочной вакцинации 2,3,4. Препараты в твердом состоянии, как правило, более стабильны, чем в жидком виде, а сухие порошковые ингаляторы более портативные и удобные для пользователя,чем небулайзеры 5,6. При разработке вдыхаемых сухих порошковых составов, безопасности, фармакокинетического профиля и терапевтической эффективности необходимо оценивать в доклинических животных моделях после легочнойадминистрации 7. В отличие от людей, которые могут активно вдыхать сухой порошок, легочная доставка сухого порошка мелким животным является сложной задачей. Необходимо установить эффективный протокол доставки сухого порошка в легкие животных.
Мыши широко используются в качестве научно-исследовательских моделей животных, потому что они экономичны, и они хорошо размножаются. Они также просты в обращении, и многие модели заболеваний хорошо зарекомендовали себя. Существует два основных подхода к введению сухого порошка в легкие мыши: ингаляция и внутритрашное введение. Для ингаляции мышь помещается в камеру только для всего тела или носа, где сухой порошок аэрозолизируется и животные дышат аэрозолем безпротеивания 8,9. Требуется дорогостоящее оборудование, а эффективность доставки лекарств низка. В то время как камера всего тела может быть технически менее сложной задачей, только нос воздействия камеры может свести к минимуму воздействие наркотиков на поверхность тела. Несмотря на это, по-прежнему трудно точно контролировать и определять дозу, доставленную в легкие. Сухой порошок в основном откладывается в области носоглотки, где слизистая оболочка имеет видное место10. Кроме того, мыши внутри камеры находятся под значительным стрессом во время процесса введения, потому что они ограничены и лишены пищи и водоснабжения11. Для внутритрахеального введения, как правило, относится к введению вещества непосредственно в трахею. Есть два различных метода для достижения этой цели: трахеотомия и оротрахеальная инотубация. Первый требует хирургической процедуры, которая делает разрез в трахее, которая является инвазивной и редко используется для порохового введения. Здесь описана только вторая методика. По сравнению с методом ингаляции, интратрахеальной администрации является более часто используемым методом для легочной доставки в мыши из-за его высокой эффективности доставки сминимальной потерей препарата 12,13. Это простой и быстрый метод, чтобы точно доставить небольшое количество порошка в течение нескольких миллиграммов к мыши. Хотя мышь анатомически и физиологически отличается от человека и анестезии требуется в процессе интубирования, внутритраковой администрации обходит верхних дыхательных путей и предлагает более эффективный способ оценки биологической деятельности сухой порошок формулировки, такие как легочное поглощение, биодоступностьи терапевтические эффекты 14,15.
Для введения сухого порошка внутритрахально, мышь должна быть интубирована, что может быть сложной задачей. В этой статье описано изготовление изготовленного на заказ сухого порошкового insufflator и устройства intubation. Продемонстрированы процедуры индубации и индуффлирования сухого порошка в легких мыши.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Эксперименты, проведенные в этом исследовании, были одобрены Комитетом по использованию живых животных для обучения и исследований (CULATR), Университетом Гонконга. Сухой порошок формулировки, подготовленные спрей замораживания сушки (SFD), содержащий 0,5% люциферазы посыльного РНК (мРНК), 5% синтетический пептид PEG12KL4 и 94,5% маннитол (w/w) используются в этом исследовании, чтобы продемонстрировать экспрессиюмРНК в легких 16. Масса среднего аэродинамического диаметра (MMAD) порошка SFD составляет 2,4 мкм. Спрей сушеные (SD) маннитол порошок используются для исследования влияния объема воздуха, используемого в дисперсиипорошка 16. ММАД порошка SD составляет 1,5 мкм.
1. Изготовление сухого порошкового insufflator и погрузка сухого порошка
- (По желанию) Нейтрализовать статические заряды сухого порошка (во флаконе) и 200 йл без фильтра круглый гель-загрузки пипетки отзыв. Используйте анти статическую пушку или баланс с функцией деионизации в соответствии с инструкцией производителя.
