Summary
אנו מתארים טכניקה של אינטובציה אנדוטראצ'י בארנבים שזה עתה נולדו לאחר צנתור ושט עם צינור קיבה.
Abstract
הארנב שזה עתה נולד הוא מודל שימושי לבעלי חיים עבור פתולוגיות ונהלים שונים. ניהול דרכי הנשימה של הארנב מורכב בשל המאפיינים האנטומיים שלו, וזה מסובך עוד יותר במקרה של התינוק. מבין השיטות השונות לניהול מתקדם של דרכי הנשימה, אינטובציה אנדוטראציאלית היא פחות אגרסיבית מאשר קנה הנשימה, והיא אפשרית יותר מניהול סופרגלוטי בהתחשב בהיעדר מכשירים סופרגלוטיים בגודל כה קטן. כמו הדמיה glottis ישירה קשה מאוד בבעלי חיים בגודל זה, מודל זה אינטובציה עיוורת מוצג כחלופה יעילה, במיוחד עבור ניסויים הדורשים הרדמה ממושכת. בשיטה זו, ביצענו צנרורים עיוורים עם שיעור הצלחה של 90%.
Introduction
האנטומיה המוזרה של מערכת הנשימה של הארנב הופכת את הצנרור האנדוטרצ'יאלי למורכב. חלל הפה הוא עמוק וצר עם מגוון מוגבל של פתח הפה לשון גדולה יחסית, מה שהופך הדמיה ישירה של הגרון קשה אפילו עם השימוש laryngoscope1,2. יתר על כן, אינטובציה של הארנב שזה עתה נולד, שהוא קטן פי 10-20 מהמבוגר, היא אפילו יותר הליך מאתגר. בנוסף למאפיינים אנטומיים אלה, ארנבים נוטים laryngospasm משני למניפולציה של דרכי הנשימה.
מספר טכניקות אינטובציה תוארו בספרות, כגון צנרור קנה הנשימה של הגרון, אינטובציה עיוורת, אינטובציה אוטוסקופ, אינטובציה מדרדרת, אינטובציה אנדוסקופ, קנה הנשימה ואוורור מכשיר סופרגלוטי3,4,5,6,7,8,9. כל הטכניקות הללו בוצעו בהצלחה בארנבים בוגרים; עם זאת, ישנם פרסומים מעטים לגבי ניהול דרכי הנשימה המתקדמות בארנב שזה עתה נולד10. מחקר אחד מתאר ביצוע tracheostomies בבעלי חיים בגיל זה כדי להעריך מכניקת נשימה ונפחי ריאות, אם כי זוהי טכניקה אגרסיבית ובלתי הפיכה11. שיטה זו לצנרור אנדוטראצ'י הוכיחה את עצמה כשיטה יעילה וזולה לניהול דרכי הנשימה בארנבים שזה עתה נולדו.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
הליך הצנרור המפורט להלן אושר על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים באוניברסיטת ברצלונה (CEEA 180/19)
1. הכנה ניסיונית
- השג את החומרים הבאים: צינור אנדוטראצ'אל פוליוויניל כלוריד (PVC) בקוטר 2 מ"מ, צינור האכלה פוליאוריתן צרפתי 6 (Fr), מלקחיים שטוחים ורחבים לניתוק קצה וחומר סיכה סטרילי (איור 1).
- במהלך תהליכי הצנרור והניתוח, יש לשמור על מצבים סטריליים.
2. הרדמה
- הרדמה את החיה עם 5 מ"ג / קילוגרם xylazine ו 25 מ"ג / קילוגרם קטמין להחיל יחד תוך שרירית ב vastus לרוחב של הארבע ראשי הירך. אגוניסטים אלפא-2 כגון dexmedetomidine יכול לשמש גם במקום xylazine.
- אפשר 3-5 דקות עבור התרופה להגיע לתוקף.
- יש לקרוא את אותה מנה עד להשגת הרדמה עמוקה (דוושה שלילית, רפלקסים פלפבריים וקרנית). באופן אידיאלי, הארנב ישמור על נשימה ספונטנית עד הצנרור.
3. אינטובציה אנדוטרצ'יאלית
- מניחים את הארנב על שמיכה תרמית ב 37 מעלות צלזיוס. מניחים את החיה בהשבתה הגבית עם הראש ביתר לחץ דם. יישר את הראש ישר וקו אמצע ככל האפשר. גליל של ארבעה סנטימטרים העשוי מגזה סטרילית הממוקמת באזור הגב של הצוואר עשוי לעזור להשיג לפחות 45° הרחבה (איור 2).
- השתמש במלקחיים שטוחים ורחבים כדי לפתוח את חלל הפה ברוחב של סנטימטר אחד בקירוב. השתמש מלקחיים עם קצה קהה ורחב כדי למנוע טראומה בפה.
