Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Neuroscience
Click here for the English version

Neuroscience

Alternativ nedsænkning i glukose til at producere langvarig hyperglykæmi hos zebrafisk

Published: May 5, 2021 doi: 10.3791/61935
Automatic Translation
1, 1,2, 1,3, 1
1Department of Biology, American University, 2Center for Behavioral Neuroscience, American University, 3Department of Chemistry, American University

Summary

Denne protokol fremkalder ikke-invasivt hyperglykæmi hos zebrafisk i op til 8 uger. Ved hjælp af denne protokol kan der foretages en dybdegående undersøgelse af de negative virkninger af hyperglykæmi.

Abstract

Zebrafisk (Danio rerio) er en fremragende model til at undersøge virkningerne af kronisk hyperglykæmi, et kendetegn for type II Diabetes Mellitus (T2DM). Denne alternative nedsænkningsprotokol er en ikke-invasiv, trinvis metode til at fremkalde hyperglykæmi i op til otte uger. Voksne zebrafisk udsættes skiftevis for sukker (glukose) og vand i 24 timer hver. Zebrafisken begynder behandling i en 1% glukoseopløsning i 2 uger, derefter en 2% opløsning i 2 uger og endelig en 3% opløsning i de resterende 4 uger. Sammenlignet med vandbehandlede (stress) og mannitolbehandlede (osmotiske) kontroller har glukosebehandlede zebrafisk betydeligt højere blodsukkerniveauer. Den glukosebehandlede zebrafisk viser blodsukkerniveauer på 3 gange så høje som kontroller, hvilket tyder på, at der efter både fire og otte uger kan opnås hyperglykæmi. Vedvarende hyperglykæmi var forbundet med øget Glial Fibrillary Acidic Protein (GFAP) og øget nuklear faktor Kappa B (NF-kB) niveauer i nethinden og nedsat fysiologiske reaktioner, samt kognitive underskud tyder på denne protokol kan bruges til at modellere sygdom komplikationer.

Introduction

Zebrafisk (Danio rerio) er hurtigt ved at blive en udbredt dyremodel til at studere både sygdom og kognition1. Den lette genmanipulation og embryonale gennemsigtighed gennem de tidlige udviklingsstadier gør dem til en oplagt kandidat til at studere menneskelige sygdomme med et kendt genetisk grundlag. For eksempel har zebrafisk været brugt til at studere Holt-Oram syndrom, kardiomyopatier, glomerulocystic nyresygdom, muskeldystrofi, og diabetes mellitus (DM) blandt andre sygdomme1. Derudover er zebrafiskmodellen ideel på grund af artens lille størrelse, let vedligeholdelse og høj fecundity2,3.

Zebrafisk bugspytkirtlen er både anatomisk og funktionelt ligner pattedyr bugspytkirtel4. Således gør de unikke egenskaber ved størrelse, høj fecundity og lignende endokrine strukturer zebrafisk til en egnet kandidat til at studere DM-relaterede komplikationer. I zebrafisk er der to eksperimentelle metoder, der bruges til at fremkalde den langvarige hyperglykæmi, der er karakteristisk for DM: en tilstrømning af glukose (modellering type 2) og ophør af insulinsekretion (modellering type 1)5,6. Eksperimentelt, for at stoppe insulin sekretion, pancreas β-celler kan kemisk ødelægges ved hjælp af enten Streptozotocin (STZ) eller Alloxan injektioner. STZ er blevet brugt med succes i gnavere og zebrafisk, hvilket resulterer i komplikationer forbundet med retinopati7,8,9, kognitive svækkelser10og lemmer regenerering11. Men i zebrafisk regenererer β celler efter behandling, hvilket forårsager ,at "booster injektioner" af STZ er nødvendige for at opretholde diabetiske tilstande12. Alternativt kan bugspytkirtlen af zebrafisk fjernes6. Disse er begge meget invasive procedurer, på grund af de mange injektioner, og omfattende restitutionstid.

