Summary
Aqui, apresentamos um protocolo que demonstra a técnica e os controles necessários para a imagem de perfusão do Doppler laser para medir o fluxo sanguíneo na linha traseira do rato.
Abstract
A recuperação do fluxo sanguíneo é uma medida crítica após isquemia de subida experimental ou reperfusão de isquemia. A imagem de perfusão do doppler laser (LDPI) é um método comum, não invasivo e repetitivo para avaliar a recuperação do fluxo sanguíneo. A técnica calcula o fluxo sanguíneo geral no tecido amostrado da mudança do Doppler na frequência causada quando um laser atinge glóbulos vermelhos em movimento. As medidas são expressas em unidades arbitrárias de perfusão, de modo que o contralateral não intervindo sobre a perna é geralmente usado para ajudar a controlar as medidas. A profundidade de medição está na faixa de 0,3-1 mm; para isquemia de cetam hind, isso significa que a perfusão dérmica é avaliada. A perfusão dérmica depende de vários fatores — o mais importante é a temperatura da pele e o agente anestésico, que deve ser cuidadosamente controlado para resultar em leituras confiáveis. Além disso, a pigmentação do cabelo e da pele pode alterar a capacidade do laser de alcançar ou penetrar na dermis. Este artigo demonstra a técnica de LDPI no bloco traseiro do mouse.
Introduction
A ulceração da pele com cicatrização inadequada da ferida é uma das principais causas de amputações em pacientes humanos1. A cicatrização adequada da ferida requer níveis mais elevados de perfusão arterial do que os necessários para manter a pele intacta, que está comprometida em pacientes com doença arterial periférica2,3,4. Várias outras condições reumatológicas e diabetes também podem levar a microcirculação de pele perturbada e inadequada para curar feridas5,6. Muitos pacientes diabéticos têm doença arterial periférica concomitante, colocando-os em risco especialmente alto de amputação. A imagem de perfusão do doppler laser (LDPI) é utilizada em situações clínicas para avaliar a microcirculação da pele, bem como em situações de pesquisa para avaliar o fluxo sanguíneo e a recuperação do fluxo sanguíneo após isquemia experimental de retalhos, isquemia-reperfusão e retalhos microcirúrgicos7.
O sistema LDPI projeta um raio laser de baixa potência que é desviado por um espelho de varredura para se mover sobre uma região de interesse. Isso difere da escoamento do Laser Doppler, que fornece uma medição de perfusão para a pequena área do tecido em contato direto com a sonda de esvoaçamento8. Quando o raio laser interage com o sangue em movimento na microvasculatura, ele sofre uma mudança de frequência Doppler, que é fotodesensificada pelo scanner e convertida em unidades arbitrárias de perfusão. Como o LDPI é uma técnica baseada na luz, é limitado em termos de profundidade de penetração a 0,3-1 mm, o que significa que na maior parte a perfusão dérmica é avaliada7. O fluxo dérmico pode ser alterado pela temperatura da pele e pelo sistema nervoso simpático, que pode ser afetado por vários agentes anestésicos9. As medidas do laser óptico também são afetadas por condições de iluminação ambiente, pigmentação da pele, e podem ser bloqueadas por peles oucabelos excessivos 7.
O LDPI é a técnica de pesquisa mais usada para monitorar a recuperação da perfusão após a isquemia porque não é invasiva, não requer administração de contraste, e tem tempos de varredura rápidos permitindo a coleta de dados em vários animais. Isso torna ideal ajudar a determinar se tratamentos voltados para arteriogênese terapêutica ou angiogênese são eficazes em pequenos modelos animais. A recuperação do fluxo sanguíneo após a isquemia de subida traseira medida medida pelo LDPI correlaciona-se bem com o desenvolvimento colateral da artéria quando avaliada por outros meios como fundição de Microfil ou micro-CT10,11. O objetivo deste protocolo é demonstrar a avaliação da perfusão de liminar por meio do LDPI.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Os experimentos em animais foram realizados de acordo com um protocolo aprovado pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais da Universidade de Washington.
1. Preparação do scanner
- Ajuste a altura do scanner de modo que a distância até o sujeito digitalizado seja de aproximadamente 30 cm.
- Ligue o imager e inicie o software associado.
