Summary
Un protocole est décrit pour utiliser le dioxyde de carbone dans les gaz de combustion des centrales électriques au gaz naturel pour cultiver des microalgues dans des étangs ouverts. L’injection de gaz de combustion est contrôlée à l’aide d’un capteur de pH et la croissance des microalgues est surveillée avec des mesures en temps réel de la densité optique.
Abstract
Aux États-Unis, 35 % des émissions totales de dioxyde de carbone (CO2) proviennent de l’industrie de l’énergie électrique, dont 30 % représentent la production d’électricité au gaz naturel. Les microalgues peuvent biofixer le CO2 10 à 15 fois plus rapidement que les plantes et convertir la biomasse algale en produits d’intérêt, tels que les biocarburants. Ainsi, cette étude présente un protocole qui démontre les synergies potentielles de la culture de microalgues avec une centrale au gaz naturel située dans le sud-ouest des États-Unis dans un climat chaud semi-aride. Des technologies de pointe sont utilisées pour améliorer le captage et l’utilisation du carbone via l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana, qui peut être transformée en biocarburant. Nous décrivons un protocole impliquant un étang de course ouvert semi-automatisé et discutons des résultats de ses performances lorsqu’il a été testé à la centrale électrique de Tucson, à Tucson, en Arizona. Les gaz de combustion ont été utilisés comme principale source de carbone pour contrôler le pH, et Chlorella sorokiniana a été cultivée. Un milieu optimisé a été utilisé pour cultiver les algues. La quantité de CO2 ajoutée au système en fonction du temps a été étroitement surveillée. En outre, d’autres facteurs physicochimiques affectant le taux de croissance des algues, la productivité de la biomasse et la fixation du carbone ont été surveillés, notamment la densité optique, l’oxygène dissous (OD), l’électroconductivité (EC) et les températures de l’air et des étangs. Les résultats indiquent qu’un rendement en microalgues allant jusqu’à 0,385 g/L de poids sec sans cendres est atteignable, avec une teneur en lipides de 24%. Tirer parti des possibilités de synergie entre les émetteurs de CO2 et les producteurs d’algues peut fournir les ressources nécessaires pour accroître le captage du carbone tout en soutenant la production durable de biocarburants et de bioproduits d’algues.
Introduction
Le réchauffement climatique est l’un des problèmes environnementaux les plus importants auxquels le monde est confronté aujourd’hui1. Des études suggèrent que la cause principale est l’augmentation des émissions de gaz à effet de serre (GES), principalement du CO2, dans l’atmosphère en raison des activités humaines 2,3,4,5,6,7. Aux États-Unis, la plus grande densité d’émissions de CO2 provient principalement de la combustion de combustibles fossiles dans le secteur de l’énergie, en particulier des centrales de production d’électricité 3,7,8,9. Ainsi, les technologies de captage et d’utilisation du carbone (CCU) sont devenues l’une des principales stratégies pour réduire les émissions de GES 2,7,10. Il s’agit notamment de systèmes biologiques qui utilisent la lumière du soleil pour convertir le CO2 et l’eau via la photosynthèse, en présence de nutriments, en biomasse. L’utilisation de microalgues a été proposée en raison du taux de croissance rapide, de la capacité élevée de fixation du CO2 et de la capacité de production élevée. De plus, les microalgues ont un large potentiel de bioénergie parce que la biomasse peut être convertie en produits d’intérêt, tels que les biocarburants qui peuvent remplacer les combustibles fossiles 7,9,10,11,12.
Les microalgues peuvent se développer et réaliser une conversion biologique dans une variété de systèmes de culture ou de réacteurs, y compris les étangs de piste ouverts et les photobioréacteurs fermés 13,14,15,16,17,18,19. Les chercheurs ont étudié les avantages et les limites qui déterminent le succès du bioprocessus dans les deux systèmes de culture, dans des conditions intérieures ou extérieures 5,6,16,20,21,22,23,24,25 . Les étangs ouverts sont les systèmes de culture les plus courants pour le captage et l’utilisation du carbone dans les situations où les gaz de combustion peuvent être distribués directement à partir de la cheminée. Ce type de système de culture est relativement peu coûteux, facile à mettre à l’échelle, a de faibles coûts énergétiques et a de faibles besoins en énergie pour le mélange. De plus, ces systèmes peuvent facilement être colocalisés avec la centrale électrique pour rendre le processus CCU plus efficace. Cependant, certains inconvénients doivent être pris en compte, tels que la limitation du transfert de masse de gaz / liquide CO2. Bien qu’il y ait des limites, les étangs de piste ouverts ont été proposés comme le système le plus approprié pour la production extérieurede biocarburants à microalgues 5,9,11,16,20.
Dans cet article, nous détaillons une méthode de culture de microalgues dans des étangs ouverts qui combine la capture du carbone des gaz de combustion d’une centrale électrique au gaz naturel. La méthode consiste en un système semi-automatisé qui contrôle l’injection de gaz de combustion en fonction du pH de culture; le système surveille et enregistre l’état de la culture de Chlorella sorokiniana en temps réel à l’aide de capteurs de densité optique, d’oxygène dissous (OD), d’électroconductivité (EC) et de température de l’air et de l’étang. Les données sur la biomasse algale et l’injection de gaz de combustion sont collectées par un enregistreur de données toutes les 10 minutes à l’installation électrique de Tucson. Le maintien de la souche d’algues, la mise à l’échelle, les mesures de contrôle de la qualité et la caractérisation de la biomasse (par exemple, corrélation entre la densité optique, g / L et la teneur en lipides) sont effectués dans un laboratoire de l’Université de l’Arizona. Un protocole précédent décrivait une méthode d’optimisation des paramètres des gaz de combustion afin de favoriser la croissance des microalgues dans les photobioréacteurs par simulation informatique26. Le protocole présenté ici est unique en ce sens qu’il utilise des étangs ouverts et est conçu pour être mis en œuvre sur place dans une centrale au gaz naturel afin d’utiliser directement les gaz de combustion produits. De plus, les mesures de densité optique en temps réel font partie du protocole. Le système tel que décrit est optimisé pour un climat semi-aride chaud (Köppen BSh), qui présente de faibles précipitations, une variabilité significative des précipitations d’une année à l’autre, une faible humidité relative, des taux d’évaporation élevés, un ciel dégagé et un rayonnement solaire intense27.