Omvendt kan hyperglykæmi induceres noninvasively gennem eksponering for eksogen glukose. I denne protokol nedsænkes fisk i en stærkt koncentreret glukoseopløsning i 24 timer5,13 eller kontinuerligt i 2 uger14,15,16. Eksogen glukose tages op transdermally, ved indtagelse, og / eller på tværs af gællerne resulterer i forhøjet blodsukker. Da denne ikke-invasive teknik ikke direkte manipulerer insulinniveauer, kan den ikke hævde at fremkalde type 2 DM. Det kan dog bruges til at undersøge komplikationer forårsaget af hyperglykæmi, som er et af de vigtigste symptomer på type 2 DM.

For nylig blev zebrafisk mutant pdx1-/- udviklet ved at manipulere bugspytkirtlen og duodenal homeobox 1-genet, et gen knyttet til den genetiske årsag til type 2 DM hos mennesker. Ved hjælp af denne mutant, forskere har været i stand til at kopiere bugspytkirtel udvikling forstyrrelser, højt blodsukker, og undersøgelse hyperglykæmi-induceret diabetisk retinopati17,18.

I dette papir beskriver vi en ikke-invasiv hyperglykæmiinduktionsmetode, der bruger en skiftende nedsænkningsprotokol. Denne protokol opretholder hyperglykæmiske tilstande i op til 8 uger med efterfølgende observerede komplikationer. Kort sagt placeres voksne zebrafisk i en sukkeropløsning i 24 timer og derefter en vandopløsning i 24 timer. I modsætning til kontinuerlig nedsænkning i eksterne glukoseopløsninger efterligner vekslende dage mellem sukker og vand stigningen og faldet af blodsukker i diabetes. En vekslende glukoseprotokol gør det desuden muligt at inducere hyperglykæmi i længere tid, da zebrafisken ikke er så i stand til at kompensere for de høje eksterne glukoseforhold. Som bevis for princippet leverer vi data, der viser, at hyperglykæmi induceret ved hjælp af denne protokol ændrer nethindekemi og fysiologi.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

Alle procedurer blev godkendt af Institutional Animal Care and Use Committee på American University.

1. Forberedelse af løsningstankene

  1. Få seks tanke, to for hver eksperimentel gruppe (glukose, mannitol og vand). Mærke en af de to tanke 'boliger tank' (det vil huse fisk) og mærke den anden 'opløsning tank' (det vil holde opløsningen).
    BEMÆRK: Mannitolbehandlingsgruppen er den osmotiske kontrol, og vandbehandlingsgruppen er en håndterings-/stresskontrol. Det er vigtigt at holde tanke, flyselskaber/airstones, låg og rengøringsmateriel adskilt for hver behandlingsgruppe
  2. Brug en 2 L-tank, hvis det samlede antal anvendte fisk er mindre end 20. Brug en 4 L tank, hvis det samlede antal fisk, der anvendes, er mere end 20.
    BEMÆRK: Brug et N på 5-10 pr. behandlingsgruppe pr. prøvetidspunkt.
  3. Hold tankene i et vandbad ved 28-29 °C for at opretholde vandtemperaturen.
  4. På dag 1 anbringes fisken i deres respektive behandlingsopløsninger (glukose, mannitol, vand) i 24 timer ('Vand til behandling'). På dag 2 overføres fisken fra deres behandlingsopløsninger til vand i 24 timer ('Behandling til vand'). På dag 3 overføres fisken fra vand til behandlingsopløsninger (»Vand til behandling«). Denne vekslende eksponering fortsætter i resten af eksperimentet (figur 1). Overfør vandbehandlede kontrolfisk fra vand til vand dagligt.
  5. Sørg for, at fisken fodres og overføres inden for samme 2-timers vindue hver dag i hele forsøgets varighed.