- Abra o programa de medição. Se o software estiver se comunicando corretamente com o scanner, o laser infravermelho liga o aviso será.
- Calibrar a máquina com padrões fornecidos pelo fabricante (não mostrado no vídeo e dependerá do modelo específico da máquina que está sendo usada).
- Ajuste as configurações do scanner para ser apropriado para o material de fundo e a configuração de iluminação na sala.
- Defina os níveis de ganho DC FLUX e CONC, de acordo com as instruções do fabricante (não mostradas no vídeo).
- Defina o limiar de fundo apontando o feixe de laser para o material de fundo preto e pressione o conjunto Auto BK.
2. Preparação de pré-digitalização do mouse
- Configure a câmara de indução de isoflurane com a retirada adequada do gás residuais.
NOTA: Colocar a câmara de indução em uma almofada de aquecimento ajudará a evitar a perda de temperatura do rato durante a indução da anestesia. - Ligue a manta homeotérmica, que é colocada na área de varredura sob uma superfície não refletida (neste caso um tecido de neoprene preto). Coloque a manta homeotémica para manter uma temperatura corporal de 37 °C.
- Posicione a sonda de temperatura para a manta homeômica e lubrificante para que estejam prontos para inserção.
- Coloque a máscara de anestesia e o sistema de limpeza na área de digitalização.
- Anestesiar o rato com um vaporizador de isoflurano. Ajuste a taxa de oxigênio para 1 L/min de fluxo e ajuste o isoflurane para 4% para indução de anestesia. Ligue o fluxo para a câmara de indução da anestesia, e a taxa de respiração do rato diminuirá. A anestesia adequada é alcançada quando o rato perde o reflexo de redomamento.
- Transfira o mouse para uma máscara anestésico/cone de nariz com carniceiro de gás de resíduo ligado e ajuste o isoflurane para 1,5%.
NOTA: Este nível de anestesia é geralmente adequado para manter o rato relativamente parado durante a varredura, mas não se destina a fornecer níveis cirúrgicos de anestesia, de modo que a profundidade da anestesia não é verificada. A mudança do nível isoflurane causa alterações nos batimentos cardíacos, respiração e perfusão dérmica, de modo que uma porcentagem consistente deve ser usada durante qualquer experimento de curso de tempo e para todos os sujeitos experimentais. Técnicas anestésicas alternativas, como a injeção de IP de xilazina de cetamina também podem ser usadas, mas a mesma técnica anestésica deve ser usada ao longo de qualquer estudo de curso de tempo, pois diferentes anestésicos afetam a perfusão dérmica de forma diferente. - (Opcional dependendo da área de digitalização) Se a região planejada de interesse a ser escaneada for coberta por peles, use um pequeno aparador elétrico ou creme depilatório para remover os cabelos da região de interesse.
NOTA: O creme depilatório deve ser completamente removido, e a pele do rato seca antes da digitalização. - Coloque o mouse na posição de varredura apropriada na superfície nãoreflectiva preta que cobre a manta homeotérmica, confirmando que ambos os blocos traseiros permanecem na fonte de calor durante todo o equilíbrio e varredura(Figura 1).
NOTA: É importante manter os dois pés na manta homeotérmica para evitar a variação regional da temperatura. - Insira a sonda de temperatura retal lubrificada associada à manta homeotérmica.
- Equilibre a temperatura do mouse à temperatura de varredura desejada (37 °C); aproximadamente 5-10 minutos.
- Selecione Configuração do scanner, que pode ser acessada no menu superior ou no ícone de configuração do scanner. Ajuste a área de varredura alterando as coordenadas X-Y para acomodar a região de interesse. A velocidade do scan dependerá da resolução do scan. Uma resolução mais alta resultará em tempos de varredura mais longos. Para a repetição da varredura com foco na perfusão global, em oposição à maior resolução com foco na perfusão anatômica, uma velocidade de varredura de 4 ms/pixel é adequada.