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Protocol
1. Système de croissance: réglages d’étang de piste de course ouvert en plein air
- Installez les bassins ouverts de l’hippodrome à proximité de la source de gaz de combustion (contenant 8 à 10 % de CO2). Assurez-vous que l’eau et l’électricité sont disponibles à l’emplacement du réacteur de l’étang et que le réacteur n’est pas à l’ombre la majeure partie de la journée (figure 1).
- Capter les gaz de combustion pendant le processus de postcombustion à l’aide d’un tuyau de carburant de 0,95 cm, quelques mètres avant que les gaz de combustion ne pénètrent dans la cheminée pour être rejetés dans l’atmosphère (figure 2).
- Retirez l’eau des gaz de combustion à l’aide d’un piège à eau de 20 L et d’un condenseur (longueur de la bobine ~ 12 m) entre la cheminée et le compresseur (Figure 2).
REMARQUE: Les gaz de combustion contiennent généralement environ 9\u201213,8% d’eau28. De plus, le condenseur et le pipeline refroidissent les gaz de combustion16. - Connectez les capteurs suivants à une centrale de mesure pour surveiller la croissance des algues : (1) un capteur de densité optique en temps réel29, qui mesure l’absorbance à deux longueurs d’onde – 650 et 750 nm – et peut détecter une concentration maximale de cellules algales de 1,05 g/L ; 2° un capteur d’OD; 3° les thermocouples d’air et d’étang; 4° un capteur de pH; et (5) un capteur EC.
REMARQUE: De plus, les capteurs de pH et d’EC sont connectés à un émetteur. La configuration de l’unité d’enregistrement de données est illustrée à la figure 3. - Assurez-vous que tous les composants du système de croissance des algues sont étalonnés et fonctionnent correctement avant l’inoculation.
2. Système de contrôle du pH
- Gérer l’injection de gaz de combustion à l’aide d’un compresseur, d’un système de vanne de régulation et du programme d’enregistreur de données, comme illustré à la Figure 2 et à la Figure 3 (Matériau supplémentaire A).
- Utilisez un tube pour diriger les gaz de combustion de la vanne de régulation vers le fond de l’étang de la piste à travers un diffuseur en pierre.
- Injectez les gaz de combustion dans le système de croissance en fonction du pH. Lorsque la valeur du pH est supérieure à 8,05, le système injectera des gaz de combustion, tandis que lorsque le pH est inférieur à 8,00, le système arrêtera l’injection de gaz de combustion en période d’absence de croissance. Le débit est mesuré en litres standard par minute (SLPM).
REMARQUE: Dans la vanne de régulation, la pression des gaz de combustion d’entrée est limitée à un maximum de 50 psi.
3. Sélection des algues et maintien des souches (lumière et température)
NOTE: L’algue verte Chlorella sorokiniana DOE 1412 a été isolée par Juergen Polle (Brooklyn College)30,31 et sélectionnée par la National Alliance for Advanced Biofuels and Bioproducts (NAABB); sa sélection a été basée sur les études précédentes de caractérisation des souches réalisées par Huesemann et al.32,33 . Leurs recherches sur le criblage des algues, la productivité de la biomasse et la culture simulée par le climat (p. ex., la température et la lumière) dans la région du Sud-Ouest lors de l’utilisation d’étangs extérieurs ouverts ont éclairé la méthode utilisée dans ce projet.
- Maintenir les cultures à température ambiante (25 °C) en utilisant un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h.
- Maintenir l’intensité lumineuse à 200 μM/m2/s pour l’entretien de la culture cultivée sur plaques et dans de petites cultures liquides (50 mL à 500 mL).
- Maintenir l’intensité lumineuse pour la mise à l’échelle cultivée dans des cultures liquides de 50 mL à 500 mL à 400 μM/m2/s, et des cultures liquides de 5 L à 20 L à 600\u2012800 μM/m2/s.
4. Mise à l’échelle et contrôle de la qualité
- Préparer le milieu de culture BG11 à l’aide d’eau désionisée et des sels suivants, pour les macronutriments, en g/L : 1,5 NaNO3, 0,04 K2HPO4, 0,075 MgSO4*H2O, 0,036 CaCl2*H2O, 0,006 (NH4)5Fe(C6H4O7)2, 0,006 Na2EDTA*2H2O, 0,02 Na2CO3; ajouter 1 mL/L de solution d’oligo-éléments, qui contient les micronutriments suivants en g/L : 2,86H3 BO 3, 1,81 MnCl2*4H2O, 0,22 ZnSO4*7H2O, 0,39 Na2MoO4*2H2O, 0,079 CuSO4*5H2O, 0,0494 Co(NO3)2*6H2O.
REMARQUE: Pour l’inoculation sur plaque et / ou le stockage à long terme, ajouter 7,5 g / L de gélose Bacto; pour l’inoculation de culture, aucun ajout de gélose n’est nécessaire. Stériliser le milieu de culture dans l’autoclave pendant 21 min à 121 °C. - Versez le milieu BG11 avec gélose dans des boîtes de Petri dans une hotte à flux laminaire stérile ou une armoire de biosécurité. Une fois les plaques fermes et fraîches, pipeter 500 μL à partir d’une culture d’algues congelées en suspension et ajouter l’ampicilline (100 μg/mL); incuber les plaques d’algues dans une table agitatrice (120 tr/min) pendant 1 à 2 semaines.
- Utilisez une boucle stérile pour sélectionner une seule colonie d’algues dans une plaque de culture et l’inoculer dans un tube de 50 mL contenant un milieu de croissance stérile dans une armoire de biosécurité propre. Cultivez la petite culture liquide sur une table agitatrice (120 tr/min) pendant une semaine.