- למדוד את המרחק בין הפה לאזור הבטן (הצלע הראשונה). הצג צינור קיבה פוליאוריתן משומן 6 צרפתית (Fr) לסימן הנמדד מראש ( איור3-4).
- להזיז את צינור ההזנה שמאלה ולתקן עם סרט דבק לשדה הכירורגי.
- הציגו את הצינור אנדוטראצ'אל PVC בקוטר 2 מ"מ, מכוסה בחומר סיכה סטרילי לסימן 3 ס"מ.
- אם יש קשיים בקידום הצינור, להזיז אותו לחלוטין לחבר מחדש עד דאייה חלקה מושגת. הסיכון לטראומה לגרון ולאפיגלוטיס הוא משמעותי עם ניסיונות אינטובציה מרובים. תקן את הצינור באמצעות סרט הדבקה לשדה הכירורגי ( איור5-6).
- חבר את הצינור endotracheal למכונות ההנשמה עם ההגדרות הבאות: נפח גאות ושפל - 10 מ"ל / קילוגרם; קצב נשימה: 40 נשימות / דקה; FiO2 100%, פיפ"א 6.
- אשר את המיקום הנכון של הצינור על ידי זיהוי של CO2 באוויר נושף (ETCO2), הדמיה ישירה של התפשטות בית החזה וערפל של הצינור. ניטור בעל החיים באמצעות אוקסימטריית דופק וניטור ריאות יכול גם להועיל (איור 7).
- בסיום הניסוי, השתמש בפרוטוקול המתת חסד סטנדרטי המורכב וריונית של פנטוברביטל 120-240 מ"ג/ק"ג. מינונים חוזרים עד להפסקת נשימה, היעדר רפלקס ואסטיסול מושגים.
הערה: בניסויים הכירורגיים, החיה חיה במהלך תהליך האוורור ולבסוף מורדמת.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
במעבדה, טכניקה זו מתבצעת על ידי צוות רפואי עם ניסיון בניסויים עם ארנבים ניו זילנד ומומחיות בניהול דרכי הנשימה בילדים. ההליך בוצע על ידי חוקר אחד מכל 10 בעלי חיים עם שיעור הצלחה עולמי של 90%. בעבר, חוקר אחר תרגל אופטימיזציה הן את המיקום של החיה ואת אורך קיבוע הצינור הנכון. אף אחד מבעלי החיים לא צנרר בוושט. ניסיון אחד בלבד (10%) נכשל בגלל הגודל הקטן ביותר של החיה(טבלה 1). לאחר אינטובציה עיוורת כבר התאמן, הצלחה מושגת בניסיון הראשון ברוב המקרים, גם אם ההליך מבוצע על ידי כוח אדם שלא הוכשר בעבר בניהול דרכי הנשימה ארנב. השגנו שיעור הצלחה של 100% בצנרור בניסיון אחד או שניים בבעלי חיים במשקל שווה או גדול מ-120 גרם.
איור 1: חומרים הדרושים לניסוי: מלקחיים לניתוק, צינור האכלה, צינור אנדוטראצ'יאלי, חומר סיכה סטרילי.
איור 2: מיקום החיה לפני הצנרור: כינון הגב ויתר לחץ דם קל.
איור 4: צינור ההזנה מוכנס לקיבה.
איור 5-6:הצינור האנדוטרצ'יאלי מוצג ב-3 ס"מ בצורה עיוורת וקבועה, יחד עם צינור ההזנה, לשדה הניתוח.
איור 6: הצינור אנדוטראצ'י קבוע צינור האכלה.
איור 7: החיה מחוברת למכונות ההנשמה.
| מספר בעלי חיים | משקל (ז) | הצלחה | ניסיונות | מוות |
| 1 | 150 | + | 1 | - |
| 2 | 125 | + | 2 | - |
| 3 | 180 | + | 1 | - |
| 4 | 210 | + | 1 | - |
| 5 | 120 | + | 2 | - |
| 6 | 140 | + | 2 | - |
| 7 | 200 | + | 1 | - |
| 8 | 190 | + | 1 | - |
| 9 | 180 | + | 1 | - |
| 10 | 110 | - | 3 | + |
| הכולל | 160.5 | 90% | 1.5 | 10% |
טבלה 1: תכונות לדוגמה של בעלי חיים וניסיונות אינטובציה אנדוטרצ'יאליים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
ארנבים נמצאים בשימוש נרחב בניסויים בבעלי חיים בשל זמינותם, שיעור רבייה גבוה עם זמנים בין דוריים קצרים, וטיפול קל2. במרכז שלנו, אנו משתמשים בארנבים ניו זילנדים בני 5-7 ימים (Oryctolagus cuniculus) כמודל יילודים כדי לחקור את ההשלכות הנוירולוגיות של ניתוח חוץ-גשמי על המוח המתפתח. כתוצאה מכך, אנו משתמשים בהליכים הדורשים הרדמה עמוקה ועלינו להשתמש בצנרור אנדוטראצ'י לפרקי זמן של עד שעה.