NOTA: Deve-se considerar maior resolução e tomografia única se o pesquisador estiver tentando estudar diretamente a circulação colateral em desenvolvimento (melhor imagem na coxa ventral e na panturrilha onde está mais próxima da pele). A varredura repetida em menor resolução/velocidade (por exemplo, 4 ms/pixel) é adequada ao avaliar a perfusão global ao órgão final do footpad do mouse. O software mostrado no vídeo carrega automaticamente o modelo usado anteriormente para área de digitalização, velocidade e resolução quando reiniciado, ou pode ser recuperado de um arquivo armazenado se diferentes regiões de interesse estiverem sendo usadas para vários experimentos. - Se realizar varreduras repetidas, selecione a guia 'Verificar repetição e de linha'. O número de varreduras pode ser alterado (neste caso 3 varreduras) bem como o intervalo de repetição. O tempo mínimo para o intervalo de repetição seria o tempo estimado de varredura, que é mostrado na área acinzentado à direita da caixa determinada pela área de varredura e resolução de varredura. Adicionar alguns segundos permite ao usuário pausar e potencialmente reposicionar o mouse se necessário entre as varreduras.
3. Digitalização
- Selecione a guia Varredura de imagens e selecione o botão Marcar. O laser se moverá para delinear a área de varredura. Ajuste a posição do mouse para que o alvo a ser escaneado esteja dentro da área marcada.
NOTA: Para o footpad ou footpad e a varredura da panturrilha, o posicionamento propenso com as plataformas traseiras estendidas fornece uma região de interesse mais consistente do que o posicionamento supino. A artéria femoral e artéria safena e as colaterais estão muito próximas da superfície ventral da coxa e da panturrilha, por isso o posicionamento supino é preferido se usar essas regiões de interesse. - Inicie a medição repetida selecionando o ícone "Repetindo" e pressione o botão Reproduzir para iniciar a varredura.
- Confirme a distância de digitalização na janela pop-up e clique em OK para iniciar a digitalização.
- Monitorar o mouse durante a varredura para o movimento do mouse; se o mouse se mover o suficiente para que as patas traseiras não estejam mais na região de digitalização no meio de uma varredura, reinicie a varredura. Pequenas variações na posição de pata traseira do mouse podem ser acomodadas no software de análise.
- Monitore a temperatura do mouse durante o processo de varredura, pois ele pode flutuar mesmo com o uso da manta homeotérmica. Se houver muita variação na temperatura do mouse, isso pode resultar em uma variação significativa entre os scans. Geralmente, uma faixa de temperatura de 36,8-37,2 °C resultará em dados aceitáveis.
- Salve a varredura capturada sob a janela Salvar como um nome de arquivo que inclui identificador de mouse e ponto de tempo para uma análise de dados mais fácil. Digite os detalhes do mouse e do ponto de tempo, se desejar na janela de detalhes do assunto.
- Desligue o isoflurane e remova a sonda de temperatura retal.
- Desinfete a sonda de temperatura retal com 70% de etanol para que esteja pronta para uso no próximo mouse.
- Deixe que o mouse se recupere da anestesia até o ponto em que exibe um reflexo de direita, invertendo da posição supina para a posição propensa antes de devolvê-lo à gaiola.
NOTA: A recuperação pode ser realizada em um cobertor de aquecimento para isoflurane, uma vez que a recuperação é muito rápida ou em uma gaiola de recuperação aquecida para cetamina/xilazina.
4. Captura de dados LDPI(Figura 3)
- Abra o programa de software de revisão de imagens.
- Vá para o menu do arquivo, abra e localize o arquivo salvo.
- Selecione o ícone ROI na barra de ferramentas.
- Selecione o botão Adicionar polígono.
- Rastreie a região de interesse (ROI) para a montagem traseira de controle usando o mouse. O rastreamento do polígono não precisa ser exato, pois o fundo cinza não será incluído nas médias calculadas.
- Repita as etapas 4.3-4.5 para a etapa posterior cirúrgica.
- Escolha o ícone Estatísticas para abrir a janela RESULTADOS ESTATÍSTICAS de ESTATÍSTICAS (PU) da Imagem ROIs.
- Exporte os resultados para Polygon 1 (controle hindlimb) e Polygon 2 (hindlimb cirúrgico) para uma planilha de coleta de dados via cópia/pasta.
5. Análise
- Capture os dados como relação Cirúrgica/Controle para cada varredura.
- Use a média cirúrgica/controle para todas as três varreduras para o ponto de dados para esse mouse em particular nesse ponto de tempo. Devido à variabilidade biológica na resposta à isquemia de subida traseira, em geral são necessários 8-10 camundongos por ponto de tempo para alcançar resultados reprodutíveis com ~10% de erro padrão.
NOTA: Antes de permitir que o mouse se recupere da anestesia, vale a pena realizar uma análise rápida das varreduras repetidas para verificar se os dados são muito variáveis (por exemplo, mais de 100-150 unidades de perfusão diferentes entre as varreduras 1-3). A alta variação entre as varreduras repetidas sugere que o mouse não foi completamente equilibrado durante a varredura(Figura 2), e uma varredura repetida pode ser realizada sem perder um datapoint, o que ocorreria se as imagens não fossem analisadas até uma data posterior. Alterar a paleta de cores para otimizar a gama dinâmica de valores de fluxo exibidos pode ser necessário para exibir melhor a variação de varredura(Figura 2).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
O LDPI bem-sucedido deve resultar em medidas repetidas consistentes, com variação de unidade de perfusão de 100-150 (correspondente a cerca de 10% da perfusão média usual para o footpad do mouse) entre as três varreduras(Figura 2). Como demonstrado na Figura 2,as repetições ajudam a determinar que o camundongo foi adequadamente equilibrado de modo que a razão isquêmica/controle reflete melhor o fluxo sanguíneo subjacente em oposição à variação da perfusão dérmica causada pela variação da temperatura. O uso de varreduras únicas para pontos de dados aumentará a variabilidade que leva à necessidade de mais ratos experimentais. Quando usado para isquemia de subida traseira, o recuo cirúrgico deve ter diminuído a perfusão global quando comparado com a cetrão traseira de controle. Os resultados são expressos como uma razão de perfusão de posterioridade/perfusão de posterior de controle. À medida que os camundongos inicialmente vasodilatam e desenvolvem sua rede colateral intrínseca ao longo do tempo, a recuperação do fluxo sanguíneo pelo LDPI deve ser vista ao longo de um curso de tempo pós-operatório(Figura 4). O grau de recuperação depende da tensão do camundongo e da gravidade do modelo de isquemia de cetameira.
Figura 1. Posicionamento do mouse para imagens de perfusão do doppler laser dos footpads ventral. O rato anestesiado usando cone de nariz isoflurane (A) é colocado na posição propensa com plataformas traseiras estendidas para permitir a varredura dos footpads ventral. A sonda de temperatura retal (P) para manta homeotérmica está no local para manter a temperatura corporal consistente durante a varredura. A almofada de cobertor homeotérmico está sob o material de neoprene não refletido usado para fornecer fundo para a varredura. O laser indicando o meio da região de varredura é visível ao lado da cauda do mouse. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2. Demonstração da variação de varredura da temperatura do mouse muda melhor visto com ajuste da paleta de cores. (A) Laser Doppler repetiu varreduras com variação significativa causada pela variação de temperatura do núcleo do mouse durante as varreduras repetidas, que é visível com base nas unidades de perfusão traduzidas em cores nos fluxos repetidos. (B) Alterar o intervalo dinâmico na paleta de cores (mostrado à esquerda da janela de varredura) de 0-1000 em A para 0-1500 (seta vermelha) em B torna a variação mais óbvia. (C) As estatísticas que mostram valores médios de perfusão para a região de interesse (circulados em vermelho) para o controle de subida traseira (Polígono 1 em preto na imagem rfx em A e B) variam entre 655 para a varredura de 1a 791 na3ª varredura e perfusão média para a região de interesse para o retrocesso isquêmico (Polígono 2 em vermelho na imagem rfx em A e B) apresentou menor variação (361 a 400), levando a diferenças significativas na razão isquêmica/controle entre os scans repetidos (0,60, 0,53, e 0,46). (D) Janela para alterar o alcance dinâmico da paleta de cores no software de medição (painel esquerdo) e software de revisão de imagem (painel direito). As setas vermelhas mostram onde aumentar ou diminuir a faixa superior. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3. Captura de dados para imagens de perfusão do doppler a laser com varreduras repetidas. (A) Barra de ferramentas superior com 1. Adicione o ícone ROI. 2. Adicione o ícone polígono. 3. Ícone de detalhes do assunto (acessa pop-up de janela em B). 4. Ícone de estatísticas (acessa o pop-up da janela em C). (B) Janela de detalhes do assunto. (C) Janela de estatísticas mostrando os valores médios de perfusão (circulados em vermelho) para cada ROI. (D) Escaneamento repetido com ROI de polígono traçado em torno do controle traseiro (preto) e hindpaw isquêmico (vermelho). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 4. Experimento de curso de tempo com dados LDPI. Ratos knockout P27 (3-5 meses de idade cdkn1b feminino-/- ratos em um fundo C57Bl/6) após ligadura da artéria femoral com (n=6) e sem (n=10) tratamento de doxiciclina oral em comparação com o tipo selvagem feminino C57Bl/6 com (n=11) e sem (n=9) tratamento de doxiciclina oral (dados inéditos do autor). As barras de erro representam erro padrão da média (SEM). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