- Приготовьте бумагу для взвешивания размером около 4 см х 4 см. Сложите бумагу пополам по диагонали, а затем разверните ее.
- Взвесьте 1-2 мг сухого порошка на бумаге для взвешивания.
- Заполните гель-загрузки пипетки отзыв с порошком через более широкое отверстие кончика. Нажмите осторожно, чтобы упаковать порошок, пока порошок образует свободные агломераты вблизи узкого конца кончика(рисунок 1A). Избегайте упаковки порошка слишком плотно, как это может помешать дисперсии порошка.
- Подключите порошок загруженный наконечник к шприцу 1 мл через трехкуйсовый стопкок(рисунок 1B). Размер шприца может быть изменен в зависимости от объема воздуха, используемого для разгона порошка. Держите кончик и шприц вертикально во время соединения, чтобы предотвратить разлив порошка. Если администрация не выполняется немедленно, используйте парафильм, чтобы запечатать отверстия наконечника и хранить его временно в подходящем состоянии до введения.
2. Изготовление устройства итубации
- Источник света(рисунок 2)
- Подготовьте изготовленный на заказ источник света со светоизлучающим диодом (LED) факелом и гибким оптическим волокном диаметром 0,8-1 мм.
- Сделайте центрированное отверстие на ясном объективе светодиодного факела с помощью ручной дрелью или немного дрелью, так что оптическое волокно едва может пройти.
- Вставьте оптическое волокно через отверстие. Включите светодиодный факел, чтобы отрегулировать положение и глубину вставки для максимальной яркости на другом конце оптического волокна.
- Прикрепите оптическое волокно в положение с четким эпоксидным клеем.
- Руководящий канюла(рисунок 3)
- Возьмите 1 мл пластиковые пипетки Пастера(рисунок 3A) и удерживайте пипетку на обоих концах.
- Используйте спиртовую лампу (или другие источники тепла в лаборатории, такие как горелка Bunsen), чтобы нагреть середину пипетки, поместив ее на 5-10 см над пламенем(рисунок 3B). Поверните пипетки, чтобы убедиться, что она нагревается равномерно.
- Когда пластик станет мягким и деформируемым, отместите пипетки от пламени и аккуратно растяните пипетки.
- Вырезать растянутую пипетки в середине с ножницами в части А и части B(рисунок 3C-E). Используйте часть А в качестве тонкой наконечник пипетки и часть B в качестве направляющей канюлы. Чтобы увеличить вероятность успешной инуляции направляющей канюлей, сделайте скошен (не слишком острый, который может увеличить риск травмирования животного) в конце части B(рисунок 3F). Когда наконечник пипетки с гелем 200 йл (для пороховой нагрузки) вставляется в направляющую канюлю, он должен выступать из канюли на 1-2 мм.
ПРИМЕЧАНИЕ: Руководящие канюли (Часть B) с соответствующим измерением (внутренний и внешний диаметр) для иноатации может иметь 21 калибровочных иглы подходят внутри него, а он также может поместиться внутри 17 калибровочных иглы. Для достижения соответствующего измерения может потребоваться несколько попыток растяжения пипеток. - (Опционально): Вырезать небольшое отверстие на более широком конце направляющей канюле, чтобы сделать его более гибким, так что легче держать оптическое волокно (Рисунок 3F). Это отверстие также позволяет установку микросхем для введения жидкого аэрозоля.
3. Итубация
- Обезболивать мышь (BALB/c, 7-9 недель) кетамином (100 мг/кг) и ксилазином (10 мг/кг) путем внутриперитонеальной инъекции.
- Подготовь платформу из плексигласа и смонтировать ее на подстой сзажимом (рисунок 4A). Поместите анестезированую мышь на платформу (около 60 градусов наклона) в положении лежа. Высота и угол наклона платформы можно регулировать положением зажима на стенде.
- Приостановить мышь, зацепив ее резцы на нейлоновой нити (Рисунок 4B). Закреним положение мыши куском ленты или резинкой.
