Summary
Detta protokoll inducerar noninvasively hyperglykemi i zebrafisk i upp till 8 veckor. Med hjälp av detta protokoll kan en djupgående studie av de negativa effekterna av hyperglykemi göras.
Abstract
Zebrafisk (Danio rerio) är en utmärkt modell för att undersöka effekterna av kronisk hyperglykemi, ett kännetecken för typ II Diabetes Mellitus (T2DM). Detta alternativa nedsänkningsprotokoll är en icke-invasiv, stegvis metod för att inducera hyperglykemi i upp till åtta veckor. Vuxna zebrafiskar utsätts växelvis för socker (glukos) och vatten i 24 timmar vardera. Zebrafisken börjar behandlingen i en 1% glukoslösning i 2 veckor, sedan en 2% lösning i 2 veckor och slutligen en 3% lösning under de återstående 4 veckorna. Jämfört med vattenbehandlade (stress) och mannitolbehandlade (osmotiska) kontroller har glukosbehandlade zebrafiskar betydligt högre blodsockernivåer. Den glukosbehandlade zebrafisken visar blodsockernivåer på 3 gånger kontrollerna, vilket tyder på att efter både fyra och åtta veckor kan hyperglykemi uppnås. Ihållande hyperglykemi var associerad med ökad glial fibrillary acidic protein (GFAP) och ökad nukleär faktor Kappa B (NF-kB) nivåer i näthinnan och minskade fysiologiska svar, liksom kognitiva underskott tyder på att detta protokoll kan användas för att modellera sjukdom komplikationer.
Introduction
Zebrafisk (Danio rerio) blir snabbt en allmänt använd djurmodell för att studera både sjukdom och kognition1. Enkelheten i genetisk manipulation och embryonal transparens genom de tidiga utvecklingsstadierna gör dem till en huvudkandidat för att studera mänskliga sjukdomar med en känd genetisk grund. Till exempel har zebrafisk använts för att studera Holt-Oram syndrom, kardiomyopatier, glomerulocystisk njursjukdom, muskeldystrofi och diabetes mellitus (DM) bland andra sjukdomar1. Dessutom är zebrafiskmodellen idealisk på grund av artens lilla storlek, enkel underhåll och hög fecundity2,3.
Zebrafisk bukspottkörteln är både anatomiskt och funktionellt lik däggdjur bukspottkörteln4. Således gör de unika egenskaperna hos storlek, hög fecundity och liknande endokrina strukturer zebrafisk en lämplig kandidat för att studera DM-relaterade komplikationer. I zebrafisk finns det två experimentella metoder som används för att inducera den långvariga hyperglykemin som är karakteristisk för DM: en tillströmning av glukos (modellering typ 2) och upphörande av insulinsekretion (modellering typ 1)5,6. Experimentellt, för att stoppa insulinutsöndring, kan bukspottskörtelceller β kemiskt förstöras med antingen Streptozotocin (STZ) eller Alloxan injektioner. STZ har använts framgångsrikt hos gnagare och zebrafisk, vilket resulterar i komplikationer i samband med retinopati7,8,9,kognitiva funktionsnedsättningar10, och lemregenerering11. I zebrafisk regenereras β efter behandling, vilket gör att "boosterinjektioner" av STZ är nödvändiga för att upprätthålla diabetesförhållanden12. Alternativt kan zebrafiskens bukspottkörtel avlägsnas6. Dessa är båda mycket invasiva förfaranden, på grund av flera injektioner, och omfattande återhämtningstid.
Omvänt kan hyperglykemi induceras noninvasively genom exponering för exogen glukos. I detta protokoll är fisken nedsänkt i en högkoncentrerad glukoslösning i 24 timmar5,13 eller kontinuerligt i 2 veckor14,15,16. Exogen glukos tas upp transdermally, genom intag och/eller över gälarna vilket resulterar i förhöjda blodsockernivåer. Eftersom denna icke-invasiva teknik inte direkt manipulerar insulinnivåerna kan den inte göra anspråk på att inducera typ 2 DM. Det kan dock användas för att undersöka komplikationer framkallade av hyperglykemi, som är ett av de viktigaste symptomen på typ 2 DM.