A técnica consistente é fundamental para obter resultados confiáveis com LDPI. O mesmo anestésico, as configurações de temperatura, a posição do mouse e a região de interesse devem ser usadas durante todo o curso de tempo. Diferentes agentes anestésicos resultarão em valores de perfusão maiores ou menores9. A anestesia isoflurane é conveniente devido ao seu rápido início e emergência, bem como à segurança geral. Uma porcentagem consistente de isoflurane deve ser usada como profundidade de anestesia com este agente vasodilatário pode alterar a perfusão da pele. Se a região de interesse inclui peles, então o mesmo método de depilação deve ser usado cada vez, pois ratos quimicamente depilados terão valores de perfusão mais altos do que ratos cuja pele foi removida com cortadores elétricos7. A temperatura do rato tem um grande efeito na imagem de perfusão, com camundongos a 36 °C com valores de perfusão significativamente mais baixos do que os camundongos a 38 °C7,12. O retrocesso isquêmico também pode reagir de forma diferente à variação de temperatura regional do que a subida traseira de controle(Figura 2). Neste protocolo, uma manta homeotérmica é usada para manter a temperatura do mouse durante a varredura, o que fornece um controle de temperatura mais consistente durante o processo de varredura do que pré-equilibrar o mouse em uma placa de aquecimento de 37 °C por cinco minutos e, em seguida, digitalizar em uma superfície não aquecida, como mostrado por Niiyama et al.13.
Se apenas os footpads forem escolhidos como região de interesse, então o posicionamento propenso é preferido devido à reprodutibilidade na região digitalizada de interesse. A vantagem dessa abordagem é que ela estuda a área mais distante do coração, e a área mais clinicamente relevante correspondente à úlcera isquêmica do pé. Os footpads são sem pelos, por isso não é necessário cortar ou depilar, simplificando a preparação e o tempo para a medição. Além disso, camundongos não brancos podem ter manchas de pigmentação na pele da panturrilha ou coxa, o que pode interferir na medição do LDPI. Se a região de interesse escolhida inclui a panturrilha e a coxa, o posicionamento supino é preferido porque a artéria femoral e safena correm ao longo da superfície ventral do bloco traseiro e podem ser imagens usando LDPI7. A partir da posição supina, imagens consistentes do pé são difíceis de capturar, pois as superfícies laterais e superiores podem ser variadamente imagens.
A colateralização e a recuperação do fluxo sanguíneo após a isquemia do cérebro posterior dependem de uma série de fatores diferentes, incluindo modelo de isquemia de cetameira, cepa de camundongos, sexo e idade. Certas cepas de camundongos como c57Bl/6 têm garantias robustas de linha de base, com uma queda menos dramática na perfusão após a indução de isquemia de posteriores aguda, enquanto outros como BALB/c têm garantias ruins14,15. Camundongos fêmeas têm pior recuperação do que ratos machos. Camundongos mais velhos também têm pior recuperação do fluxo sanguíneo do que os camundongos mais jovens16. Portanto, os camundongos precisam ser cepas, idade e gênero combinados para conclusões confiáveis a serem tiradas em relação à recuperação do fluxo sanguíneo usando dados LDPI. Mesmo com uma correspondência rigorosa e usando cepas de raça de camundongos, há uma certa quantidade de variabilidade biológica para a resposta do rato à isquemia de subida traseira, de modo que números adequados de ratos (geralmente 8-10 ratos por ponto de tempo) são necessários para dados válidos. Além disso, a normalização do LDPI não significa necessariamente a restauração dos níveis normais de fluxo arterial, pois a medição é feita em camundongos anestesiados que não possuem nenhuma demanda muscular esquelética. Finalmente, devido às limitações em profundidade de penetração, não são possível estudos anatômicos detalhados de vias colaterais que possam passar pela musculatura mais profunda da coxa e da panturrilha.