- Transférer 50 mL de culture d’algues (phase de croissance linéaire, OD750nm ≥ 1) dans une fiole de 1 L avec un milieu liquide de 500 mL. Équipez chaque flacon d’un bouchon en caoutchouc et d’un tube en acier inoxydable pour assurer l’aération. Filtrer l’air à l’aide de filtres de stérilisation à l’air de 0,2 μm. Laissez la culture grandir pendant une à deux semaines. Surveiller la densité cellulaire à l’aide d’un spectrophotomètre (OD750nm).
- Placer la culture liquide de 500 mL dans un carboy de 10 L contenant 8 L de milieu de culture non stérile et injecter un mélange de 5% de CO2 et 95% d’air. Ensuite, cultivez les algues dans les mêmes conditions qu’à l’étape 4.4.
- Surveiller les cultures sur plaques mères et liquides (aux étapes 4.2\u20124.5) une fois par semaine. Prenez une aliquote et observez-la au microscope à un grossissement de 10x et 40x pour assurer la croissance de la souche désirée. Conserver les cultures jusqu’à ce qu’elles aient été compromises ou utilisées pour des expériences. Jeter les cultures contaminées.
5. Préparation de milieu concentré pour la culture en étang ouvert
- Pour préparer la solution d’oligo-éléments, remplissez partiellement une fiole jaugée de 1 L avec de l’eau distillée (DW). Insérez une barre d’agitation magnétique et ajoutez les produits chimiques indiqués dans le tableau 1 séquentiellement. Assurez-vous que chaque ingrédient se dissout avant l’ajout du constituant suivant. Retirez l’aimant et remplissez la fiole jusqu’à la marque de volume de 1 L.
- Remplissez partiellement une bouteille en verre de 1 L avec DW et insérez la barre d’agitation magnétique. Placez le récipient sur le dessus d’une plaque d’agitateur magnétique et ajoutez les produits chimiques pour le volume final du réacteur, en les ajoutant séquentiellement, en veillant à ce que chacun se dissolve complètement. Le tableau 2 énumère les produits chimiques à préparer 1 L de milieu, donc multipliez toutes les valeurs par le volume final du réacteur. Remplir le flacon en verre à 1 L.
6. Inoculation d’étang de piste ouverte en plein air
- Nettoyez soigneusement le réacteur à l’aide de 30% d’eau de Javel avant chaque inoculation et après la récolte. Il est recommandé de laisser l’eau de Javel pendant la nuit. Rincez bien le réacteur pour éliminer tout l’eau de Javel.
- Calibrer tous les capteurs avant l’inoculation des algues selon leur procédure d’étalonnage correspondante.
- Diluer le milieu concentré (à l’étape 5) à l’aide de la source d’eau en remplissant l’étang de l’hippodrome jusqu’à 80%.
- Inoculer le réacteur à l’aide d’un carboy de 10 L rempli d’algues (phase de croissance linéaire OD750nm > 2) et l’amener à son volume final.
- Acclimater les microalgues en ombrageant partiellement l’étang de l’hippodrome avec des palettes en bois pendant ~ 3 jours (Figure 4), une fois la phase exponentielle passée, comme stratégie d’adaptation pour éviter la photoinhibition.
NOTE: Cette période donnera également le temps aux microalgues de s’adapter au stress causé par l’injection directe de gaz de combustion.
7. Expérience de croissance par lots à la centrale
- Inspectez et enregistrez toutes les variations quotidiennes, y compris l’évaporation de l’eau, le moteur à roue à aubes, la fonctionnalité du capteur et tout ce qui sort de l’ordinaire.
- Vidangez et inspectez le compresseur et le piège à eau tous les jours pour éliminer tout excès d’eau afin de minimiser la corrosion, car les gaz de combustion sont très corrosifs34.
- Configurez l’enregistreur de données pour scanner chaque mesure de capteur toutes les 10 s et pour stocker les données moyennes toutes les 10 minutes. Ceux-ci incluent DO, pH, EC, densité optique en temps réel ainsi que la température de l’air et du réacteur.
8. Échantillonnage et surveillance discrets
- Assurez-vous que le niveau d’eau reste constant au volume final du réacteur, sinon la mesure de la densité optique sera affectée.
- Après avoir reconstitué l’eau dans le réacteur, prélever un échantillon de 5 mL pour les mesures de masse cellulaire par densité optique (540, 680 et 750 nm) à l’aide d’un spectrophotomètre ultraviolet-visible. Répétez le processus tous les jours.
- Prélever un échantillon de 500 mL trois fois par semaine pour des observations au microscope et la concentration de biomasse en fonction du poids sec sans cendres (AFDW).
- Effectuez des observations au microscope avec des objectifs 10x et 40x. De plus, ces grossissements au microscope sont utilisés dans le cadre du contrôle de la qualité des algues décrit à l’étape 4.6.
- Utiliser 400 mL de l’échantillon à l’étape 8.3 pour l’AFDW
- Placez chaque filtre en microfibre de verre de 0,7 μm dans un plateau en aluminium et prétraitez chaque plateau/filtre en aluminium à l’aide d’un four pendant 4 h à 540 °C.
- Étiquetez chaque plateau en aluminium à l’aide d’un crayon n ° 2, enregistrez son poids (A) et placez-le dans l’appareil de filtre à vide.
- Remuer vigoureusement l’échantillon d’algues avant de mesurer un volume à filtrer. Filtrer suffisamment d’échantillon d’algues pour obtenir une différence de poids de cendres avant / après comprise entre 8 et 16 mg. Choisissez une différence de poids à utiliser tout au long de l’expérience et gardez cette valeur constante.
- Placer chaque filtre contenant l’échantillon d’algues dans son plateau de feuille dans le four à 105 °C pendant au moins 12 h.
- Retirez le plateau/filtre en aluminium du four de séchage et placez-le dans un dessiccateur en verre pour éviter l’absorption d’eau. Enregistrez le poids de chaque plateau/filtre de feuille (B).
- Placez le plateau/filtre à feuille dans le four à moufle à 540 °C pendant 4 h.