Nyligen utvecklades zebrafiskmutant pdx1-/- genom att manipulera bukspottskörteln och duodenal homeobox 1 genen, en gen kopplad till den genetiska orsaken till typ 2 DM hos människor. Med hjälp av denna mutant har forskare kunnat replikera bukspottskörtelutvecklingsstörning, högt blodsocker och studera hyperglykemi-inducerad diabetesretinopati17,18.
I detta dokument beskriver vi en noninvasive hyperglykemi induktionsmetod som använder ett alternerande nedsänkning protokoll. Detta protokoll upprätthåller hyperglykemiska villkor i upp till 8 veckor med efterföljande komplikationer observeras. I korthet placeras vuxna zebrafiskar i en sockerlösning i 24 timmar och sedan en vattenlösning i 24 timmar. I motsats till kontinuerlig nedsänkning i externa glukoslösningar efterliknar alternerande dagar mellan socker och vatten ökningen och minskningen av blodsocker vid diabetes. Ett alternerande glukosprotokoll gör det dessutom möjligt att inducera hyperglykemi under längre tidsperioder, eftersom zebrafisken inte kan kompensera för de höga yttre glukosförhållandena. Som bevis på princip tillhandahåller vi data som visar att hyperglykemi inducerad med detta protokoll förändrar näthinnekemi och fysiologi.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla procedurer godkändes av Institutional Animal Care and Use Committee vid American University.
1. Förbereda lösningstankarna
- Få sex tankar, två för varje experimentell grupp (glukos, mannitol och vatten). Märk en av de två tankarna "hustank" (den kommer att hysa fisken) och märk den andra "lösningstanken" (den håller lösningen).
OBS: Behandlingsgruppen mannitol är den osmotiska kontrollen, och vattenbehandlingsgruppen är en hanterings-/stresskontroll. Det är viktigt att hålla tankarna, flygbolagen/flygstenarna, locken och rengöringsmaterialen åtskilda för varje behandlingsgrupp - Använd en 2 L-tank om det totala antalet fiskar som används är mindre än 20. Använd en 4 L tank om det totala antalet fiskar som används är mer än 20.
OBS: Använd ett N på 5-10 per behandlingsgrupp per provtagningstidpunkt. - Förvara tankarna i ett vattenbad vid 28-29 °C för att bibehålla vattentemperaturen.
- På dag 1, placera fisken i sina respektive behandlingslösningar (glukos, mannitol, vatten) i 24 timmar ("Vatten till behandling"). På dag 2 överför du fisken från deras reningslösningar till vatten i 24 timmar ("Behandling till vatten"). På dag 3 överför du fisken från vatten till reningslösningar ("Vatten till behandling"). Denna alternerande exponering fortsätter under återstoden av försöket (figur 1). Överför vattenbehandlad kontrollfisk från vatten till vatten dagligen.
- Se till att fisken matas och överförs inom samma 2-timmarsfönster varje dag under hela experimentets varaktighet.
2. Förbereda fisken
- Använd vuxna zebrafisk (4 månader – 1 år)5.
- Mata fisken marken Tetramin flingor dagligen vid ankomsten till labbet.
- Registrera pH och temperaturen på alla tankar och registrera fiskens allmänna tillstånd.
3. Överföring av fisk
- Överför fisk i varje behandlingsgrupp från bostadstanken till motsvarande lösningstank med hjälp av ett vanligt fisknät.
- Placera tanken som innehåller fisken tillbaka i vattenbadet, byt ut luftstenen och tanklocket. Denna tank är nu "hustanken" och tanken som tidigare höll fisken är nu "lösningstanken".
- Kassera den gamla lösningen och rengör tanken, tillsammans med tanklocken, flygbolagen, airstones och näten för att förhindra uppbyggnad av glukos och mannitol.
OBS: Tvätta inte föremål med tvål. Använd vatten och en dedikerad skrubbborste/svamp för varje behandlingstillstånd för att rengöra tankarna ordentligt. - Torka de nyrengjorda "lösningstankarna" med en pappershandduk. Förbered lösningarna för nästa dag med denna tank. Se till att de andra föremålen torkas och separeras av lämpliga behandlingsgrupper.