Vários outros métodos têm sido usados para avaliar a recuperação do fluxo sanguíneo, incluindo imagens baseadas em perfusão da pele, como imagens de manchas de laser17,18,19 ou estruturas mais profundas, como ultrassom aprimorado de contraste do músculo esquelético20,ressonância magnética21e (13)N-amônia PET22. Também são utilizadas imagens anatômicas de vasos colaterais como micro-CT10,23de outubro e ultrassom aprimorado de contraste com microscopia intravital24. Devido ao rápido tempo de varredura, relativa facilidade de captura e análise de dados e evitar a necessidade de contraste intravenoso, o LDPI é o método predominante utilizado pela maioria dos grupos na literatura. As fraquezas incluem que a técnica mede as velocidades do fluxo sanguíneo e fornece dados em unidades arbitrárias de perfusão em vez de medir a perfusão absoluta do tecido, a profundidade de varredura é relativamente rasa, e fornece detalhes anatômicos relativamente pobres.
O LDPI é mais comumente usado para avaliar a recuperação após vários modelos de isquemia de subida traseira7. Também tem sido usado em pesquisas de isquemia-reperfusão tanto na colunavertebral 25 quanto em órgãos splancônicos mais profundos ou na medulaespinhal 26,27,28. A avaliação de estruturas profundas, no entanto, requer a exposição cirúrgica da estrutura a ser escaneada, dificultando as medições repetidas por causa das cicatrizes. Outra aplicação é a avaliação da reperfusão do retalho após a microcirurgia29.
Em conclusão, o LDPI é um método eficaz, facilmente realizado e repetível para medir a perfusão dérmica de medida derrél em hindlimb como reflexo da perfusão arterial global. Técnica consistente é necessária ao usar LDPI para obter dados confiáveis.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Tang não tem conflitos de interesse para revelar.
Acknowledgments
Este trabalho foi realizado com a utilização de instalações e recursos no Centro de Saúde De Som VA Puget. O trabalho é do autor e não reflete necessariamente a posição ou política do Departamento de Assuntos dos Veteranos ou do governo dos Estados Unidos. Dr. Tang é atualmente financiado através do VA (Mérito 5 I01 BX004975-02).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Black nonreflective material | Fabric store, black neoprene recommended by company | ||
| F/air cannister | A.M. Bickford Inc | 80120 | |
| Homeothermic blanket with rigid metal probe | Harvard Apparatus | Also comes with flexible probe, but this is less durable | |
| Isoflurane Anesthesia machine | Drager | Multiple manufacturers | |
| Isoflurane induction chamber | VetEquip | 941444 | 2 L chamber |
| Moor laser Doppler perfusion imager | Moor Instruments | MoorLDI2-IR | Higher resolution imager (MoorLDI2-HIR) |
| Mouse Anesthesia nose cone | Multiple manufacturers | ||
| Nair | Nair | ||
| Oxygen tank | Multiple manufacturers | ||
| Surgilube | Multiple distributors |
References
- Varma, P., Stineman, M. G., Dillingham, T. R. Epidemiology of limb loss. Physical Medicine and Rehabilitation Clinics of North America. 25 (1), 1-8 (2014).
- Farber, A. Chronic Limb-Threatening Ischemia. New England Journal of Medicine. 379 (2), 171-180 (2018).
- Abularrage, C. J., et al. Evaluation of the microcirculation in vascular disease. Journal of Vascular Surgery. 42 (3), 574-581 (2005).
- Houben, A., Martens, R. J. H., Stehouwer, C. D. A. Assessing Microvascular Function in Humans from a Chronic Disease Perspective. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (12), 3461-3472 (2017).
- Mahe, G., Humeau-Heurtier, A., Durand, S., Leftheriotis, G., Abraham, P. Assessment of skin microvascular function and dysfunction with laser speckle contrast imaging. Circulation: Cardiovascular Imaging. 5 (1), 155-163 (2012).
- Murray, A. K., Herrick, A. L., King, T. A. Laser Doppler imaging: a developing technique for application in the rheumatic diseases. Rheumatology (Oxford). 43 (10), 1210-1218 (2004).
- Greco, A., et al. Repeatability, reproducibility and standardisation of a laser Doppler imaging technique for the evaluation of normal mouse hindlimb perfusion. Sensors (Basel). 13 (1), 500-515 (2012).
- Sonmez, T. T., et al. A novel laser-Doppler flowmetry assisted murine model of acute hindlimb ischemia-reperfusion for free flap research. PLoS One. 8 (6), 66498 (2013).
- Gargiulo, S., et al. Effects of some anesthetic agents on skin microcirculation evaluated by laser Doppler perfusion imaging in mice. BMC Veterinary Research. 9, 255 (2013).
- Ankri-Eliahoo, G., Weitz, K., Cox, T. C., Tang, G. L. p27(kip1) Knockout enhances collateralization in response to hindlimb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 63 (5), 1351-1359 (2016).
- McEnaney, R. M., Shukla, A., Madigan, M. C., Sachdev, U., Tzeng, E. P2Y2 nucleotide receptor mediates arteriogenesis in a murine model of hind limb ischemia. Journal of Vascular Surgery. 63 (1), 216-225 (2016).
- Padgett, M. E., McCord, T. J., McClung, J. M., Kontos, C. D. Methods for Acute and Subacute Murine Hindlimb Ischemia. Journal of Visualized Experiments. (112), e54166 (2016).
- Niiyama, H., Huang, N. F., Rollins, M. D., Cooke, J. P. Murine model of hindlimb ischemia. Journal of Visualized Experiments. (23), e1035 (2009).
- Chalothorn, D., Faber, J. E. Strain-dependent variation in collateral circulatory function in mouse hindlimb. Physiological Genomics. 42 (3), 469-479 (2010).
- Helisch, A., et al. Impact of mouse strain differences in innate hindlimb collateral vasculature. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 26 (3), 520-526 (2006).
- Faber, J. E., et al. Aging causes collateral rarefaction and increased severity of ischemic injury in multiple tissues. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 31 (8), 1748-1756 (2011).
- Forrester, K. R., Stewart, C., Tulip, J., Leonard, C., Bray, R. C. Comparison of laser speckle and laser Doppler perfusion imaging: measurement in human skin and rabbit articular tissue. Medical & Biological Engineering & Computing. 40 (6), 687-697 (2002).
- Briers, J. D. Laser Doppler, speckle and related techniques for blood perfusion mapping and imaging. Physiological Measurement. 22 (4), 35-66 (2001).
- Heeman, W., Steenbergen, W., van Dam, G., Boerma, E. C. Clinical applications of laser speckle contrast imaging: a review. Journal of Biomedical Optics. 24 (8), 1-11 (2019).
- Nguyen, T., Davidson, B. P. Contrast Enhanced Ultrasound Perfusion Imaging in Skeletal Muscle. Journal of Cardiovascular Imaging. 27 (3), 163-177 (2019).
- Zaccagnini, G., et al. Magnetic Resonance Imaging Allows the Evaluation of Tissue Damage and Regeneration in a Mouse Model of Critical Limb Ischemia. PLoS One. 10 (11), 0142111 (2015).
- Penuelas, I., et al. PET as a measurement of hindlimb perfusion in a mouse model of peripheral artery occlusive disease. Journal of Nuclear Medicine. 48 (13), 1216-1223 (2007).
- Jia, Y., Qin, J., Zhi, Z., Wang, R. K. Ultrahigh sensitive optical microangiography reveals depth-resolved microcirculation and its longitudinal response to prolonged ischemic event within skeletal muscles in mice. Journal of Biomedical Optics. 16 (8), 086004 (2011).
- Turaihi, A. H., et al. Combined Intravital Microscopy and Contrast-enhanced Ultrasonography of the Mouse Hindlimb to Study Insulin-induced Vasodilation and Muscle Perfusion. Journal of Visualized Experiments. (121), e54912 (2017).
- Liu, C., et al. Enhanced autophagy alleviates injury during hindlimb ischemia/reperfusion in mice. Experimental and Therapeutic Medicine. 18 (3), 1669-1676 (2019).
- Liu, D. L., Svanberg, K., Wang, I., