Summary
Nous présentons un protocole ECG qui est techniquement facile, peu coûteux, rapide et abordable chez les petites souris, et peut être exécuté avec une sensibilité accrue. Nous suggérons cette méthode comme approche de dépistage pour l’étude des agents pharmacologiques, des modifications génétiques, et des modèles de maladie chez les souris.
Abstract
L’électrocardiogramme est un outil précieux pour évaluer le système de conduction cardiaque. La recherche animale a contribué à générer de nouvelles informations génétiques et pharmacologiques concernant l’électrocardiogramme. Cependant, faire des mesures d’électrocardiogramme chez de petits animaux in vivo, comme les souris, a été difficile. À cette fin, nous avons utilisé une méthode d’enregistrement d’électrocardiogramme chez des souris anesthésiées avec de nombreux avantages : il s’agit d’une procédure techniquement simple, peu coûteuse, a un court temps de mesure et est abordable, même chez les jeunes souris. Malgré les limitations avec l’utilisation de l’anesthésie, les comparaisons entre le contrôle et les groupes expérimentaux peuvent être effectuées avec une sensibilité accrue. Nous avons traité des souris avec des agonistes et des antagonistes du système nerveux autonome pour déterminer la validité de ce protocole et avons comparé nos résultats avec des rapports précédents. Notre protocole d’ECG a détecté des fréquences cardiaques accrues et des intervalles de QTc sur le traitement avec l’atropine, les fréquences cardiaques diminuées et les intervalles de QTc après traitement de carbachol, et des fréquences cardiaques plus élevées et des intervalles de QTc avec l’isoprenaline mais n’ont noté aucun changement dans les paramètres d’ECG sur l’administration du propranolol. Ces résultats sont étayés par des rapports précédents, confirmant la fiabilité de ce protocole ECG. Ainsi, cette méthode peut être utilisée comme une approche de dépistage pour effectuer des mesures ECG qui autrement ne seraient pas tentées en raison de coûts élevés et de difficultés techniques.
Introduction
L’électrocardiogramme (ECG), un test qui mesure l’activité électrique de son rythme cardiaque, est un outil précieux pour évaluer le système de conduction cardiaque. Les paramètres qui sont mesurés par un ECG incluent la fréquence cardiaque, l’intervalle de PR, la durée de QRS, et l’intervalle de QT. En bref, l’intervalle de PR correspond au temps qui est nécessaire pour une impulsion électrique de voyager du nœud atrial de sinus par le noeud atrioventriculaire aux fibres de Purkinje ; La durée de QRS est le temps pour la dépolarisation ventriculaire de se produire par le système de Purkinje et le myocardium ventriculaire ; et l’intervalle QT est la durée de la repolarisation ventriculaire.
Les enregistrements d’ECG chez la souris ont aidé les chercheurs à examiner la fonction cardiaque et à déterminer les mécanismes physiologiques et pathophysiologiques des phénotypes cardiaques, tels que l’arythmie, la fibrillation auriculaire et l’insuffisance cardiaque. La plupart des recherches cardiovasculaires ont impliqué des études sur des modèles de souris génétiquement modifiés. Il est souvent difficile d’obtenir des données significatives sur les enregistrements ECG de petites souris qui ont été génétiquement manipulées.
Il existe plusieurs méthodes pour effectuer des ECG chez les souris1. Des études suggèrent que les enregistrements d’ECG chez les animaux conscients sont préférés aux animaux anesthésiés lorsque c’est possible puisque les effets de l’anesthésie sur la fonction cardiaque ont été bien établis2. Deux protocoles qui enregistrent ECG chez les souris conscientes sont de la note1. Le système de radiotélémétrie ECG est l’étalon-or pour la surveillance continue à long terme de l’ECG chez les souris conscientes1,3. Malgré leur force à être enregistrées dans un état conscient, les mesures ECG couplées à la radiotélémétrie ont plusieurs limites, y compris les dépenses élevées pour la configuration et pour l’implant, son exigence d’un opérateur très expérimenté, une période de stabilisation de plus d’une semaine, son besoin de grandes souris (> 20 g), et l’acquisition d’une seule avance de l’enregistrement ECG1. Un autre système qui utilise des électrodes conductrices de la taille d’une patte intégrées dans une plate-forme permet aux enregistrements ECG chez des souris conscientes sans anesthésie ou implants1,4. Ce système non invasif est une méthode alternative dans les situations où les systèmes de radiotélémétrie ne sont pas disponibles car il a de nombreux avantages: pas besoin de traitement chirurgical, pas besoin d’anesthésie, faible coût par souris (seule la configuration initiale est coûteuse), peu de temps pour la mesure, et l’abordabilité des nouveau-nés1,4. Le principal inconvénient de ce système est qu’il n’est pas adapté à une surveillance continue à long terme1.