- Éteignez le four à moufles, refroidissez les plateaux/filtres en aluminium, placez-les dans le dessiccateur et enregistrez le poids de chaque plateau/filtre en aluminium (C).
- Calculer l’AFDW à l’aide de l’analyse gravimétrique :
% AFDW= C – A x 100 / B
- Tenir 2 L d’algues avant la récolte pour l’analyse d’extraction lipidique assistée par micro-ondes (MAE) à l’aide de solvants.
- Centrifuger l’échantillon d’algues à une force centrifuge relative (RFC) de 4 400 x g pendant 15 min. Prenez la pastille d’algues et séchez-la au four à 80 °C pendant au moins 24 h.
- Broyer l’échantillon d’algues et peser la poudre d’algues (la biomasse recommandée varie de 0,3 g à 0,5 g).
- Ajouter la poudre d’algues (biomasse d’algues sèches) dans les récipients Xpress du système de réaction accélérée par micro-ondes (MARS), ajouter 10 mL de solution de solvant chloroforme:méthanol (2:1, v/v) sous le capot, fermer les récipients et laisser reposer toute la nuit.
- Placez les récipients dans la machine MARS à l’aide du capteur de solvant pendant 60 min à 70 °C et 800 W de puissance.
- Sortez les vaisseaux du MARS et laissez-les refroidir sous le capot.
- Utilisez un entonnoir et de la laine de verre pour séparer la partie liquide qui contient du chloroforme, du méthanol et des lipides en transférant chaque échantillon liquide dans un tube à essai en verre pré-pesé et en conservant les solides (biomasse exempte de lipides) pour d’autres analyses.
- Apportez les tubes à essai contenant les lipides à l’évaporateur d’azote, retirez-les une fois le liquide évaporé, puis laissez les tubes pendant la nuit sous le capot pour assurer une sécheresse complète.
- Calculer la teneur en lipides (en poids) à l’aide d’une analyse gravimétrique:
Teneur en lipides (en poids) = Biomasse sèche des lipides x 100/ Masse d’algues sèches
9. Récolte d’algues et rotation des cultures
- Récoltez 75% du volume total de culture d’algues lorsque la culture est proche d’atteindre la phase stationnaire. Prenez 2\u20125 L de culture pour effectuer des analyses de productivité de la biomasse en laboratoire. Traiter et convertir le reste des algues en produits algales souhaités.
- Repoussez l’étang ouvert de l’hippodrome en utilisant les 25% d’algues restantes comme inoculum. Ajouter de l’eau jusqu’à 80 % du volume total du réacteur, ajouter le milieu concentré, puis terminer le remplissage jusqu’au volume final du réacteur si nécessaire.
- Cultivez la souche d’algues appropriée en fonction de la saison, en fonction des conditions de température et d’intensité lumineuse.
10. Gestion des données
- Enregistrez les données dans l’enregistreur de données et collectez-les pour analyse comme à l’étape 7.3.
- Envisagez d’enregistrer les données brutes et analysées dans le lecteur de partage RAD (Regional Algal Feedstock Testbed). Les collaborateurs du projet RAFT apportent leurs données pour simuler et modéliser la productivité des algues et valider la culture en plein air.
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Representative Results
Les résultats expérimentaux antérieurs de notre laboratoire indiquent que la culture de microalgues à l’aide d’un étang de course ouvert semi-automatisé peut être couplée à des processus de capture du carbone. Pour mieux comprendre la synergie entre ces deux processus (Figure 2), nous avons développé un protocole et l’avons adapté à la culture de l’espèce d’algue verte Chlorella sorokiniana dans des conditions extérieures dans un climat semi-aride chaud. Les gaz de combustion du gaz naturel ont été obtenus à partir d’une centrale électrique industrielle. Ce protocole utilise diverses technologies pour évaluer la productivité de la biomasse algale : (1) la croissance des algues à l’aide d’un capteur de densité optique en temps réel (Figure 5); (2) la croissance des algues par rapport aux injections d’impulsions intermittentes de gaz de combustion dans la culture en fonction du pH (figure 6 et figure 7); et (3) les corrélations de croissance des algues avec des paramètres environnementaux tels que la température, l’oxygène dissous et l’électroconductivité (figure 8 et figure 9).
Nous testons un capteur de densité optique en temps réel qui surveille la croissance des algues et la dynamique physiologique. Ce capteur nous a permis d’établir, via une corrélation en laboratoire, la biomasse de poids sec sans cendres correspondante (g/L). La figure 5 montre une comparaison entre le capteur et les mesures en laboratoire. Les deux lectures montrent des tendances similaires, augmentant en fonction du temps. Cependant, les lectures du capteur in situ peuvent suivre le cycle de croissance jour/nuit des algues. Ce cycle montre que les valeurs de densité optique augmentent pendant la journée mais diminuent la nuit pendant la respiration, indiquant un changement dans la productivité de la biomasse. L’intégration du capteur de densité optique en temps réel permet de prendre des décisions de gestion efficaces concernant l’ensemble du système de production d’algues.
Nous déployons un système semi-automatisé d’injection d’impulsions de gaz de combustion, qui est représenté à la figure 6 par un cycle d’injection de gaz de combustion de 24 heures mesuré pendant une saison automnale particulièrement chaude à Tucson, en Arizona. Comme le montre la figure 6, les gaz de combustion ont été injectés d’environ 8 h à 18 h (période diurne), mais n’ont pas été injectés entre 18 h et 8 h (période nocturne). Ce cycle jour/nuit reflète l’exposition quotidienne au soleil et le manque de lumière pendant la nuit, et par conséquent, l’activation de la photosynthèse ou de la photorespiration, respectivement. La figure 7 présente les gaz de combustion cumulatifs injectés (L) au cours de ce lot d’algues. Dans ce cas, 6 564 L de gaz de combustion, correspondant à 538 L de CO2, ont été utilisés pour cultiver 0,29 g de biomasse algale. Le graphique montre qu’à mesure que le taux de croissance des algues augmentait, il fallait plus de gaz de combustion (CO2) (figure 6). Les résultats expérimentaux ont confirmé que le système d’injection d’impulsions de gaz de combustion on-off est efficace pour faciliter le captage et l’utilisation du carbone par la culture de microalgues.
Nous mesurons et surveillons d’autres paramètres physicochimiques afin d’établir une corrélation entre eux et la croissance et la productivité des algues (figure 8 et figure 9). Les paramètres environnementaux mesurés étaient l’oxygène dissous, l’électroconductivité (CE) et les températures de l’air et de l’étang. Comme prévu, tous les paramètres, à l’exception de l’EC, ont montré des tendances similaires qui étaient fortement corrélées avec le rayonnement solaire. Les résultats indiquent que ces variables environnementales ont eu l’impact le plus significatif sur la croissance des algues et sont utilisées pour la modélisation de la biomassealgale 35. Les CE n’ont pas changé de manière significative au cours du processus par lots. Ainsi, il n’a fourni aucune information pertinente concernant la croissance des algues. Pour la culture de Chlorella sorokiniana à l’aide d’eau non salée, les mesures EC peuvent être omises.
Figure 1 : Emplacement du site pilote à Tucson Electric Power pour le couplage du captage du carbone de la centrale électrique et des réacteurs semi-automatisés en étang ouvert pour la culture de microalgues. Les deux sites sont représentés par: 1) Algae Site U3 (unité 3) et 2) Algae Site U4 (unité 4) crédit photo: Jose Manuel Cisneros Vazquez. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Organigramme de processus pour le couplage de la capture du carbone et des bassins de piste ouverts semi-automatisés pour la culture de microalgues dans un climat semi-aride chaud. (A) Conception de roue à aubes Open Raceway; B) Installation expérimentale réelle; (C) Procédé: couplage de la capture du carbone et de la culture de microalgues modifiées à partir de Van Den Hende28. Légendes: T = Température; DO = Oxygène dissous; OD = Densité optique; EC = Conductivité électrique; Enregistreur de données. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3: Représentation schématique de la configuration des capteurs. (A) Représentation de l’ensemble des capteurs extérieurs à bassin ouvert mis en place, dans lesquels CV1 et CV2 sont les vannes de régulation, DL est l’enregistreur de données et T1 et T2 sont les émetteurs. (B) Représentation d’une vanne de régulation. C) Représentation de la connexion des capteurs à l’enregistreur de données; cercle bleu foncé: densité optique en temps réel, triangle orange: pH et EC, triangle noir: thermocouples, triangle rouge: oxygène dissous, bleu clair: vanne de régulation. (D) émetteur de pH et d’EC. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 4 : Algues sous le processus d’acclimatation. Stratégie d’acclimatation aux microalgues à l’aide de palettes en bois pendant la phase exponentielle. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Représentation de la surveillance de la croissance des algues. (A) Graphique de la concentration de biomasse AFDW (g/L) par rapport au temps des mesures en laboratoire; B) Graphique de corrélation entre le capteur de densité optique et les mesures en laboratoire à 650 nm; et (C) graphique pour le capteur de densité optique en temps réel par rapport au temps pour un lot expérimental. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Graphique pour l’injection d’impulsions de gaz de combustion marche/arrêt en tant que fonction du pH. L’enregistreur de données a été mis en place pour démarrer l’injection de gaz de combustion (vanne contrôlée allumée) à pH = 8,05 et pour terminer l’injection de gaz de combustion (vanne contrôlée éteinte) à pH = 8,00. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7: Graphique de la croissance des algues (g/L), de la quantité de gaz de combustion injectée et de la quantité de CO2 injectée en fonction du temps. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 8 : Représentation de la surveillance de la température. Légendes : ligne jaune continue = température du réacteur du bassin racinaire; ligne grise continue = température de l’air; et ligne bleue en pointillés = température de la station AZMET (The Arizona Meteorological Network). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 9 : Surveillance des paramètres de croissance des algues. Légendes: ligne continue orange = rayonnement solaire; ligne continue grise = électroconductivité (CE); et ligne continue jaune = oxygène dissous (OD). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Composants | Concentration en solution (g/L) |
| H3BO3 | 0.00286 |
| MnCl2·4H2O | 0.00181 |
| ZnSO4·7H2O | 0.0001373 |
| Na2MoO4·2H2O | 0.00039 |
| CuSO4·5H2O | 0.000079 |
| Co(NO3)2·6H2O | 0.00005518 |
| NiCl2·6 H2O | 0.0001 |
Tableau 1 : Recette de solution d’oligo-éléments.
| Composants | Nom commun | Concentration en solution (g/L) |
| (NH2) deux CO | Urée | 0.1 |
| MgSO4·7H2O | Sulfate de magnésium | 0.012 |
| NH4H2PO4 | Phosphate d’ammonium | 0.035 |
| Kcl | Potasse | 0.175 |
| FeCl3 | Citrate ferrique (Citraplex) | 0.005423 |
| Solution de métaux à l’état de traces | Volume de 1000x Micros (ml) | 1 |
Tableau 2 : Recette de média optimisée pour 1 L.
Fichiers de codage supplémentaires. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.
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Discussion
Dans cette étude, nous démontrons qu’il est possible de coupler de manière synergique le captage du carbone des gaz de combustion et la culture de microalgues dans un climat chaud semi-aride. Le protocole expérimental pour le système d’étang de piste semi-automatisé intègre une technologie de pointe pour surveiller en temps réel les paramètres pertinents qui sont en corrélation avec la croissance des algues lors de l’utilisation de gaz de combustion comme source de carbone. Le protocole proposé vise à réduire l’incertitude dans la culture des algues, qui est l’un des principaux inconvénients des étangs de raceway 20,21,36. D’après notre expérience, les étapes les plus critiques du protocole impliquent le système de contrôle du pH et une méthode efficace pour inoculer le système (Figure 2). Le système de contrôle du pH fournit des gaz de combustion/CO2 et représente une stratégie visant à optimiser l’efficacité du captage et de l’utilisation du CO2 (Figure 3)37. Ce système contrôlé s’est avéré plus efficace qu’un système d’injection continue pour le processus de culture de microalgues, car il réduit le dégazage tout en fournissant suffisamment de gaz de combustion pour atteindre le taux de croissance maximal des algues20,37. Lorsque l’injection de gaz de combustion est basée sur le pH, un facteur clé pour la culture d’algues est de sélectionner une valeur de pH adéquate pour les espèces de microalgues avant d’inoculer l’étang de l’hippodrome38,39. Qiu et al.40 ont constaté qu’une valeur de pH de 8 est la meilleure pour l’espèce d’eau douce Chlorella sorokiniania lorsque l’on considère la croissance cellulaire et la production de lipides40. De plus, Molina Grima et al.41 recommandent un pH inférieur à 8 pour réduire la perte d’azote et obtenir une meilleure absorption d’azote par les microalgues/biomasse41. Cependant, Yuvraj et al.42 suggèrent que le pH n’est pas une méthode appropriée pour évaluer la teneur en CO2 dans l’eau en raison de l’effet de la fertilisation azotée sur l’acidité42 du milieu. Nos résultats montrent que le pH peut être utilisé efficacement pour gérer l’injection de CO2 pour le système présenté ici (Figure 6); notre gestion de l’injection de gaz de combustion, qui a maintenu la culture à pH 8, a permis d’obtenir des rendements élevés en biomasse et une reproductibilité (figure 7).
Après l’inoculation, les algues doivent s’acclimater au système pour éviter la photoinhibition et s’adapter à la température élevée du milieu de l’hippodrome. Dans ce climat chaud semi-aride, nous avons observé une photoinhibition d’algues due à un rayonnement solaire élevé 39,43,44 (Figure 9). Cet effet peut non seulement retarder mais aussi inhiber l’inoculation des microalgues pendant la phase exponentielle 32,35,45,46,47. Pour réduire l’impact de l’acclimatation sur les microalgues, nous avons conçu une stratégie réussie et réalisable consistant à ombrager partiellement l’étang de l’hippodrome avec des palettes en bois. Cette stratégie permet aux microalgues d’être exposées à plusieurs reprises mais pendant de courtes périodes aux conditions solaires. Un autre facteur de stress est la température élevée des gaz de combustion et de l’air ambiant33,48 (Figure 8). La température des gaz de combustion est assez élevée au stade post-combustion 10,48,49. L’utilisation des gaz de combustion en les injectant directement du pipeline envoyé dans le bassin de l’hippodrome peut contribuer à augmenter davantage la température du milieu. Par conséquent, un condenseur suivi d’un piège à eau situé avant le compresseur réduira non seulement le transfert de chaleur, mais aussi la quantité d’eau atteignant le compresseur (Figure 2). Nous avons constaté que les deux dispositifs étaient nécessaires pour réduire le taux de défaillance du compresseur. De plus, l’humidité, la température des gaz de combustion et la nature corrosive des gaz de combustion doivent être prises en compte lors de l’estimation du cycle de vie et de l’entretien du compresseur. De plus, les températures élevées entraînent des taux d’évaporation plus élevés.
Ce protocole est soumis à certaines limitations. Selon la figure 6, la vanne de régulation n’était pas en mesure d’injecter suffisamment de gaz de combustion lorsque la photosynthèse était à son apogée. Cet effet peut être attribué au faible transfert de masse de la phase gazeuse à la phase liquide en raison de la conception du réacteur 5,16,50,51. Mendoza et al.36,52 et de Godos et al.16 ont déclaré que les étangs de raceway ont un mauvais transfert de masse gaz/liquide, ce qui représente l’une des contraintes de conception les plus sévères 16,36,52. Leur conception de canal peu profond limite le transfert de masse de CO2 en raison de la courte zone d’interface entre le gaz et le milieu de culture, ce qui provoque une augmentation du dégagement de CO2 (Figure 2). Ainsi, des dispositifs et de nouvelles configurations ont été proposés pour augmenter le temps de contact gaz/liquide, y compris les puisards, les colonnes de mélange, le silicone perméable et les systèmes de diffusion de fente 36,52,53. Tous ces systèmes ont été utilisés pour tenter d’améliorer le transfert de masse de CO2; cependant, certains de ces systèmes améliorent également la distribution des nutriments, contrôlent le pH et éliminent l’excès d’O 2 5,24,36,52. Enfin, les pannes sont d’autres limitations qui peuvent survenir lors de la capture et de l’utilisation des gaz de combustion réels d’une centrale électrique. Ces pannes ne sont pas toujours planifiées. Ainsi, d’autres sources temporaires de CO2 devraient être envisagées, par exemple, le déplacement ou le raccordement de la ligne principale de CO2 à plusieurs unités de puissance (figure 1).
La capacité de produire des microalgues avec ce protocole est soutenue par nos résultats sur la productivité des algues (Figure 5), les réponses des algues aux paramètres sélectionnés (Figure 6, Figure 8, Figure 9) et la culture réussie des espèces d’algues souhaitées lorsqu’elles sont nourries par injection directe de gaz de combustion. Les réacteurs ouverts sont moins chers à exploiter et, par conséquent, ce protocole s’appuie sur leurs forces pour accélérer le déploiement à l’échelle commerciale de cette forme de captage et d’utilisation du carbone 16,20,54,55,56. Cette région chaude semi-aride subit un rayonnement solaire élevé et d’importantes fluctuations de température toute l’année (figure 8 et figure 9)57; par conséquent, c’est un endroit privilégié pour tester ce type de protocole. Le capteur de densité optique a fourni des lectures OD cohérentes pour notre système ouvert extérieur (Figure 5); ce type de collecte de données ne serait pas pratique à l’aide d’autres capteurs. De plus, les capteurs ont bien réagi aux variations de température importantes du jour à la nuit (Figure 8), ce qui nous a permis de prendre des décisions opportunes en matière de productivité des algues29. De plus, le milieu optimisé proposé présente l’avantage essentiel d’être fondé sur des engrais commerciaux et des sources d’éléments nutritifs facilement disponibles58 (tableaux 1 et 2); ce milieu peut être facilement produit en interne ou peut être obtenu sur demande auprès d’entreprises d’engrais liquides agricoles58. Enfin, le protocole semi-automatisé a été testé dans une centrale au gaz naturel supplémentaire. Les résultats de cette étude de confirmation ne sont pas présentés dans le présent document. Dans cette étude de confirmation, le protocole a été couronné de succès malgré les conditions météorologiques extrêmes à Tucson et les températures exceptionnellement chaudes à la centrale de production en raison de l’emplacement du réacteur dans la configuration de la centrale. Par conséquent, la reproductibilité du protocole a été examinée pour l’environnement de Tucson lorsque le gaz naturel est utilisé comme combustible pour produire de l’électricité.
Les étapes suivantes sont recommandées pour développer davantage ce protocole et pour améliorer et renforcer l’automatisation des processus impliqués. La première recommandation est de faire de l’injection de gaz de combustion un procédé à débit complètement variable, améliorant ainsi la gestion du CO2 et du pH; le programme actuel ouvre complètement la valve d’injection lorsque le pH dépasse 8 et la ferme lorsque le pH atteint à nouveau 8. Il est également nécessaire d’améliorer la façon dont le CO2 est injecté. L’objectif est de réduire la taille des bulles de CO2 , c’est-à-dire de générer des microbulles pour améliorer la diffusion du CO2 dans le milieu sans avoir recours à l’injection de gaz de combustion à une pression plus élevée. L’utilisation d’injecteurs améliorés, réduisant ainsi les coûts énergétiques opérationnels, est jugée nécessaire dans une application commerciale du protocole. L’inclusion d’outils prédictifs basés sur les prévisions météorologiques et l’état actuel des microalgues pour contrôler les gaz de combustion et les engrais, principalement l’azote, afin d’améliorer l’efficacité de l’utilisation de l’azote, est également recommandée. L’utilisation de la modélisation numérique de la dynamique des fluides est considérée comme un outil essentiel pour développer davantage le protocole proposé; la modélisation peut aider à optimiser la conception, la configuration et le fonctionnement de tout le matériel impliqué dans la surveillance et la gestion des microalgues. Un autre domaine qui pourrait être exploré à l’avenir est l’application de l’ADN environnemental (ADNe) et des techniques de PCR en temps réel pour surveiller la santé et la composition de la culture de microalgues. Des échantillons d’eau pourraient être analysés, et les résultats indiqueraient si les microalgues objectives sont l’espèce prédominante dans le milieu ou si elles sont en compétition ou ont été remplacées par un organisme différent.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par le projet de banc d’essai régional de matières premières algales, U.S. Department of Energy DE-EE0006269. Nous remercions également Esteban Jimenez, Jessica Peebles, Francisco Acedo, Jose Cisneros, RAFT Team, Mark Mansfield, le personnel de la centrale électrique UA et le personnel de la centrale électrique TEP pour toute leur aide.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Adjustable speed motor (paddle wheel system) | Leeson | 174307 | Lesson 174307.00, type: SCR Voltage; Amps:10 |
| Aluminum weight boats | Fisher Scientific | 08-732-102 | Fisherbrand Aluminum Weighing Dishes |
| Ammonium Iron (III) (NH?)?[Fe(C?H?O?)?] | Fisher Scientific | 1185 - 57 - 5 | Medium preparation. Ammonium iron(III) citrate |
| Ammonium Phosphate | Sigma-Aldrich | 7722-76-1 | This chemical is used for the optimized medium |
| Ampicillin sodium salt | Sigma Aldrich | A9518-5G | This chemical is used for avoiding algae contamination |
| Autoclave | Amerex Instrument Inc | Hirayama HA300MII | |
| Bacto agar | Fisher Scientific | BP1423500 | Fisher BioReagents Granulated Agar |
| Bleach | Clorox | Germicidal Bleach, concentrated clorox | |
| Boric Acid (H3BO3) | Fisher Scientific | 10043-35-3 | Trace Elelements: Boric acid |
| Calcium chloride dihydrate (CaCl2*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10035-04-8 | Medium preparation. Calcium chloride dihydrate |
| Carboys (20 L) | Nalgene - Thermo Fisher Scientific | 2250-0050PK | Polypropylene Carboy w/Handles |
| Centrifuge | Beckman Coulter, Inc | J2-21 | |
| Chloroform | Sigma-Aldrich | 67-66-3 | This chemical is used for lipid extraction |
| Citraplex 20% Iron | Loveland Products | SDS No. 1000595582 -17-LPI | https://www.fbn.com/direct/product/Citraplex-20-Iron#product_info |
| Cobalt (II) nitrate hexahydrate (Co(NO3)2*6H2O) | Sigma-Aldrich | 10026-22-9 | Trace Elements: Cobalt (II) nitrate hexahydrate |
| Compressor | Makita | MAC700 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Control Valve | Sierra Instruments | SmartTrak 100 | This item needs to be customized for your application. In our case, it was used a 5% CO2 and 95% air mixture. |
| Copper (II) Sulfate Pentahydrate (CuSO4*5H2O) | Sigma-Aldrich | 7758-99-8 | Trace Elements: Copper (II) Sulfate Pentahydrate |
| Data Logger: Campbell unit CR3000 | Scientific Campbell | CR3000 | This equipment is used for controlling all the system, motoring and recording data |
| Dissolvde Oxygen Solution | Campbell Scientific | 14055 | Dissolved oxygen electrolyte solution DO6002 - Lot No. 211085 |
| Dissolved Oxygen probe | Sensorex | ? | DO6400/T Dissolved Oxygen Sensor with Digital Communication |
| Electroconductivity calibration solution | Ricca Chemical Company | 2245 - 32 ( R2245000-1A ) | Conductivity Standard, 5000 uS/cm at 25C (2620 ppm TDS as NaCl) |