בארנב הבוגר תוארו מספר טכניקות לניהול דרכי הנשימה, בדרך כלל בהקשר כירורגי. כשניסינו לשער את הטכניקות האלה לערכות הארנב, התעוררו כמה בעיות. הארנבים שוקלים בין 110 ל 210 גרם ויש להם טווח פתיחת הפה המרבי של 1 ס"מ. מאפיינים אלה מקשים על הדמיה ישירה של הגרון ומסובך למצוא חומר אנדוסקופי קטן מספיק. אפשרות נוספת המתוארת בספרות היא למקם אוטוסקופ בחלל הפה ולהשתמש בו כמדריך כדי להציג את צינור PVC7. בארנבים שזה עתה נולדו, הן נוכחות הלשון והן גודלו הקטן של הפה מקשים על הדמיה ישירה של הגלוטי. בנוסף, אין מכשירים סופרגלוטיים של ממדים נאותים עבור תינוקות.
בשל הנסיבות שהוזכרו לעיל, ישנם שני מנגנונים בסיסיים כדי לאבטח את דרכי הנשימה של הארנב קטן מאוד: tracheostomy וצנרור עיוור. Tracheostomy היא גישה פולשנית כי כבר בשימוש הן ארנבים מבוגרים שזה עתהנולדו 10,12. יש לו את היתרון של הדמיה קנה הנשימה ישירה, המאפשר פרוצדורליסט לזהות את המיקום המדויק של הצינור אנדוטראצ'יאלי. עם זאת, קיים סיכון גבוה לסיבוכים מכניים וזיהום של אזור החתך, בנוסף לירידה בשיעור ההישרדות של בעלי החיים לאחר השלמת ההליכים13. אינטובציה אנדוסקופית / סיבים היא שיטה שתאפשר הדמיה ישירה ללא ניתוח5. אפשרות נוספת למניעת טראומה בגרון היא שימוש במסכת פנים צמודה, שיש לה כמה חסרונות נוספים כגון אוורור תת-אופטימלי והתפרקות קיבה.
במעבדה, אינטובציה עיוורת משמשת לניהול דרכי הנשימה של ארנב שזה עתה נולד. שיטה זו תוארה בארנב הבוגר כטכניקה אפשרית עם מדד הצלחה גבוה6. בניסויים הראשונים ניסינו לבצע טכניקה זו ללא חסימה של מערכת העיכול. התוצאה הייתה שיעור גבוה של החדרת הצינור האנדוטרצ'יאלי לוושט. עם החדרת צינור הקיבה לפני הצנרור, עם זאת, אינטובציה מוצלחת הושגה ב 90% מהמקרים. לגבי גודל הצינור האנדוטרצ'יאלי, ניסינו בתחילה להשתמש בקטטרים ורידיים היקפיים בקוטר של עד 14 מד, תוך התבוננות בקשיים הן בהחדרה (קשיחות רבה יותר) והן בהנשמה (קוטר קטן מדי וקושי להתחבר למכונות ההנשמה). מניסיוננו, השימוש בצינורות אנדוטראצ'י בקוטר פנימי של 2 מ"מ שהוכנסו לעומק של לא יותר מ-3 ס"מ היה היעיל ביותר באוורור ארנבים קטנים, המוצגים על ידי ערכי גסטומטריים נכונים ו- ETCO2. בעוד אינטובציה בארנבים בוגרים בדרך כלל דורשת יתר לחץ דם של הראש בעיקרו של דבר זווית 90 ° על פני השטח האופקיים של השולחן, הצלחנו לבצע את ההליך עם הארכת ראש קלה בלבד.
אחד המרכיבים החשובים שיש לקחת בחשבון בעת ביצוע הליך זה הוא האופי הפריך של קנה הנשימה של הארנב שזה עתה נולד. שמירה על זה הוא המוח, אנו מציגים את הצינור משומן מראש לאט ובזהירות, כדי למנוע ניקוב קנה הנשימה. אנו ממליצים לא להכניס את הצינור רחוק יותר מ 3 ס"מ, כמו זה נמצא להיות אורך אופטימלי במהלך ניסיונות תרגול, ועצירת הצנרור אם הפרוצדורליסט נתקל בהתנגדות כלשהי; במצב זה, עדיף להסיר את הצינור ולהתחיל מחדש. חווינו מקרה אחד של ניקוב קנה הנשימה בבעל החיים הקטן ביותר בקוהורטה.