Ici, nous introduisons une autre méthode d’enregistrement ECG peu coûteuse, simple et rapide chez les souris anesthésiées et démontrons sa validité et sa sensibilité en effectuant un ECG après le blocus autonome/stimulation du système de conduction cardiaque. Nous suggérons cette méthode ECG pour le dépistage des effets des agents pharmacologiques, des modifications génétiques, et des modèles de maladie chez les souris.
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Protocol
Toutes les procédures animales ont été approuvées par le comité local pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire, l’Université Kyung Hee (numéro de licence : KHUASP(SE)-18-108) et conformes au Guide national des Instituts de santé des États-Unis pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.
1. Animaux expérimentaux
- Gardez toutes les souris (39 souris, Balb/c, mâles, 7\u20129 semaines) dans un établissement exempt d’agents pathogènes selon le guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire.
- Maintenir les souris sur un cycle clair/foncé de 12 h à température constante avec un accès gratuit à la nourriture et à l’eau.
2. Préparation des anesthésiques
NOTE: Tribromoéthanol est utilisé sur les combinaisons de kétamine et isoflurane, basé sur la stabilité de la fréquence cardiaque et la reproductibilité de l’échocardiographie chez les souris tribromoéthanol-anesthésié1,5,6
- Faire une solution de stock de 2,2,2-tribromoéthanol à une concentration de 1 g par 1 mL d’alcool amyl tertiaire. Chauffer à 40\u201245 °C pendant 24 h. Conserver à 4 °C pendant 12 mois.
- Pour la solution de travail, diluer 0,5 mL de solution de stock dans 19,5 mL de solution saline (0,9% NaCl) à 25 mg/mL. Chauffer à 40\u201245 °C pendant 1 h. Conserver à 4 °C pendant 1 mois.
3. Configuration du système ECG
- Assurez-vous de configurer le système de telle sorte qu’il n’y ait pas de bruit ou de vibration dans les 2 m puisque les signaux ECG dans une souris sont sensibles au bruit et au mouvement de l’environnement.
- Préparer la configuration matérielle : un système d’acquisition de données, un amplificateur bio et un ordinateur installé avec un logiciel d’analyse de données ECG.
- Connectez le système d’acquisition de données au réseau (AC) à l’aide du câble d’alimentation.
- Connectez le système d’acquisition de données à l’ordinateur à l’aide d’un câble USB.
- Connectez la sortie de signal sur le panneau arrière de l’amplificateur bio à une entrée analogique sur le panneau avant du système d’acquisition de données à l’aide d’un câble.
- Connectez la sortie I2C du système d’acquisition de données à l’entrée I2C de l’amplificateur bio à l’aide du câble I2C.
- Connectez le câble d’amplificateur bio à 3 plombs à la prise d’entrée de 6 broches sur le panneau avant de l’amplificateur bio.
- Activez le système d’acquisition de données à l’aide du panneau de commutation arrière.
REMARQUE : En bref, les signaux sont amplifiés par un amplificateur bio et enregistrés à l’aide d’un système informatisé d’acquisition et d’analyse de données avec les paramètres suivants : taux d’échantillonnage de 2 k/s, plage de 20 mV et réglage du filtre à faible passage de 200 Hz.
- Ouvrez le logiciel d’analyse et définissez-le pour l’acquisition de données ECG.
- Aller à l’installation | Paramètres du canal. Définissez le taux d’échantillonnage à 2 k/s. Réglez la plage à 20 mV. Réglez l’amplificateur d’entrée sur 200 Hz de Passe basse.
- Accédez à l’analyse ECG | Paramètres ECG. Choisissez « Souris » dans les paramètres Préréglage de détection et d’analyse.