OBS: Håll en logg över vilka lösningar fisken överförs från och till varje dag, samt de lösningar som är förberedda för nästa dag. Till exempel: Fisk överförd från glukos till H2O, ny 1% glukoslösning förberedd för morgondagen.
4. Förberedelse av lösning efter överföring
- Förbereda sockerlösningar
- Fyll varje lösningstank med 2 L (eller 4 L) systemvatten (systemvatten definieras som vatten som har behandlats med rätt förhållande mellan saltlösning och är vid samma temperatur som lager- och reningstankar).
- Mät rätt mängd glukos och mannitol (se steg 5 nedan) med hjälp av en toppbelastningsskala och separata vägningsbåtar för varje kemikalie.
- Tillsätt den vägda glukosen eller mannitol alikvoten till lämplig, rengjord lösningstank, som endast innehåller systemvatten.
- Rör om glukos- och mannitollösningarna med separata omrörningsstavar i glas tills sockret är helt upplöst.
- Returnera lösningstankarna till vattenbadet och täck med motsvarande lock.
- Förbereda vattenlösningar
- Fyll experimentella tankar (2 L eller 4 L) med systemvatten.
- Sätt tillbaka dessa "lösningstankar" i vattenbadet och täck med motsvarande lock.
5. Ändra procentsatser
- Håll fisken i en 1% lösning under de första 2 veckorna av behandlingen: 40 g glukos eller mannitol i en 4 L-tank.
- Håll fisken i en 2% lösning under vecka 3 och 4 av behandlingen: 80 g glukos eller mannitol i en 4 L-tank.
- Håll fisken i en 3% lösning under de sista 4 veckornas behandling: 120 g glukos eller mannitol i en 4 L-tank.
6. Mäta blodsockernivåer och samla vävnad
- Söv fisk 2 åt gången i en 0,02% Tricaine-lösning.
- Halshugg fisken direkt bakom gälarna med hjälp av en rakblad.
- Mät blodsockervärdet.
OBS: Vi använder en blodsockermätare (t.ex. Freestyle Lite) för att mäta blodglukos och placera testremsan direkt på det exponerade hjärtat (hjärtblodprov). - Dissekera den önskade vävnaden från fisken (hjärna, muskler etc.).
- Förvara uppsamlad vävnad genom att blixtfrysa på torris och förvara i en frys med -80 °C, fixera i 4 % paraformaldehyd eller placera i en buffertlösning för omedelbar användning.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med hjälp av detta protokoll (figur 1) förhöjs blodsockervärdena avsevärt efter både 4 veckors och 8 veckors behandling (figur 2A), med hyperglykemi definierad som 3x kontrollgenomsnitten från både vattenbehandlade och mannitolbehandlade grupper. Vattenbehandlade kontroller överförs in och ut ur vatten dagligen, vilket ger en stress- / hanteringskontroll. Mannitol fungerar som en osmotisk kontroll i in vitro glukosstudier19,20, eftersom det är ett 6-kolsocker som glukos men inte tas upp av celler. För att vara konsekventa med dessa studier, och andra studier på zebrafisk21,administrerade vi mannitol i samma koncentrationer som glukos för att avgöra om observerade effekter berodde på den höga osmolariteten till följd av glukosexponering eller en glukosspecifik effekt.
Blodsocker mäts genom att bedöva fisken med 0,02% Trikain tills gillrörelserna har saktat ner och sedan halshuggs. Blodsockernivåerna, mätta med en blodsockermätare (figur 2B), bestäms från att placera glukametertestremsan direkt på det punkterade hjärtat (dvs. hjärtblod).