המגבלה העיקרית של טכניקה זו היא הקושי בזיהוי המיקום הנכון של הצינור endotracheal פעם הציג. מניסיוננו, קידום המכשיר ללא התנגדות, זיהוי של ETCO2מתאים , ערפול הצינור והדמיה של התפשטות בית החזה במהלך האוורור, כמו גם שמירה על סימנים חיוניים הספיקו כדי לאשש את התאמת ההליך בכל המקרים. בחלק מהנבדקים הניסיוניים, גומרי גז עורקיים בוצעו במהלך האוורור והראו רמות נאותות של פחמן דו חמצני וריכוז חמצן. בנוסף, למרות ניתוח היסטופתולוגיה לא בוצע, הספרות שפורסמה בעבר תיארה פגיעה ריר קנה הנשימה בהעדר שינויים קליניים משני אינטובציה14.
לסיכום, המודל של אינטובציה בארנבים שזה עתה נולדו שתיארנו הוא טכניקה מהירה המשתמשת באספקה בסיסית ומאפשרת אוורור יעיל. אנו מאמינים כי טכניקה זו יכולה להיות משולבת החימוש של ניהול דרכי הנשימה של ארנבות יילודים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין מה לחשוף.
Acknowledgments
עבודה זו נתמכה על ידי מענקים ממכון דה סאלוד קרלוס השלישי [PFIS2017-0224], "בקה רוזה" מהמכון לרפואה של סוסיאדד אספניולה דה קוידאדוס אנטנסיבוס פדיאטריקוס ותוכנית המלומדים הרפואיים של ונדרבילט.
נותני החסות לא היו מעורבים באיסוף, ניתוח או פרשנות של הנתונים.
ברצוננו להודות לאיזבל סאלאס על העזרה הניתנת במעבדת החיות ולמר קארלס פברגה ולגברת ג'מה פרננדז-אסנסיו מצוות הטכנולוגיה האודיו-ויזואלית מבית החולים סנט ג'ואן דה דאו על תמיכתם הטכנית בהקלטת הווידאו ובהפקה.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 2 mm diameter Polyvinyl Chloride (PVC) endotracheal tube | Vygon | 520.20 | |
| 6 French polyurethane feeding tube | Vygon | 310.06 | |
| Anesthesia (Ketamine and Xylazine) | |||
| Multiparameter monitor Intellivue MP5 | Phillips | ||
| Plain and wide tip dissection forceps | LensforVision | AK005 | |
| Sterile lubricant (Silkospray) | Rush | ||
| Ventilator Servo 900c | Maquet |
References
- Gilroy, B. A. Endotracheal intubation of rabbits and rodents. Journal of the American Veterinary Medical Association. 179 (11), 1295 (1981).
- Graham, J.
- Fick, T. E., Schalm, S. W. A simple technique for endotracheal intubation in rabbits. Laboratory Animals. 21 (3), 265-266 (1987).
- Conlon, K. C., et al. Atraumatic endotracheal intubation in small rabbits. Laboratory Animal Science. 40 (2), 221-222 (1990).
- Johnson, D. H. Endoscopic intubation of exotic companion mammals. The Veterinary Clinics of North America. Exotic Animal Practice. 13 (2), 273-289 (2010).
- Falcão, S. C., et al. Technique of blind tracheal intubation in rabbits (Oryctolagus cuniculi) supported by previous maneuver of esophageal cannulization. Acta Cirurgica Brasileira. 26 (5), 352-356 (2011).
- Miura, H., et al.
- Thompson, K. L., et al. Endotracheal Intubation of Rabbits Using a Polypropylene Guide Catheter. Journal of Visualized Experiments. (129), (2017).
- Comolli, J., et al. Comparison of endoscopic endotracheal intubation and the v-gel supraglottic airway device for spontaneously ventilating New Zealand white rabbits undergoing ovariohysterectomy. Veterinary Record. , 1-8 (2020).
- Hua, S., et al. Effects of different ventilation strategies on lung injury in newborn rabbits. Pediatric Pulmonology. 47 (11), 1103-1112 (2012).
- Kitchen, M. J., et al. The role of lung inflation and sodium transport in airway liquid clearance during lung aeration in newborn rabbits. Pediatric Research. 73 (4-1), 443-449 (2012).
- Boon, M. S., et al. Tubeless tracheotomy for survival airway surgery in the leporine model. The Laryngoscope. 125 (3), 680-684 (2015).
- Dion, G. R., et al. Morbidity and mortality associated with preclinical tracheostomy models. The Laryngoscope. 128 (2), 68-71 (2018).
- Phaneuf, L. R., et al. Tracheal injury after endotracheal intubation and anesthesia in rabbits. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 45 (6), 67-72 (2006).