| Electroconductivity probe sensor | Hanna Instruments | HI3003/D | Flow-thru Conductivity Probe - NTC Sensor, DIN Connector, 3m Cable |
| Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate (Na2EDTA*2H2O) | Sigma-Aldrich | 6381-92-6 | Medium Preparation: Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrate |
| Filters | Fisher Scientific | 09-874-48 | Whatman Binder-Free Glass Microfiber Filters |
| Flasks | Fisher scientific | 09-552-40 | Pyrex Fernbach Flasks |
| Furnace | Hogentogler | Model: F6020C-80 | Thermo Sicentific Thermolyne F6020C - 80 Muffle Furnace |
| Glass dessicator | VWR International LLC | 75871-430 | Type 150, 140 mm of diameter |
| Glass funnel | Fisher Scientific | FB6005865 | Fisherbrand Reusable Glass Long-Stem Funnels |
| Laminar flow hood | Fisher Hamilton Safeair | Fisher Hamilton Stainless Safeair hume hood | |
| Magnesium sulfate heptahydrate (MgSO4*7H2O) | Fisher Scientific | 10034 - 99 - 8 | Medium Preparation: Magnesium sulfate heptahydrate |
| Methanol | Sigma-Aldrich | 67-56-1 | Lipid extraction solvent |
| Micro bubble Diffuser | Pentair Aquatic Eco-Systems | 1PMBD075 | This equipment is used for the injection CO2 system |
| Microalgae: Chlorella Sorokiniana | NAABB | DOE 1412 | |
| Microoscope | Carl Zeiss 4291097 | ||
| Microwave assistant extraction | MARS, CEM Corportation | CEM Mars 5 Xtraction 230/60 Microwave Accelerated Reaction System. Model: 907601 | |
| MnCl2*4H2O | Sigma-Aldrich | 13446-34-9 | Manganese(II) chloride tetrahydrate |
| Mortars | Fisher Scientific | FB961B | Fisherbrand porcelein mortars |
| Nitrogen evaporator | Organomation | N-EVAP 112 Nitrogen Evaporatpr (OA-SYS Heating System) | |
| Oven | VWR International LLC | 89511-410 | Forced Air Oven |
| Paddle Wheel | 8-blade horizontal axis propeller. This usually comes as part of the paddlewheel reactor. | ||
| Paddle wheel motor | Leeson | M1135042.00 | Leeson, Model: CM34025Nz10C; 1/4 HP; Volts 90; FR 34; 62 RPM. |
| Pestles | Fisher Scientific | FB961M | Fisherbrand porcelein pestles |
| pH and EC Transmitter | Hanna Instruments | HI98143 | Hanna Instruments HI98143-04 pH and EC Transmitter with Galvanic isolated 0-4V. |
| pH calibration solutions | Fisher Scientific | 13-643-003 | Thermo Scientific Orion pH Buffer Bottles |
| pH probe sensor | Hanna Instruments | HI1006-2005 | Hanna Instruments HI1006-2005 Teflon pH Electrode with matching pin 5m. |
| Pippete tips | Fisher Scientific | 1111-2821 | 1000 ul TipOne graduated blue tip in racks |
| Pippetter | Fisher Scientific | 13-690-032 | Eppendorf Reserch plus Variable Adjustable Volume Pipettes: Single-channel |
| Plastic cuvettes | Fisher scientific | 14377017 | BrandTech BRAND Plastic Cuvettes |
| Plates | Fisher scientific | 08-757-100D | Corning Falcon Bacteriological Petri Dishes with Lid |
| Potash | This chemical is used for the optimazed medium preparation. It was bought in a fertilizer local company | ||
| Potassium phosphate dibasic (K2HPO4) | Sigma-Aldrich | 7758 -11 - 4 | Medium Preparation: Potassium phosphate dibasic |
| Pyrex reusable Media Storage Bottles | Fisher scientific | 06-414-2A | 1 L and 2 L bottels - PYREX GL45 Screw Caps with Plug Seals |
| Raceway Pond | Similar equipment can be bought at https://microbioengineering.com/products | ||
| Real Time Optical Density Sensor | University of Arizona | This equipment was design and build by a member of the group | |
| RS232 Cable | Sabrent | Sabrent USB 2.0 to Serial (9-Pin) DB-9 RS-232 Converter Cable, Prolific Chipset, Hexnuts, [Windows 10/8.1/8/7/VISTA/XP, Mac OS X 10.6 and Above] 2.5 Feet (CB-DB9P) | |
| Shaker Table | Algae agitation 150 rpm | ||
| Sodium Carbonate (Na2CO3) | Sigma-Aldrich | 497-19-8 | Sodium carbonate |
| Sodium molybdate dihydrate (Na2MoO4*2H2O) | Sigma-Aldrich | 10102-40-6 | Medium Preparation: Sodium molybdate dihydrate |
| Sodium nitrate (NaNO3) | Sigma-Aldrich | 7631-99-4 | Medium Preparation: Sodium nitrate |
| Spectophotometer | Fisher Scientific Company | 14-385-400 | Thermo Fisher Scientific - 10S UV-Vis GENESTYS Spectrophotometer cylindrical Longpath cell holder; internal reference dectector, Xenon flash lamp; dual silicon photodiode; 240V, 50 to 60Hz selected automatically. |
| Test tubes | Fisher Scientific | 14-961-27 | Fisherbrand Disposable Borosilicate Glass Tubes with Plain End (10 ml) |
| Thermocouples type K | Omega | KMQXL-125G-6 | |
| Urea | Sigma-Aldrich | 2067-80-3 | Urea |
| Vacuum filtration system | Fisher Scientific | XX1514700 | MilliporeSigma Glass Vacuum Filter Holder, 47 mm. The system includes: Ground glass flask attachment, coarse-frit glass filter support, and flask |
| Vacuum pump | Grainger | Marathon Electric AC Motor Thermally protected G588DX - MOD 5KH36KNA510X. HP 1/4. RPM 1725/1425 | |
| Zinc sulfate heptahydrate (ZnSO4*7H2O) | Sigma-Aldrich | 7446-20-0 | Zinc sulfate heptahydrate |
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