- Dans le panneau Moyenne, choisissez de concatenate N (par exemple, 4 battements ou 60 s) cycles cardiaques consécutifs dans un signal moyen unique pour la vue moyenne et la vue de table.
- Dans le panneau QTc, sélectionnez la méthode « Bazett », qui est définie comme la valeur corrigée de la fréquence cardiaque de l’intervalle QT : QTc = QT / (RR/100)0,5, intervalle RR = 60 / fréquence cardiaque7.
4. Mesure ECG
- Placez une souris sur une échelle de précision et enregistrez son poids.
- Induire l’anesthésie chez la souris par injection intrapéritonéale (i.p.) d’une solution de travail de tribromoéthanol (18 mL de solution de travail par kg de poids corporel (b.w.)).
- Placez une souris anesthésiée en position de supination. Assurez-vous que la souris est complètement anesthésiée (moins de 2 min).
- Insérez les électrodes avec des aiguilles d’acupuncture sous-cutanéement dans les membres antérieurs de droite et de gauche et le reste arrière gauche selon le schéma ecg de plomb II et fixez-les avec du ruban adhésif (figure 1). Assurez-vous que la profondeur et la position des électrodes insérées sont cohérentes tout au long des expériences.
- Connectez les autres extrémités des électrodes en cliquant sur elles dans les trois connecteurs snap à l’autre extrémité des fils de plomb du câble d’amplificateur bio à 3 plombs.
- Médicaments injectables (c.-à-d.) 3 min après l’accouchement des anesthésiques (figure 2).
- Commencez à enregistrer l’ECG 10 min après l’injection d’anesthésiques. Une fois l’enregistrement terminé, utilisez les données ECG de 12 à 17 min après injection d’anesthésiques pour analyse.
- À la fin de la session d’enregistrement ECG, retirez soigneusement les électrodes.
5. Analyse des données ECG
- Accédez à l’analyse ECG | Affichage moyen et s’assurer que le logiciel identifie correctement le début et la fin de l’onde P, le complexe QRS et la vague T dans les battements individuels. Si nécessaire, la correction manuelle de ces ondes et intervalles est possible en déplaçant les curseurs égarés vers les positions appropriées.
REMARQUE : Comme indiqué dans la figure 3A, l’intervalle de relations publiques s’étend sur le début de l’onde P à celle du complexe QRS (vague Q manquante pour la plupart dans une souris ECG). La durée du QRS s’étend du début de l’onde Q (principalement une onde R dans une souris ECG) à la fin de la vague S. L’intervalle QT comprend le début de l’onde Q (principalement l’onde R dans une souris ECG) jusqu’à la fin de l’onde T. Notez la durée et l’absence plus courtes d’une onde Q et d’un segment ST dans la souris ECG par rapport à l’ECGhumain 8. - Accédez à l’analyse ECG | Affichez et sélectionnez les données ECG correctement identifiées en vérifiant les battements individuels dans la fenêtre Affichage moyen.
REMARQUE : La figure 3 montre plusieurs exemples de signaux ECG réels de souris. La figure 3A représente un signal sauvage normal qui a été correctement identifié en ce qui concerne l’onde P, le complexe QRS et l’onde T. La sélection informatisée des ondes PQRS peut entraîner des erreurs erronées, comme dans la figure 3B, un signal normal de type sauvage qui égare le début de l’onde P. À la figure 3C, un signal ECG qui égare la fin du complexe QRS, ce qui entraîne une surestimation de la durée du SRQ. Dans la figure 3D, un signal ECG qui égare la fin du complexe QRS, ce qui entraîne une sous-estimation du complexe QRS en raison de l’onde T ambiguë et de la figure 3E un signal ECG avec une onde T non identifiable. Sans exclusion ni corrections manuelles, les intervalles PQRS peuvent être dépassés ou sous-estimés. Assurez-vous de sélectionner les signaux ECG qui ont été correctement identifiés et les signaux qui ne manquent pas les pics cibles. Par conséquent, de tels cas, y compris B, C, D et E (figure 3), sont exclus dans l’estimation précise des paramètres d’ECG en général. - Sélectionnez les données ECG d’intérêt dans l’affichage table et copiez/collez-les dans un fichier de feuille de calcul.
6. Analyse statistique
- Effectuer l’analyse statistique à l’aide d’un programme de statistiques. Analyser les données avec les conditions expérimentales aveuglées. Effectuez le test tde l’étudiant et le test U mann-whitney pour des comparaisons en deux groupes. Les chiffres de chaque chiffre indiquent le nombre de souris utilisées pour chaque groupe. Signalez les résultats comme moyens ± SEM.
- Considérez que les différences avec p < 0,05 par U-test sont statistiquement significatives : *, p < 0,05; **, p < 0,01; et ***, p < 0,005 par rapport aux contrôles respectifs.
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Representative Results
Expériences pharmacologiques
Pour déterminer si notre mesure ECG non invasive reflète l’influence de la modulation autonome sur le système de conduction cardiaque, les souris balb/c normales ont été défiées avec des agonistes et des antagonistes du système nerveux autonome (ANS). L’atropine et le carbachol ont été utilisés pour effectuer le blocus et la stimulation autonomes parasympathiques, respectivement, tandis que le propranolol et l’isoprenaline ont été administrés pour obtenir un blocus et une stimulation autonomes sympathiques, respectivement9.
La fréquence cardiaque a augmenté de façon significative chez les souris traitées à l’atropine (p < 0,05) et chez les souris traitées à l’isoprénaline(p < 0,05) et est tombée avec le carbachol(p < 0,005) par rapport au véhicule (véhicule, 391 ± 13 bpm contre atropine, 487 ± 15 bpm contre carbachol, 158 ± 7 bpm; véhicule, 382 ± 14 bpm contre isoprenaline, 548 ± 8 bpm; véhicule, 404 ± 25 bpm contre protranolol, 303 ± 16 bpm) (Figure 4). En outre, l’intervalle QTc a augmenté chez les souris traitées à l’atropine (p < 0,05) et chez les souris traitées à l’isoprenaline(p < 0,05) et a diminué chez les souris traitées au carbachol (p < 0,005) par rapport au véhicule (véhicule, 46,5 ± 0,6 ms contre atropine, 51,1 ± 1,3 ms contre carbachol, 29,4 ± 1,0 ms; véhicule, 41,8 ± 1,2 ms contre itoprenaline, 57,5 ± 3,5 ms) (figure 4). La figure 5 montre les vues représentatives des graphiques et les vues moyennes des signaux ECG chez les souris traitées par l’atropine, le carbachol et les souris traitées par véhicule.
Figure 1 : Placement de plomb ECG.
Les électrodes d’aiguille d’acupuncture sont insérées sous-cutanéement selon le schéma ecg de plomb II (membres antérieurs de droite et gauche et le reste de l’arrière gauche) et sont fixées avec du ruban adhésif. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 2 : Régime de traitements anesthésiques et médicamenteux.
Trois minutes après l’injection d’anesthésiques (p. ex., tribromoéthanol), administrer des médicaments (p. ex., atrotpine, carbachol, isoprenaline et propranolol; i.p.). Dix minutes après l’accouchement, commencez à enregistrer l’ECG. Recueillir les données ecg de 12\u201217 min après l’injection d’anesthésiques. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 3 : Exemples de signaux ECG de souris.
(A) Un signal sauvage normal qui est correctement identifié en ce qui concerne l’onde P, le complexe QRS et l’onde T. (B) Un signal sauvage normal qui égare le début de l’onde P. (C) Un signal ECG qui égare la fin du complexe QRS. (D) Un signal ECG qui égare la fin du complexe QRS en raison d’une onde T ambiguë. (E) Un signal ECG avec une onde T non identifiable. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 4 : Mesures ECG chez des souris traitées avec des agonistes et des antagonistes du système nerveux autonome.
(A) L’administration de l’atropine (1 mg/kg) augmente la fréquence cardiaque et l’intervalle QTc. (B) Carbachol (0,5 mg/kg) diminue la fréquence cardiaque et l’intervalle QTc. (C) Isoprenaline (1 mg/kg) augmente la fréquence cardiaque et l’intervalle QTc. (D) Propranolol (1 mg/kg) ne change aucun paramètre ECG. *, p < 0,05; , p < 0,005. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
Figure 5 : Signaux ECG représentatifs de souris traitées avec des agonistes et des antagonistes du système nerveux parasympathique.
(A) Signaux ECG de souris traitées par véhicule acquis à partir des vues graphiques et des vues moyennes (un programme d’analyse des données). (B) Signaux de souris traitée à l’atropine. (C) Signaux de souris traitées au carbachol. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de ce chiffre.
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Discussion
Il y a plusieurs étapes critiques dans le protocole. L’environnement environnant doit être exempt de bruit et de vibrations. Les électrodes ECG doivent être insérées sous la peau de façon stable et cohérente dont l’étape d’insertion nécessite des expériences préliminaires jusqu’à ce que le chercheur soit techniquement expérimenté. En outre, l’anesthésique doit être préparé et stocké de façon appropriée et utilisé à la dose appropriée. Enfin, les ondes PQRS doivent être situées de façon appropriée dans les battements ECG individuels dans la fenêtre Vue moyenne.
Nos études comprenaient des tests de dépistage de drogues. Toutefois, si les tests pharmacologiques sont omis, l’étape 4.7 peut être modifiée en commençant l’enregistrement 5 min après l’injection d’anesthésiques, et les données ECG peuvent être utilisées de 10 à 15 min. les valeurs ECG sont relativement stables sur 15 min après anesthésie et ont été répliquées dans la même souris 6 h après la première mesure5.
Le blocus autonome et la stimulation par les médicaments suscitent des réactions différentielles en ce qui concerne la fréquence cardiaque. Plusieurs protocoles ont été utilisés dans la recherche ECG. Basé sur des enregistrements ECG télémétriques chez des souris, de l’atropine, l’isoprenaline et le propranolol n’ont pas modifié de façon significative la fréquence cardiaque, tandis que le carbachol l’a significativement diminué (type sauvage, 739 ± 33 bpm; atropine, 726 ± 5 bpm; carbachol, 205 ± 54 bpm; isoprenaline, 722 ± 32 bpm; propranolol, 560 ± 21 bpm)9. Basé sur les enregistrements ECG par le système non invasif qui utilise des électrodes conductrices de la taille d’une patte intégrées dans une plate-forme, l’atropine et l’isoprénaline ont considérablement augmenté la fréquence cardiaque chez les souris (p < 0,05), alors que le propranolol ne l’a pas changé (p = NS) (type sauvage, 706 ± 13 bpm; atropine, 727 ± 12 bpm; isopranaline, 12 ± 2% d’augmentation par rapport au contrôle; propranolol, 584 ± 53 bpm)4,10. Avec ce système ECG non invasif, la dépression du segment ST induite par l’isoprénaline4.
Les signaux ECG de surface (plomb II par électrodes de membre) sont acquis sous anesthésie isoflurane pendant l’échocardiographie transthoracique à haute résolution (TTE) avec un système d’ultrason11. Les enregistrements d’ECG par le TTE ont suggéré que la fréquence cardiaque a augmenté 15 min après l’administration de l’atropine11. Semblable à notre protocole, les enregistrements ECG à 6 plombs sous anesthésie avec du tribromoéthanol à l’aide d’électrodes à 5 aiguilles (1 électrode implantée sous-cutanéement dans chaque membre et 1 placée dans la position précordiale) qui sont reliées à un système d’acquisition de données avec un ensemble d’amplificateur12. Avec cette méthode, à l’aide d’ECG à 6 plombs, carbachol a considérablement abaissé la fréquence cardiaque(p < 0,001) et augmenté l’intervalle QT(p < 0,001), mais le propranolol n’a pas modifié de façon significative l’un ou l’autre paramètre (type sauvage, 395 ± 65 bpm; carbachol, 177 ± 36 bpm; propranolol, 351 ± 30 bpm)12. Un autre rapport qui a fait des mesures ECG 3-plomb sous anesthésie avec le tribromoéthanol a montré que l’isoprenaline a augmenté de manière significative la fréquence cardiaque chez les souris de type sauvage (p < 0,01) (type sauvage, 422 ± 17 bpm; isoprenaline, 503 ± 27 bpm)13. 14 Dans l’ensemble, la fréquence cardiaque est plus faible dans les mesures ECG sous anesthésie que chez ceux d’une souris consciente. Les différences entre les groupes de contrôle et de traitement médicamenteux sont bien reflétées dans les enregistrements ECG sous anesthésie et par le système qui utilise des électrodes conductrices de la taille d’une patte intégrées dans une plate-forme, chez une souris consciente, parce que des changements dans la fréquence cardiaque et l’intervalle QT sont détectés sur le traitement avec l’atropine, le carbachol, et l’isoprenaline mais pas propranolol seul10,11,12,13. En revanche, les enregistrements ECG télémétriques ne détectent que les changements de fréquence cardiaque par carbachol9.
Cette méthode ECG sous anesthésie avec tribromoéthanol note également des différences dans la fréquence cardiaque et l’intervalle QTc sur l’administration avec l’atropine, carbachol, et l’isoprenaline mais pas propranolol, impliquant sa sensibilité élevée. Ici, avec des perturbations autonomes, nous avons montré des changements dans la fréquence cardiaque et l’intervalle QTc. En outre, nous avons publié un manuscrit avec notre méthode ECG qui décrit un changement dans l’intervalle de relations publiques et un autre qui traite des changements dans la durée QRS et l’intervalle QTc, soutenant partiellement la sensibilité dans toutes les ondes PQRS15,16.
Le protocole présente de nombreux avantages comparables à la méthode non invasive qui permet l’enregistrement ECG chez une souris consciente avec des électrodes de la taille d’une patte intégrées dans une plate-forme. Cependant, la principale limitation de notre protocole est l’utilisation d’anesthésiques tels que le tribromoéthanol. Le tribromoéthanol est utilisé sur les combinaisons de kétamine et d’isoflurane, basé sur la stabilité de la fréquence cardiaque et la reproductibilité de l’échocardiographie chez les souris tribromoéthanol-anesthésiées1,5,6Bien que les enregistrements ECG chez un animal conscient sont préférés à ceux sous anesthésie, variations dans le ton sympathique et parasympathique, et la fréquence cardiaque relativement élevée font parfois des mesures chez les souris conscientes moins que idéal pour toutes les applications de l’échocardiographie6.6
Dans l’ensemble, malgré ses limites (par exemple, l’utilisation de l’anesthésie), notre méthode ECG présente de nombreux avantages : (i) il s’agit d’une procédure techniquement simple qui ne nécessite que l’insertion stable d’électrodes ECG sous la peau, (ii) a de faibles coûts expérimentaux — la dépense est principalement pour la configuration matérielle initiale; (iii) a des temps de mesure courts de moins de 20 min par souris, et peut être menée sur de jeunes souris (>15 g de poids corporel, selon notre expérience)16 et même les nouveau-nés (jours postnatals 2\u20124)17. Ainsi, les expériences de dépistage de médicaments et de divers types de souris (p. ex., génétiquement modifiés, modèles de maladies) peuvent être effectuées rapidement et sans coût élevé par souris, constituant une analyse fiable et sensible et peuvent être utilisées comme données de soutien supplémentaires au-delà des enregistrements ECG télémétromètres.
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Disclosures
Aucun conflit d’intérêts, financier ou autre, n’est déclaré par les auteurs.
Acknowledgments
Ces travaux ont été soutenus par les Programmes de recherche en sciences fondamentales gérés par la National Research Foundation of Korea (NRF) (2015R1C1A2A01052419 et 2018R1D1A1B07042484).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2,2,2-tribromoethanol | Sigma-Aldrich | T48402-25G | anesthetics, Avertin |
| Animal | Japan SLC, Inc., Shizuoka, Japan | Balb/c mice, male, aged 7-9 weeks | |
| Atropine | Sigma-Aldrich | A0123 | parasympathetic antagonist |
| BioAmp | AD Instruments, Bella Vista, Australia | ML132 | bio amplifier |
| Carbachol | Sigma-Aldrich | C4382 | parasympathetic agonist |
| Electrodes with acupuncture needles | DongBang Acupuncture Inc., Sungnam, Korea | DB106 | 0.20 x 15 mm |
| Isoprenaline | Sigma-Aldrich | I2760 | sympathetic agonist |
| LabChart 8 | AD Instruments, Bella Vista, Australia | data analysis software | |
| Mouse food | LabDiet, St. Louis, MO, USA | 5L79 | Mouse diet |
| PowerLab 2/28 | AD Instruments, Bella Vista, Australia | data acquisition system | |
| Propranolol | Sigma-Aldrich | P0884 | sympathetic antagonist |
| SPSS Statistics program | SPSS | SPSS 25.0 | statistics program |
References
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