2. Forberedelse af fisken

  1. Brug voksne zebrafisk (4 måneder – 1 år)5.
  2. Foder fiskepladsen Tetramin flager dagligt ved ankomsten til laboratoriet.
  3. Registrer pH og temperaturen på alle tanke og registrere fiskens generelle tilstand.

3. Overførsel af fisk

  1. Der overføres fisk i hver behandlingsgruppe fra staldtanken til den tilsvarende opløsningstank ved hjælp af et standard fiskenet.
  2. Placer tanken, der indeholder fisken tilbage i vandbadet, udskift luftsten og tank låg. Denne tank er nu 'boligtanken', og tanken, der tidligere holdt fisken, er nu 'løsningstanken'.
  3. Kassér den gamle opløsning og rengør tanken sammen med tanklåg, flyselskaber, luftsten og net for at forhindre ophobning af glukose og mannitol.
    BEMÆRK: Vask ikke genstande med sæbe. Brug vand og en dedikeret krat børste / svamp for hver behandling tilstand til korrekt rengøring af tanke.
  4. Tør de nyrensede 'opløsningstanke' med et køkkenrulle. Forbered løsningerne til den følgende dag ved hjælp af denne tank. Sørg for, at de øvrige elementer tørres og adskilles af passende behandlingsgrupper.
    BEMÆRK: Hold en log over, hvilke løsninger fiskene overføres ud af og ind i hver dag, samt de løsninger, der er forberedt til den følgende dag. For eksempel: Fisk overført fra glukose til H2O, ny 1% glukoseopløsning forberedt til i morgen.

4. Forberedelse af opløsning efter overførsel

  1. Forberedelse af sukkeropløsninger
    1. Fyld hver opløsningstank med 2 L (eller 4 L) systemvand (systemvand defineres som vand, der er behandlet med det korrekte forhold mellem saltopløsning og er ved samme temperatur som lager- og behandlingstanke).
    2. Den korrekte mængde glucose og mannitol måles (se trin 5 nedenfor) ved hjælp af en topbelastningsskala og separate vejebåde for hvert kemikalie.
    3. Tilsæt den vejede glukose eller mannitol aliquot til den relevante, rensede opløsningstank, som kun indeholder systemvand.
    4. Rør glukose- og mannitolopløsningerne med separate glasrørstænger, indtil sukkeret er helt opløst.
    5. Retur opløsningstanke til vandbadet og dæk med deres tilsvarende låg.
  2. Klargøring af vandløsninger
    1. Fyld eksperimentelle tanke (2 L eller 4 L) med System Water.
    2. Sæt disse »opløsningstanke« tilbage i vandbadet, og dæk dem med de tilsvarende låg.

5. Ændring af procenter

  1. Vedligehold fisken i en 1% opløsning i løbet af de første 2 uger af behandlingen: 40 g glukose eller mannitol i en 4 L tank.
  2. Vedligehold fisken i en 2% opløsning i uge 3 og 4 af behandlingen: 80 g glukose eller mannitol i en 4 L tank.
  3. Vedligehold fisken i en 3% opløsning i de sidste 4 ugers behandling: 120 g glukose eller mannitol i en 4 L tank.

6. Måling af blodsukkerniveauet og opsamling af væv

  1. Bedøve fisk 2 ad gangen i en 0,02% Tricaine opløsning.
  2. Halshugge fiskene direkte bag gællerne ved hjælp af et barberblad.
  3. Mål blodsukkeret.
    BEMÆRK: Vi bruger en blodsukkermåler (f.eks. Freestyle Lite) til at måle blodsukkeret og placere teststrimlen direkte på det blottede hjerte (hjerteblodprøve).
  4. Dissekere det ønskede væv fra fisken (hjerne, muskel osv.).
  5. Opbevar opsamlet væv ved lynfrysning på tøris og opbevaring i en fryser på -80 °C, fastgørelse i 4% paraformaldehyd eller anbringelse i en bufferopløsning til øjeblikkelig brug.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Ved hjælp af denne protokol (figur 1) forhøjes blodsukkerværdierne betydeligt efter både 4 ugers og 8 ugers behandling (figur 2A), hvor hyperglykæmi defineres som 3x kontrolgennemsnittene fra både vandbehandlede og mannitolbehandlede grupper. Vandbehandlede kontroller overføres dagligt ind og ud af vandet, hvilket giver en stress/håndteringskontrol. Mannitol fungerer som en osmotisk kontrol i in vitro glukoseundersøgelser19,20, da det er et 6-carbon sukker som glukose, men ikke tages op af celler. For at være i overensstemmelse med disse undersøgelser og andre undersøgelser i zebrafisk21administrerede vi mannitol i samme koncentrationer som glukose for at afgøre, om observerede virkninger skyldtes den høje osmolaritet som følge af glukoseeksponering eller en glukosespecifik effekt.

Blodsukker måles ved at bedøve fisken ved hjælp af 0,02% Tricain, indtil gill bevægelser er aftaget, og derefter halshugning. Blodsukkerniveauet, målt med en blodsukkermåler (figur 2B), bestemmes ved at placere glucometerteststrimlen direkte på det punkterede hjerte (dvs. hjerteblod).

Nethindevæv indsamlet efter 4 ugers hyperglykæmi viser en stigning i gliale fibrillære sure proteinniveauer (GFAP)(Figur 3A). GFAP udtryk observeres i Muller gliaceller i nethinden, som ændres i diabetisk retinopati22,23. Der observeres også øget GFAP-indhold og/eller immunoreaktivitetsmønstre hos STZ-inducerede diabetikerrotter24,25,26,27,28, pdx1-/- mutantfisk17og i nethinder fra diabetikere29. Denne stigning i GFAP er forbundet med en stigning i den nukleare faktor Kappa B (NF-kB) niveauer (Figur 3B)30, hvilket tyder på hyperglykæmi induceret i zebrafisk ved hjælp af den alternative nedsænkning protokol udløser en inflammatorisk reaktion og reaktiv gliose. ERG-optagelser efter 4 ugers behandling identificerede en nedsat respons i glukosebehandlede nethinder sammenlignet med mannitolbehandlede kontroller (Figur 4A). Amplituder af både a-wave (photoreceptor) og b-bølge (bipolar celler) komponenter er faldet i hyperglykæmiske fisk (Figur 4B). Disse ændrede ERG-svar er korreleret med specifikke ændringer i røde og /eller grønne kegler30,21, som synes særligt følsomme over for hyperglykæmisk fornærmelse. Ændrede ERG-reaktioner observeres også i dyremodeller af diabetes31,32,33,34,35 og diabetikere. Glukosebehandlede zebrafisk viser også nedsat kognitiv præstation (se Rowe et al., 2020, i dette nummer), hvilket tyder på, at langvarig hyperglykæmi også fører til kognitive funktionsunderskud, som også rapporteres hos ældre diabetikere.