- Вставьте оптическое волокно в направляющий канюлю перед инфтубацией с кончиком уровня волокна с открытием направляющей канюли. Включите светодиодный факел, чтобы осветить.
- Аккуратно высовывайте язык мыши парой типсов, чтобы разоблачить ее трахею.
- Используйте другую руку, чтобы держать направляющие канюлю с оптическим волокном внутри. Вставьте их через полость рта. При освещении из оптического волокна, открытие трахеи можно визуализировать как отверстие между голосовыми связками.
- Выровнять скошенную канюлю к средней линии отверстия(рисунок 5A). Аккуратно инфубировать направляющие канюли с оптическим волокном в трахею, направляя лучшие кончики канюли на трахеи открытия.
- После инубации, быстро удалить оптическое волокно и оставить направляющие канюли внутри трахеи (Рисунок 5B). Следует наблюдать нормальное дыхание.
- Держите тонкую наконечник пипетки (Часть А) при открытии направляющей канюли и ввяжте небольшой слойок воздуха (около 0,2 мл) в легкое мыши. Небольшая инфляция в груди мыши указывает на надлежащую и трубку. Удалите тонкую наконечник пипетки до введения порошка.
4. Администрация порошка
- Держите порошок загруженный наконечник, который подключен к шприцу, как описано в шаге 1.5. Убедитесь, что воздушный поток между шприцем и кончиком отключен.
- Потяните поршень шприца назад, чтобы снять 0,6 мл воздуха.
ПРИМЕЧАНИЕ: Объем воздуха, используемого для разгона порошка зависит от свойств порошка и количества порошка загружены. Это далее описано в разделе результатов. - Поверните клапан трехрывного стоп-стопкока, чтобы соединить воздушный поток между шприцем и порошкообразным наконечником.
- Вставьте порошкообразный наконечник в направляющий канюлю, которая уже помещена в трахею мыши(рисунок 5C). Держите направляющие канюли и нажмите шприц поршень силой в одном непрерывном действии, чтобы разогнать порошок, как аэрозоли в легкие.
ПРИМЕЧАНИЕ: Любое движение вперед устройства должно быть сведено к минимуму, чтобы избежать травмирования животного. - Удалите наконечник и проверьте, если порошок внутри кончика был очищен. Если нет, повторите шаг 4,1 до 4,4.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если порошок упакован слишком плотно из-за чрезмерного постукивания, он не может быть рассеян должным образом. - Как только администрация будет завершена, удалите направляющие канюлю из трахеи.
- Позвольте мыши восстановиться, распоив ее горизонтально в положении на спине с его языком наполовину торчали, чтобы избежать блокады дыхательных путей.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Когда сухой порошок insufflator используется для доставки порошка аэрозоля в легкие животного, объем воздуха, используемого имеет решающее значение, поскольку это влияет на безопасность, а также эффективность дисперсии порошка. Для оптимизации метода для разгона сухого порошка (1 мг спрея сушеного маннитола) использовались различные объемы воздуха (0,3 мл, 0,6 мл и 1,0 мл), а вес мышей контролировался в течение 48 часов послевведения (рисунок 6). Использование 0,3 мл и 0,6 мл воздуха не вызывает потери веса мышей до 48 ч после администрации. Рассеивание порошка с 1 мл воздуха привело к потере веса более 5% в течение 24 ч, который не был полностью восстановлен после 48 ч. В этом протоколе были использованы мыши BALB/c 7-9 недель. В зависимости от вида, деформации и возраста животных, свойств порошка (например, распределения размера частиц, сплоченности и плотности) и массы порошка, который будет вводиться, объем воздуха, который будет использоваться для эффективной дисперсии порошка и толерантности к животным, может потребовать оптимизации следователями для различных моделей животных.