Näthinnevävnad som samlats in efter 4 veckors hyperglykemi visar en ökning av nivåerna av gliafibrillary acidic protein (GFAP)(figur 3A). GFAP uttryck observeras i Muller gliaceller i näthinnan, som ändras i diabetiker retinopati22,23. Ökad GFAP-halt och/eller immunreaktivitetsmönster observeras också hos STZ-inducerade diabetesråttor24,25,26,27,28, pdx1-/- mutant fisk17, och i näthinne från diabetiker människor29. Denna ökning av GFAP är förknippad med en ökning av kärnfaktorn Kappa B (NF-kB) nivåer (Figur 3B)30, vilket tyder på hyperglykemi inducerad i zebrafisk med hjälp av det alternativa nedsänkningsprotokollet utlöser ett inflammatoriskt svar och reaktiv gliosis. ERG-inspelningar efter 4 veckors behandling identifierade ett minskat svar i glukosbehandlade näthinner jämfört med mannitolbehandlade kontroller (figur 4A). Amplituder av komponenterna både a-wave (photoreceptor) och b-wave (bipolära celler) minskas i hyperglykemisk fisk (figur 4B). Dessa ändrade ERG-svar är korrelerade med specifika förändringar i röda och/eller gröna koner30,21, som verkar särskilt känsliga för hyperglykemisk förolämpning. Förändrade ERG-svar observeras också i djurmodeller av diabetes31,32,33,34,35 och diabetiker människor. Glukosbehandlade zebrafiskar visar också minskad kognitiv prestanda (se Rowe et al., 2020, i detta nummer), vilket tyder på långvarig hyperglykemi leder också till kognitiva funktionsunderskott som också rapporteras hos äldre diabetespatienter.
Figur 1: Schematiskt för det alternativa nedsänkningsprotokollet. Detta är en visuell representation av överföringsprocessen. Fisk hålls i 1% lösning i 2 veckor, 2% lösning i 2 veckor och sedan 3% lösning under de återstående 4 veckorna. Varje dag överförs fisk till antingen socker eller vattenlösning. Kontrollbehandlingarna överför fisk in och ut ur vatten (0% glukos - hanteringskontroll) var 24: e timme eller in i och ut ur mannitol (osmotisk kontroll), med mannitolkoncentrationer som är parallella med de som används för glukos. Vi har mätt blodsockernivåerna, utfört experiment och samlat in vävnad efter 4 och 8 veckors behandling (boxad). Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 2: Blodsockernivåerna höjs efter 4 och 8 veckors behandling. a)Den glukosbehandlade fisken har mer än 3x mängden blodsocker jämfört med vatten- och mannitolbehandlad kontrollfisk, en signifikant ökning (p = 0, 029 vid 4 veckor; p < 0, 001 vid 8 veckor). Detta innebär att efter både 4- och 8 veckor var zebrafisken som behandlats med glukos hyperglykemiska. Data samlades in från n = 5 mannitolbehandlade fiskar, n = 8 glukosbehandlade fiskar och n = 3 vattenkontrollfiskar vid 4 veckor; n = 5 mannitolbehandlade fiskar, n = 10 glukosbehandlade fiskar och n = 7 vattenbehandlade fiskar vid 8 veckor. (B) En visuell representation av en zebrafisk och Freestyle Lite blodsockermätare som vi använder för att mäta blodsockernivåerna. Blodsockernivåerna mäts från ett hjärtblodprov efter att fisken bedövats i en 0,02% trikainlösning och halshuggits. Värden är genomsnittliga ± SE. Asterisks betecknar signifikanta skillnader där * = p < 0,05; = p < 0,001. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 3: GFAP-nivåerna ökar i glukosbehandlad zebrafisk. Glukosbehandlade zebrafiskar har ökat halterna av (A) glialt fibrillärt surt protein (GFAP; 1:1000) och (B) Rel-A (NfK-B; 1:1000) enligt densitometrianalys av västerländska uppblåsthet. β -aktin (1:1000) fungerade som lastkontroll. Ökningen av Rel-A-nivåerna var betydande (p < 0,003, asterisker). W = vattenbehandlad kontroll, G = glukosbehandlad, M = mannitolbehandlad. W2, G2, M2 replikeras för W, G och M. Detta tyder på att det finns förolämpning mot näthinnan i hyperglykemisk zebrafisk som orsakar reaktiv gliosis. (Ändrad från figur 7, Tanvir et al., 201830, publicerad ursprungligen enligt villkoren i en CC-BY-licens). Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Figur 4: ERG-svaret reduceras i glukosbehandlad fisk. A)Representativa ERG-spår från glukosbehandlade (röda), mannitolbehandlade (gröna) och vattenbehandlade (svarta) zebrafiskhinnan framkallade med en stimulans på 570nm på en röd anpassningsbakgrund. Glutamatreceptorblockeraren CNQX (50μM) var närvarande i badlösningen för att isolera fotoreceptor och ON bipolära cellsvar. Enheter: y-axel = μV, x-axel = tid. Den kvadratiska vågpulsen återspeglar ljuspulsens varaktighet. B)Kvantifiering av förändringar i svarsförstärkningar. Medelvärdet normaliserade svarsamlituder för fotoreceptor a-vågor (a1 amplitud, höger), mätt som toppen nedåtriktad avböjning i början av den kvadratiska ljuspulsen och bipolära cell b-vågor (b2 amplitud, vänster), mätt från tråg till topp under ljuspulsen. Båda värdena sänktes signifikant i glukos- kontra mannitolbehandlade vävnader (p < 0, 001 för a1; p < 0, 0001 för b2; n = 14 ögon per behandling). Värden normaliserades till den vattenbehandlade kontrollen. Detta överensstämmer med andra diabetiker djurmodeller (såsom gnagare) och hos människor med diabetes. (Hämtad från figur 4, Tanvir et al. 201830, som ursprungligen publicerades enligt villkoren i en CC-BY-licens). Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Diabetes är ett rikstäckande problem. Studier visar att år 2030 kommer uppskattningsvis 400 miljoner människor att ha någon form av diabetes. I gnagaremodeller studeras typ 2 DM med hjälp av genetisk manipulation. Hos råttor ger Zucker diabetiker feta råttor (ZDF) och Otsuka Long-Evans Tokushima feta råttor (OLETF), mer information om effekterna av typ 2 DM10. Dessutom har fettrik kost använts hos gnagare för att inducera hyperglykemi. Detta återspeglar det icke-invasiva förfarande som föreslås i detta dokument. Med hjälp av vårt icke-invasiva protokoll kan vi inducera hyperglykemi i upp till 8 veckor, vilket simulerar långvarig hyperglykemi hos annars friska zebrafiskar.
När blodsockret har uppmätts kan vävnad (näthinna och hjärna) samlas in för efterföljande analys. Fysiologiska skillnader, såsom elektroretinogram (ERG) inspelningar, kan mätas direkt från näthinnanögonkoppar 21,30. Beteendemässiga svar (dvs optomotoriska svar eller kognitiva skillnader (Rowe et al., 2020) kan bedömas före blodsockermätning. För western blot-bestämning av proteinnivåer placeras vävnad i RIPA-buffert eller blixtfryst och lagras vid -80 °C. På grund av skillnader i storlek/proteinhalt kan flera näthinnor behöva poolas före analys. För immunocytokemi fixeras vävnad i en 4% paraformaldehydlösning i 24 timmar och jämviktas sedan i en 30% sackaroslösning före tills den fryst sektionering (20 μm).
För att optimera resultaten, väg noggrant ut både mannitol och glukos och se till att lösningarna är ordentligt blandade. Det är också mycket viktigt att hålla ett aktivt schema över överföringsdagarna, för att se till att socker och vatten växar dagligen och vid samma tid på dagen. Se dessutom till att noggrant mäta ut vattnet eftersom för lite eller för mycket kan ändra koncentrationen av lösningen. Slutligen, övervaka noggrant pH och temperaturen på lösningarna, eftersom överföring av fisk till extrema lösningar kan chocka fisken och orsaka dödlighet. Det har inte funnits några bevis för att långvarig glukosexponering eller höga glukoskoncentrationer, när de exponeras gradvis, har toxiska effekter på zebrafisk. Om protokollet följs korrekt bör inga främmande dödsfall av zebrafisken förväntas.
Även om detta är en beprövad metod för att inducera hyperglykemi, är en begränsning av detta protokoll att man inte kan fastställa att fisken är hyperglykemisk förrän efter att de har offrats. En annan begränsning är att vi inte bedömer bukspottkörteln eller insulinnivåerna och därför kan vi inte hävda att vi inducerar typ 2-diabetes, bara att vi inducerar hyperglykemi. Men det är också detta som gör detta förfarande bättre än konkurrerande metoder: det är icke-invasivt. Vi har observerat komplikationer av långvarig hyperglykemi framkallas av detta protokoll som rapporteras i gnagare modeller och diabetiker individer. I framtiden är det möjligt att vi kan använda detta förfarande för att titta på terapeutiska tekniker som hjälper till att lindra symtom på DM, såsom retinopati.
Sammanfattningsvis är detta icke-invasiva alternerande nedsänkningsprotokoll ett effektivt sätt att inducera hyperglykemi i upp till 8 veckor. Denna metod är ett kraftfullt verktyg som gör det möjligt att undersöka komplikationerna av kronisk hyperglykemi och efterföljande bestämning av terapeutiska behandlingar. Det ger också möjlighet att jämföra biomedicinska forskningsresultat mellan modellorganismer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna förklarar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Vi vill uppmärksamma VPC, CJR och MCP för utvecklingen av detta protokoll. EMM fick ekonomiskt stöd från American University College of Arts and Sciences Graduate Student Support för att genomföra denna forskning. Detta arbete stöddes också av en American University Faculty Mellon Award och finansiering genom American University College of Arts and Sciences (båda till VPC).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Airline Tubing | petsmart | 5291863 | This can be used in the tank to circulate air |
| Airpump | petsmart | 5094984 | This can be used in the tank to circulate air |
| Airstones | petsmart | 5149683 | This can be used in the tank to circulate air |
| D-glucose | Sigma | G8270-5KG | |
| D-mannitol | Acros Organics | AC125340050 | |
| Freestyle Lite Meter | Amazon | B01LMOMLTU | |
| Freestyle Lite Strips | Amazon | B074ZN3H2Z | |
| Net | petsmart | 5175115 | |
| Tanks | Amazon | B0002APZO4 |
References
- Rubinstein, A. L. Zebrafish: from disease modeling to drug discovery. Current Opinion in Drug Discovery and Development. 6 (2), 218-223 (2003).
- Gerlai, R. Associative learning in zebrafish (Danio rerio). Methods in Cell Biology. 101, 249-270 (2011).
- Goldsmith, J. R., Jobin, C. Think small: zebrafish as a model system of human pathology. BioMed Research International. , (2012).
- Moss, J. B., et al.
- Connaughton, V. P., Baker, C., Fonde, L., Gerardi, E., Slack, C. Alternate immersion in an external glucose solution differentially affects blood sugar values in older versus younger zebrafish adults. Zebrafish. 13 (2), 87-94 (2016).
- Etuk, E. U. Animal models for studying diabetes mellitus. Agriculture and Biology Journal of North America. 1 (2), 130-134 (2010).
- Agardh, E., Bruun, A., Agardh, C. D. Retinal glial cell immunoreactivity and neuronal cell changes in rats with STZ-induced diabetes. Current Eye Research. 23 (4), 276-284 (2001).
- Carmo, A., Cunha-Vaz, J. G., Carvalho, A. P., Lopes, M. C. Nitric oxide synthase activity in retinas from non-insulin-dependent diabetic Goto-Kakizaki rats: correlation with blood-retinal barrier permeability. Nitric Oxide. 4 (6), 590-596 (2000).
- Ramsey, D. J., Ripps, H., Qian, H. An electrophysiological study of retinal function in the diabetic female rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (11), 5116-5124 (2006).
- Biessels, G. J., Gispen, W. H. The impact of diabetes on cognition: what can be learned from rodent models. Neurobiology of Aging. 26 (1), 36-41 (2005).
- Intine, R. V., Olsen, A. S., Sarras, M. P. A zebrafish model of diabetes mellitus and metabolic memory. Journal of Visualized Experiments. (72), e50232 (2013).
- Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of zebrafish as a disease model provides a unique window for understanding the molecular basis of diabetic metabolic memory. Research on Diabetes. , iConcept Press Ltd. Hong Kong. (2013).
- Gleeson, M., Connaughton, V., Arneson, L. S. Induction of hyperglycaemia in zebrafish (Danio rerio) leads to morphological changes in the retina. Acta Diabetologica. 44 (3), 157-163 (2007).
- Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia induces memory impairment linked to increased acetylcholinesterase activity in zebrafish (Danio rerio). Behavioural Brain Research. 274, 319-325 (2014).
- Capiotti, K. M., et al. Persistent impaired glucose metabolism in a zebrafish hyperglycemia model. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 171, 58-65 (2014).
- Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia alters E-NTPDases, ecto-5'-nucleotidase, and ectosolic and cytosolic adenosine deaminase activities and expression from encephala of adult zebrafish (Danio rerio). Purinergic Signaling. 12 (2), 211-220 (2016).
- Ali, Z., et al. Photoreceptor Degeneration Accompanies Vascular Changes in a Zebrafish Model of Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 61 (2), 43 (2020).
- Wiggenhauser, L. M., et al. Activation of Retinal Angiogenesis in Hyperglycemic pdx1-/- Mutants. Diabetes. 69 (5), 1020-1031 (2020).
- Chen, X. L., et al. Involvement of HMGB1 mediated signalling pathway in diabetic retinopathy: evidence from type 2 diabetic rats and ARPE-19 cells under diabetic condition. Journal of Ophthalmology. 97, 1598-1603 (2013).
- Costa, E., et al. Effects of light exposure, pH, osmolarity, and solvent on the retinal pigment epithelial toxicity of vital dyes. American Journal of Ophthalmology. 155, 705-712 (2013).
- Alvarez, Y., et al. Predominant cone photoreceptor dysfunction in a hyperglycemic model of non-proliferative diabetic retinopathy. Disease Models and Mechanisms. 3, 236-245 (2010).
- Fletcher, E. L., Phipps, J. A., Wilkinson-Berka, J. L. Dysfunction of retinal neurons and glia during diabetes. Clinical and Experimental Optometry. 88, 132-145 (2005).
- Fletcher, E. L., Phipps, J. A., Ward, M. M., Puthussery, T., Wilkinson-Berka, J. L. Neuronal and glial abnormality as predictors of progression of diabetic retinopathy. Current Pharmaceutical Design. 13, 2699-2712 (2007).
- Agardh, E., Bruun, A., Agardh, C. D. Retinal glial cell immunoreactivity and neuronal cell changes in rats with STZ- induced diabetes. Current Eye Research. 23, 276-284 (2001).
- Barber, A. J., Antonetti, D. A., Gardner, T. W., Group, T. P. S. R. R. Altered expression of retinal occludin and glial fibrillary acidic protein in experimental diabetes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41, 3561-3568 (2000).
- Lieth, E., et al. Glial reactivity and impaired glutamate metabolism in short-term experimental diabetic retinopathy. Diabetes. 47, 815-820 (1998).
- Rungger-Brandle, E., Dosso, A. A., Leuenberger, P. M. Glial reactivity, an early feature of diabetic retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41, 1971-1980 (2000).
- Zeng, X. X., Ng, Y. K., Ling, E. A. Neuronal and microglial response in the retina of streptozotocin-induced diabetic rats. Visual Neuroscience. 17, 463-471 (2000).
- Mizutani, M., Gerhardinger, C., Lorenzi, M. Muller cell changes in human diabetic retinopathy. Diabetes. 47, 445-449 (1998).
- Tanvir, Z., Nelson, R., DeCicco-Skinner, K., Connaughton, V. P. One month of hyperglycemia alters spectral responses of the zebrafish photopic electroretinogram. Disease Models and Mechanisms. 11, (2018).
- Hancock, H. A., Kraft, T. W. Oscillatory potential analysis and ERGs of normal and diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45, 1002-1008 (2004).
- Layton, C. J., Safa, R., Osborne, N. N. Oscillatory potentials and the b-wave: partial masking and interdependence in dark adaptation and diabetes in the rat. Graefe's Archives for Clinical and Experimental Ophthalmology. 245, 1335-1345 (2007).
- Li, Q., Zemel, E., Miller, B., Perlman, I. Early retinal damage in experimental diabetes: electroretinographical and morphological observations. Experimental Eye Research. 74, 615-625 (2002).
- Kohzaki, K., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Early inner retinal dysfunction in streptozotocin-induced diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49, 3595-3604 (2008).
- Phipps, J. A., Yee, P., Fletcher, E. L., Vingrys, A. J. Rod photoreceptor dysfunction in diabetes: activation, deactivation, and dark adaptation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47, 3187-3194 (2006).