Figure 1
Figur 1: Skematisk over den alternative nedsænkningsprotokol. Dette er en visuel repræsentation af overførselsprocessen. Fisk opretholdes i 1% opløsning i 2 uger, 2% opløsning i 2 uger og derefter 3% opløsning i de resterende 4 uger. Hver dag overføres fisk til enten sukker eller vandopløsning. Kontrolbehandlingerne overfører fisk ind og ud af vandet (0% glukose - håndteringskontrol) hver 24. time eller ind og ud af mannitol (osmotisk kontrol), med mannitolkoncentrationer parallelt med dem, der anvendes til glukose. Vi har målt blodsukkerniveauet, udført eksperimenter og indsamlet væv efter 4 og 8 ugers behandling (bokset). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2: Blodsukkerniveauet hæves efter 4 og 8 ugers behandling. (A) Den glukosebehandlede fisk har mere end 3x mængden af blodsukker sammenlignet med vand- og mannitolbehandlede kontrolfisk, en betydelig stigning (p = 0,029 ved 4 uger; p < 0,001 efter 8 uger). Det betyder, at zebrafisken behandlet med glukose efter både 4- og 8 uger var hyperglykæmisk. Der blev indsamlet data fra n = 5 mannitolbehandlede fisk, n = 8 glukosebehandlede fisk og n = 3 vandkontrolfisk efter 4 uger; n = 5 mannitolbehandlede fisk, n = 10 glukosebehandlede fisk og n = 7 vandbehandlede fisk efter 8 uger. (B) En visuel repræsentation af en zebrafisk og Freestyle Lite Blodsukkermåler, som vi bruger til at måle blodsukkerniveauet. Blodsukkeret måles fra en hjerteblodprøve, efter at fisken er bedøvet i en 0,02% tricainopløsning og halshugget. Værdier er middelværdier ± SE. Stjerner angiver signifikante forskelle, hvor * = p < 0,05; = p < 0,001. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 3
Figur 3: GFAP-niveauerne øges hos glukosebehandlede zebrafisk. Glukosebehandlede zebrafisk har øget niveauet af (A) gliaflimrisk surt protein (GFAP; 1:1000) og (B) Rel-A (NfK-B; 1:1000) som bestemt ved tætningsanalyse af vestlige blots. β-actin (1:1000) fungerede som lastekontrol. Stigningen i Rel-A-niveauerne var betydelig (p < 0,003, stjerner). W = vandbehandlet kontrol, G = glukosebehandlet, M = mannitolbehandlet. W2, G2, M2 er replikater til W, G og M. Dette tyder på, at der er fornærmelse mod nethinden i hyperglykæmisk zebrafisk, der forårsager reaktiv gliose. (Ændret fra figur 7, Tanvir et al., 201830, udgivet oprindeligt i henhold til en CC-BY-licens). Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 4
Figur 4: ERG-respons reduceres hos glukosebehandlede fisk. (A) Repræsentative ERG-spor fra glukosebehandlede (røde), mannitolbehandlede (grønne) og vandbehandlede (sorte) zebrafiskhindeinaer fremkaldt med en 570nm stimulus på en rød tilpassende baggrund. Glutamatreceptorblokkeren CNQX (50μM) var til stede i badeopløsningen for at isolere fotoreceptor og ON bipolar cellerespons. Enheder: y-akse = μV, x-akse = tid. Den firkantede bølgepuls afspejler lyspulsens varighed. (B) Kvantificering af ændringer i respons amplituder. Gennemsnitlig normaliseret respons amplituder for photoreceptor a-waves (a1 amplitude, højre), målt som toppen nedadgående afbøjning i starten af den firkantede lys puls, og bipolar celle b-bølger (b2 amplitude, venstre), målt fra trug til top under lys puls. Begge værdier blev reduceret betydeligt i glucose- vs. mannitolbehandlede væv (p < 0,001 for a1; p < 0,0001 for b2; n = 14 øjne pr. behandling). Værdierne blev normaliseret til den vandbehandlede kontrol. Dette er i overensstemmelse med andre diabetiske dyremodeller (såsom gnavere) og hos mennesker med diabetes. (Taget fra figur 4, Tanvir et al. 201830, der oprindeligt blev offentliggjort i henhold til en CC-BY-licens). Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Diabetes er et landsdækkende problem. Undersøgelser viser, at i 2030, en anslået 400 millioner mennesker vil have en form for diabetes. I gnavermodeller undersøges type 2 DM ved hjælp af genmanipulation. Hos rotter giver Zucker diabetiske fede rotter (ZDF) og Otsuka Long-Evans Tokushima fede rotter (OLETF) flere oplysninger om virkningerne af type 2 DM10. Derudover er højt fedtindhold kostvaner blevet brugt i gnaver til at fremkalde hyperglykæmi. Dette afspejler den ikke-invasive procedure, der foreslås i dette dokument. Ved hjælp af vores noninvasive protokol kan vi fremkalde hyperglykæmi i op til 8 uger og derfor simulere langvarig hyperglykæmi hos ellers sund zebrafisk.