Сухое порошковое состав, приготовленное путем сушки замораживания спрея (SFD), было доставлено мышам с использованием описанного выше метода. Формула SFD содержала 0,5% мРНК, выражают белок люциферазы, 5% синтетического пептида в качестве вектора доставки и 94,5%маннитол 16. BalB/c мышей внутритрахально вводили с 1 мг порошка SFD, содержащего 5 мкг мРНК и выражение люциферазы в легких было оценено на 24 ч после администрации с использованием системы визуализации in vivo (IVIS) (Рисунок 7). Порошк SFD был рассеян в глубоком легком и выражение люциферазы наблюдалось. Для сравнения, sfD порошок были восстановлены в PBS (до конечного объема 75 йл) и вводят мышам, как жидкость с той же процедурой индубации, но микросхема был использован вместо этого для создания жидкогоаэрозоля 16. Выражение люциферазы восстановленной формулировки было значительно выше, чем сухофюсорная формула, которая может быть вызвана проблемой растворения порошка или различным фармакокинетическим профилем между порошком и жидкой формой. Гистологические характеристики легких, обработанных мРНК сухим порошковым аэрозолем, сравнивались с необработанным контролем и липопополисахаридом (LPS) обработанными группами(рисунок 8). Легкие без какого-либо лечения иллюстрировали здоровую презентацию, в то время как легкие, обработанные 10 мкг LPS внутритрахально показали нерегулярное распределение воздушного пространства и воспалительное проникновение клеток в интерстициальные и альвеолярные пространства. Легкие, обработанные порошком SFD, не показали никаких признаков воспаления.
Рисунок 1: Пользовательские сухого порошка insufflator.
(A)Порошок упакован вблизи узкого конца кончика. (B)наконечник трубы для загрузки геля соединен со шприцем 1 мл через трехкуйсный стопкок. Цифра адаптирована из Ляо и др.21. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 2: Пользовательский источник света для итубации.
Гибкое оптическое волокно соединено со светодиодным факелом, создавая небольшое отверстие на объективе. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 3: Руководящие канюлы.
(A) 1 мл пластиковый пастер пипетка используется, чтобы сделать руководящие канюли. (B)Пипетка смягчается при нагревании. (C)Нагретая пипетка растягивается и разрезается. (D)Часть A пипетки используется в качестве тонкого наконечника пипетки. (ЭКФ) Часть B пипетки используется в качестве направляющей канюлы. Для облегчения процедуры илюбимого создается скошение. Небольшое отверстие (необязательно) может быть сделано для повышения гибкости канюлы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 4: Платформа илюбимого обмена.
(A)Платформа для инуляции состоит из пластины плексигласа, которая установлена на подстое. (B)Анестезированная мышь помещается на платформу в положении на спине, подвешенном путем подключения резцев нейлоновой нитью. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 5: Схематическая диаграмма, иллюстрирующая процедуру инктубации.
(A)Скошен направляющей канюли выровнен с средней линией отверстия трахеи. (B)Направляющая канюла вставляется в трахею и готова к пороховой администрации. (C)Порошок загруженный кончик (подключенный к шприцу через трехкуйсовый стопкок) вставляется в направляющий канюлю, которая уже была помещена в трахею мыши. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 6: Интратрахеалное администрирование сухого порошка с разным объемом воздуха.
Мышам BALB/c вводили внутритравно с помощью высохшего (SD) порошка маннитола, рассеянного на 0,3 мл, 0,6 мл и 1,0 мл воздуха. Вес тела мышей контролировался до введения и на 18 ч, 24 ч и 48 ч после администрации. Данные были представлены в качестве среднего значения процента изменения веса (n'2). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 7: Интратрахальное администрирование состава мРНК в виде сухого порошка и восстановленного жидкого аэрозоля.
BALB / C мышей вводили внутритрахально с спрей заморозить сушеные (SFD) 0,5% мРНК (люцифераза) формулировка в виде порошкового аэрозоля (1 мг) с использованием заказного сухого порошка insufflator или восстановленный жидкий аэрозоль (1 мг в 75 йЛ PBS) с использованием микрошпиера. Каждая мышь получала дозу 5 мкг мРНК. PBS (75 КЛ) использовался в качестве контроля. При 24 ч после администрации (A) легкие были изолированы для биолюминесценции изображения; (B) luciferase выражение протеина легочных тканей были измерены. Данные были выражены как среднее значение относительной единицы света (RLU) на мг белка, проанализированное в одну сторону ANOVA следуют Tukey после специального теста,p < 0,001 (n'4). Цифра адаптирована из Цю и др.16. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Рисунок 8: Гистология легких мышей после внутритрахеального введения мРНК сухой порошок формулировки.
(A)необработанный контроль; мышей внутритрахеально вводили с (B) LPS (10 мг в 25 йЛ PBS), и (C) спрей заморозить сушеный порошок мРНК (1 мг). Слайды рассматривались с помощью вертикального микроскопа при увеличении в 20 раз (шкала бар 100 мм). Цифра адаптирована из Цю и др.16. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть большую версию этой цифры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
В этой работе представлены изготовленные на заказ устройства для инауфляции сухого порошка и внутритрахеальной интратубации. В шаге погрузки порошка сухой порошок загружается в наконечник пипетки с гелем 200 йл. Важно, чтобы осторожно нажмите наконечник, чтобы свободные упаковки порошка на узком конце кончика. Однако, если порошок упакован слишком плотно, они будут застревать в кончике и не могут быть должным образом рассеяны. Рекомендуется нейтрализовать статические заряды порошка и наконечник пипетки, чтобы облегчить пороховую нагрузку, особенно для порошка с низкой плотностью и при низкой относительной влажности. Руководящая канюла является важнейшим компонентом устройства. Он используется для облегчения intubation порошка загружены пипетки наконечник в трахею мыши. Диаметр направляющей канюлы не должен быть слишком широким; в противном случае будет трудно вставить его в трахею и может повредить мышь. Диаметр направляющей канюли должен быть достаточно широким, чтобы соответствовать оптическому волокну и порошкообразной наконечнику пипетки, а наконечник пипетки должен выступать из направляющей канюли примерно на 1-2 мм.
Способность визуализировать открытие трахеи имеет решающее значение в процессе инуляции, что позволяет правильно вставить направляющие канюли. Трахея отверстие состоит из белого arytenoid хряща с регулярным открытием и закрытием движения в задней части горла. С волоконно-оптической подсветкой, открытие трахеи можно было легко визуализировать. Пыхтя крошечный объем воздуха через тонкой наконечник пластиковой пипетки, инфляция в груди указывает на надлежащую итонацию. Если инфляция в груди не наблюдается или сопротивление ощущается во время вставки, быстро убирайте направляющие канюли и повторите шаги снова.
Существовал широко используется коммерчески доступный сухой порошок insufflator12,17,18 ( Таблицаматериалов; это устройство в настоящее время прекращено). Сухой порошок загружается в выборку прибора и рассеивается по воздуху из пластикового воздушного шприца 3 мл или воздушного насоса. Для измерения испускаемой дозы, устройство должно быть взвешено до и после введения порошка, что приводит к неточности, учитывая дозу порошка, как правило, очень мала (по отношению к массе устройства). По сравнению с коммерческим insufflator, самым большим преимуществом заказного устройства является то, что успех дисперсии порошка может наблюдаться отсутствие порошка в прозрачной геле-загрузки пипетки советы. Так как наконечник пипетки легкий, он также может быть взвешен точно до и после введения для измерения испускаемой дозы. Наконечник пипетки вставляется в направляющий канюлю, а не подвергается воздействию трахеи животного. Существует минимальный риск загрязнения кончика влагой или секреции в трахее (что может повлиять на точность измерения дозы). Как пипетки советы одноразовые и недорогие, различные сухие порошковые формулировки могут быть загружены в различные советы заранее. Различные формулировки могут быть оценены в одном и том же эксперименте на животных без необходимости очистки устройства и заправки дозы, тем самым экономя время и устраняя риск перекрестного загрязнения из остаточного порошка. Кроме того, модель дисперсии порошка, генерируемая коммерческим insufflator, варьировалась между различными составами. Ряд исследований сообщил, что сухой порошок, рассеянный коммерческим insufflator были легко агломерации и не смогли достичь глубокого легкогопри администрации 19,20. В отличие от других составов, рассеянных устройствами, похожими на наши, как сообщается, имеют высокоеосаждение легких 15,21,22.
Есть и другие подобные пользовательские устройства сообщили в литературе для введения порошкового аэрозоля в легкие животных. Например, Chaurasiya et al. описала использование трубки канюли для интубации, а также порошковой нагрузки, со шприцем, подключенным к трубке канюли после интубации для рассеивания порошка23. Хотя в их подходе используется стандартизированное оборудование и материал (например, отоскоп, канюла и шприц) с меньшей настройкой, метод здесь предлагает некоторые явные преимущества. Во-первых, это позволяет подтвердить правильную инотубацию перед введения препарата. Этот шаг особенно полезен для менее опытных пользователей. Во-вторых, направляющая канюла может выступать в качестве защитного щита для предотвращения любых секреции или влаги в трахее от загрязнения гель-загрузки пипетки отзыв, что позволяет более точное измерение дозы путем взвешивания. Наконец, более гибкая направляющая канюля вместе с оптическим волокном может облегчить инубирование.
Таким образом, на заказ сухой порошок insufflator который является недорогим, одноразовые, воспроизводимые и эффективные в дисперсии небольшое количество порошка точно вводится в этой работе. Упомянутый процесс инфубации неинвазивный, быстрый и может доставить порошковые составы мышам безопасно и точно. Он также может быть принят для введения жидкой формулировки для легочной доставки.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов, чтобы раскрыть.
Acknowledgments
Авторы хотели бы поблагодарить г-на Рэя Ли, г-на ХК Леунга и г-на Уоллеса Со за их добрую помощь в создании источника света и порошкового insufflator; и Основной фонд факультета для оказания помощи в визуализации животных. Работа была поддержана Советом по грантам на исследования, Гонконг (17300319).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| BALB/c mouse | Female; 7-9 weeks old; Body weight 20-25 g | ||
| CleanCap Firefly Luciferase mRNA | TriLink Biotechnology | L-7602 | |
| Dry Powder Insufflator | PennCentury | Model DP-4M | |
| Ketamine 10% | Alfasan International B.V. | NA | |
| Light emitting diode (LED) torch | Unilite Internation | PS-K1 | |
| Mannitol (Pearlitol 160C) | Roquette | 450001 | |
| Non-filter round gel loading pipette tip (200 µL) | Labcon | 1034-800-000 | |
| Nylon floss | Reach | 30017050 | |
| One milliliter syringe without needle | Terumo | SS-01T | |
| Optical fibre | Fibre Data | OMPF1000 | |
| PEG12KL4 peptide | EZ Biolab | (PEG12)-KLLLLKLLLLKLLLLKLLLLK-NH2 | |
| Plastic Pasteur fine tip pipette | Alpha Labotatories | LW4061 | |
| Three-way stopcock | Braun | D201 | |
| Xylazine 2% | Alfasan International B.V. | NA | |
| Zerostat 3 anti-static gun | MILTY | 5036694022153 |
References
- Newman, S. P. Drug delivery to the lungs: challenges and opportunities. Therapeutic Delivery. 8 (8), 647-661 (2017).
- Setter, S. M., et al. Inhaled dry powder insulin for the treatment of diabetes mellitus. Clinical Therapeutics. 29 (5), 795-813 (2007).
- Muralidharan, P., Hayes, D., Mansour, H. M. Dry powder inhalers in COPD, lung inflammation and pulmonary infections. Expert Opinion on Drug Delivery. 12 (6), 947-962 (2015).
- de Boer, A. H., et al. Dry powder inhalation: past, present and future. Expert Opinion on Drug Delivery. 14 (4), 499-512 (2017).
- Das, S., Tucker, I., Stewart, P. Inhaled dry powder formulations for treating tuberculosis. Current Drug Delivery. 12 (1), 26-39 (2015).
- Okamoto, H., et al. Stability of chitosan-pDNA complex powder prepared by supercritical carbon dioxide process. International Journal of Pharmaceutics. 290 (1-2), 73-81 (2005).
- He, J., et al. Evaluation of inhaled recombinant human insulin dry powders: pharmacokinetics, pharmacodynamics and 14-day inhalation. Journal of Pharmacy and Pharmacology. 71 (2), 176-184 (2019).
- Durham, P. G., Young, E. F., Braunstein, M. S., Welch, J. T., Hickey, A. J. A dry powder combination of pyrazinoic acid and its n-propyl ester for aerosol administration to animals. International Journal of Pharmaceutics. 514 (2), 384-391 (2016).
- Phillips, J. E., Zhang, X., Johnston, J. A. Dry powder and nebulized aerosol inhalation of pharmaceuticals delivered to mice using a nose-only exposure system. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (122), e55454 (2017).
- Nahar, K., et al. In vitro, in vivo and ex vivo models for studying particle deposition and drug absorption of inhaled pharmaceuticals). European Journal of Pharmaceutical Sciences. 49 (5), 805-818 (2013).
- Price, D. N., Muttil, P. Delivery of Therapeutics to the Lung. Methods in Molecular Biology. 1809, 415-429 (2018).
- Chang, R. Y. K., et al. Proof-of-Principle Study in a Murine Lung Infection Model of Antipseudomonal Activity of Phage PEV20 in a Dry-Powder Formulation. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (2), (2018).
- Ito, T., Okuda, T., Takayama, R., Okamoto, H. Establishment of an Evaluation Method for Gene Silencing by Serial Pulmonary Administration of siRNA and pDNA Powders: Naked siRNA Inhalation Powder Suppresses Luciferase Gene Expression in the Lung. Journal of pharmaceutical sciences. 108 (8), 2661-2667 (2019).
- Patil, J. S., Sarasija, S. Pulmonary drug delivery strategies: A concise, systematic review. Lung India. 29 (1), 44-49 (2012).
- Ihara, D., et al. Histological Quantification of Gene Silencing by Intratracheal Administration of Dry Powdered Small-Interfering RNA/Chitosan Complexes in the Murine Lung. Pharmaceutical Research. 32 (12), 3877-3885 (2015).
- Qiu, Y., et al. Effective mRNA pulmonary delivery by dry powder formulation of PEGylated synthetic KL4 peptide. Journal of Controlled Release. 314, 102-115 (2019).
- Pfeifer, C., et al. Dry powder aerosols of polyethylenimine (PEI)-based gene vectors mediate efficient gene delivery to the lung. Journal of Controlled Release. 154 (1), 69-76 (2011).
- Kim, I., et al. Doxorubicin-loaded highly porous large PLGA microparticles as a sustained- release inhalation system for the treatment of metastatic lung cancer. Biomaterials. 33 (22), 5574-5583 (2012).
- Tonnis, W. F., et al. A novel aerosol generator for homogenous distribution of powder over the lungs after pulmonary administration to small laboratory animals. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (3), 1056-1063 (2014).
- Hoppentocht, M., Hoste, C., Hagedoorn, P., Frijlink, H. W., de Boer, A. H. In vitro evaluation of the DP-4M PennCentury insufflator. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 88 (1), 153-159 (2014).
- Liao, Q., et al. Porous and highly dispersible voriconazole dry powders produced by spray freeze drying for pulmonary delivery with efficient lung deposition. International Journal of Pharmaceutics. 560, 144-154 (2019).
- Ito, T., Okuda, T., Takashima, Y., Okamoto, H. Naked pDNA Inhalation Powder Composed of Hyaluronic Acid Exhibits High Gene Expression in the Lungs. Molecular Pharmaceutics. 16 (2), 489-497 (2019).
- Chaurasiya, B., Zhou, M., Tu, J., Sun, C. Design and validation of a simple device for insufflation of dry powders in a mice model. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 123, 495-501 (2018).