Når blodsukkeret er målt, kan væv (nethinden og hjernen) indsamles til efterfølgende analyse. Fysiologiske forskelle, såsom elektroretinogram (ERG) optagelser, kan måles direkte fra nethinde øjenkopper21,30. Adfærdsmæssige reaktioner (dvs. optomotoriske reaktioner eller kognitive forskelle (Rowe et al., 2020) kan vurderes forud for blodsukkermåling. Til bestemmelse af proteiner anbringes væv i RIPA-bufferen eller flashfryses og opbevares ved -80 °C. På grund af forskelle i størrelses-/proteinindhold kan det være nødt til at samle flere nethinder inden analyse. For immunokytokemi fastsættes væv i en paraformaldehydopløsning på 4 % i 24 timer og afbalanceres derefter i en saccharoseopløsning på 30 % inden frysesektionen (20 μm).

For at optimere resultaterne skal du omhyggeligt afveje både mannitol og glukose og sørge for, at løsningerne blandes grundigt. Det er også meget vigtigt at holde en aktiv tidsplan for overførselsdagene for at sikre, at sukker og vand skiftevis skiftevis dagligt og på samme tidspunkt af dagen. Desuden skal du sørge for omhyggeligt at måle vandet, da for lidt eller for meget kan ændre koncentrationen af opløsningen. Endelig skal du omhyggeligt overvåge pH og temperaturen på opløsningerne, da overførsel af fisk til ekstreme opløsninger kan chokere fisken og forårsage dødelighed. Der har ikke været noget, der tyder på, at langvarig glukoseeksponering eller høje koncentrationer af glukose, når de udsættes gradvist, har toksiske virkninger på zebrafisk. Hvis protokollen følges korrekt, bør der ikke forventes fremmede dødsfald hos zebrafisken.

Selv om dette er en gennemprøvet metode til at fremkalde hyperglykæmi, en begrænsning af denne protokol er, at man ikke kan fastslå, at fiskene er hyperglykæmiske, indtil efter at de er ofret. En anden begrænsning er, at vi ikke vurderer bugspytkirtlen eller insulinniveauet, og derfor kan vi ikke hævde at fremkalde type 2-diabetes, kun at vi fremkalder hyperglykæmi. Men det er også det, der gør denne procedure bedre end konkurrerende metoder: den er ikke-invasiv. Vi har observeret komplikationer af langvarig hyperglykæmi induceret af denne protokol, der rapporteres i gnavermodeller og diabetikere. I fremtiden er det muligt, at vi kan bruge denne procedure til at se på terapeutiske teknikker, der hjælper med at lindre symptomer på DM, såsom retinopati.

Sammenfattende er denne ikke-invasive vekslende nedsænkningsprotokol en effektiv måde at fremkalde hyperglykæmi i op til 8 uger. Denne metode er et kraftfuldt værktøj, der giver mulighed for komplikationer af kronisk hyperglykæmi, der skal undersøges, og efterfølgende bestemmelse af terapeutiske behandlinger. Det giver også mulighed for at sammenligne biomedicinske forskningsresultater på tværs af modelorganismer.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne erklærer ingen interessekonflikter.

Acknowledgments

Vi vil gerne anerkende VPC, CJR og MCP for udviklingen af denne protokol. EMM modtog økonomisk støtte fra American University College of Arts and Sciences Graduate Student Support til at udføre denne forskning. Dette arbejde blev også støttet af en American University Faculty Mellon Award og finansiering gennem American University College of Arts and Sciences (begge til VPC).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Airline Tubing petsmart 5291863 This can be used in the tank to circulate air
Airpump petsmart 5094984 This can be used in the tank to circulate air
Airstones petsmart 5149683 This can be used in the tank to circulate air
D-glucose Sigma G8270-5KG
D-mannitol Acros Organics AC125340050
Freestyle Lite Meter Amazon B01LMOMLTU
Freestyle Lite Strips Amazon B074ZN3H2Z
Net petsmart 5175115
Tanks Amazon B0002APZO4

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Rubinstein, A. L. Zebrafish: from disease modeling to drug discovery. Current Opinion in Drug Discovery and Development. 6 (2), 218-223 (2003).
  2. Gerlai, R. Associative learning in zebrafish (Danio rerio). Methods in Cell Biology. 101, 249-270 (2011).
  3. Goldsmith, J. R., Jobin, C. Think small: zebrafish as a model system of human pathology. BioMed Research International. , (2012).
  4. Moss, J. B., et al. Regeneration of the pancreas in adult zebrafish. Diabetes. 58 (8), 1844-1851 (2009).
  5. Connaughton, V. P., Baker, C., Fonde, L., Gerardi, E., Slack, C. Alternate immersion in an external glucose solution differentially affects blood sugar values in older versus younger zebrafish adults. Zebrafish. 13 (2), 87-94 (2016).
  6. Etuk, E. U. Animal models for studying diabetes mellitus. Agriculture and Biology Journal of North America. 1 (2), 130-134 (2010).
  7. Agardh, E., Bruun, A., Agardh, C. D. Retinal glial cell immunoreactivity and neuronal cell changes in rats with STZ-induced diabetes. Current Eye Research. 23 (4), 276-284 (2001).
  8. Carmo, A., Cunha-Vaz, J. G., Carvalho, A. P., Lopes, M. C. Nitric oxide synthase activity in retinas from non-insulin-dependent diabetic Goto-Kakizaki rats: correlation with blood-retinal barrier permeability. Nitric Oxide. 4 (6), 590-596 (2000).
  9. Ramsey, D. J., Ripps, H., Qian, H. An electrophysiological study of retinal function in the diabetic female rat. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (11), 5116-5124 (2006).
  10. Biessels, G. J., Gispen, W. H. The impact of diabetes on cognition: what can be learned from rodent models. Neurobiology of Aging. 26 (1), 36-41 (2005).
  11. Intine, R. V., Olsen, A. S., Sarras, M. P. A zebrafish model of diabetes mellitus and metabolic memory. Journal of Visualized Experiments. (72), e50232 (2013).
  12. Sarras, M. P., Intine, R. V. Use of zebrafish as a disease model provides a unique window for understanding the molecular basis of diabetic metabolic memory. Research on Diabetes. , iConcept Press Ltd. Hong Kong. (2013).
  13. Gleeson, M., Connaughton, V., Arneson, L. S. Induction of hyperglycaemia in zebrafish (Danio rerio) leads to morphological changes in the retina. Acta Diabetologica. 44 (3), 157-163 (2007).
  14. Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia induces memory impairment linked to increased acetylcholinesterase activity in zebrafish (Danio rerio). Behavioural Brain Research. 274, 319-325 (2014).
  15. Capiotti, K. M., et al. Persistent impaired glucose metabolism in a zebrafish hyperglycemia model. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology. 171, 58-65 (2014).
  16. Capiotti, K. M., et al. Hyperglycemia alters E-NTPDases, ecto-5'-nucleotidase, and ectosolic and cytosolic adenosine deaminase activities and expression from encephala of adult zebrafish (Danio rerio). Purinergic Signaling. 12 (2), 211-220 (2016).
  17. Ali, Z., et al. Photoreceptor Degeneration Accompanies Vascular Changes in a Zebrafish Model of Diabetic Retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 61 (2), 43 (2020).
  18. Wiggenhauser, L. M., et al. Activation of Retinal Angiogenesis in Hyperglycemic pdx1-/- Mutants. Diabetes. 69 (5), 1020-1031 (2020).
  19. Chen, X. L., et al. Involvement of HMGB1 mediated signalling pathway in diabetic retinopathy: evidence from type 2 diabetic rats and ARPE-19 cells under diabetic condition. Journal of Ophthalmology. 97, 1598-1603 (2013).
  20. Costa, E., et al. Effects of light exposure, pH, osmolarity, and solvent on the retinal pigment epithelial toxicity of vital dyes. American Journal of Ophthalmology. 155, 705-712 (2013).
  21. Alvarez, Y., et al. Predominant cone photoreceptor dysfunction in a hyperglycemic model of non-proliferative diabetic retinopathy. Disease Models and Mechanisms. 3, 236-245 (2010).
  22. Fletcher, E. L., Phipps, J. A., Wilkinson-Berka, J. L. Dysfunction of retinal neurons and glia during diabetes. Clinical and Experimental Optometry. 88, 132-145 (2005).
  23. Fletcher, E. L., Phipps, J. A., Ward, M. M., Puthussery, T., Wilkinson-Berka, J. L. Neuronal and glial abnormality as predictors of progression of diabetic retinopathy. Current Pharmaceutical Design. 13, 2699-2712 (2007).
  24. Agardh, E., Bruun, A., Agardh, C. D. Retinal glial cell immunoreactivity and neuronal cell changes in rats with STZ- induced diabetes. Current Eye Research. 23, 276-284 (2001).
  25. Barber, A. J., Antonetti, D. A., Gardner, T. W., Group, T. P. S. R. R. Altered expression of retinal occludin and glial fibrillary acidic protein in experimental diabetes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41, 3561-3568 (2000).
  26. Lieth, E., et al. Glial reactivity and impaired glutamate metabolism in short-term experimental diabetic retinopathy. Diabetes. 47, 815-820 (1998).
  27. Rungger-Brandle, E., Dosso, A. A., Leuenberger, P. M. Glial reactivity, an early feature of diabetic retinopathy. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41, 1971-1980 (2000).
  28. Zeng, X. X., Ng, Y. K., Ling, E. A. Neuronal and microglial response in the retina of streptozotocin-induced diabetic rats. Visual Neuroscience. 17, 463-471 (2000).
  29. Mizutani, M., Gerhardinger, C., Lorenzi, M. Muller cell changes in human diabetic retinopathy. Diabetes. 47, 445-449 (1998).
  30. Tanvir, Z., Nelson, R., DeCicco-Skinner, K., Connaughton, V. P. One month of hyperglycemia alters spectral responses of the zebrafish photopic electroretinogram. Disease Models and Mechanisms. 11, (2018).
  31. Hancock, H. A., Kraft, T. W. Oscillatory potential analysis and ERGs of normal and diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 45, 1002-1008 (2004).
  32. Layton, C. J., Safa, R., Osborne, N. N. Oscillatory potentials and the b-wave: partial masking and interdependence in dark adaptation and diabetes in the rat. Graefe's Archives for Clinical and Experimental Ophthalmology. 245, 1335-1345 (2007).
  33. Li, Q., Zemel, E., Miller, B., Perlman, I. Early retinal damage in experimental diabetes: electroretinographical and morphological observations. Experimental Eye Research. 74, 615-625 (2002).
  34. Kohzaki, K., Vingrys, A. J., Bui, B. V. Early inner retinal dysfunction in streptozotocin-induced diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 49, 3595-3604 (2008).
  35. Phipps, J. A., Yee, P., Fletcher, E. L., Vingrys, A. J. Rod photoreceptor dysfunction in diabetes: activation, deactivation, and dark adaptation. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47, 3187-3194 (2006).

Tags

Tilbagetrækning Problem 171 Danio rerio Hyperglykæmi Glukose Retinopati Alternativ nedsænkning
Alternativ nedsænkning i glukose til at producere langvarig hyperglykæmi hos zebrafisk
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

McCarthy, E., Rowe, C. J.,… More

McCarthy, E., Rowe, C. J., Crowley-Perry, M., Connaughton, V. P. Alternate Immersion in Glucose to Produce Prolonged Hyperglycemia in Zebrafish. J. Vis. Exp. (171), e61935, doi:10.3791/61935 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter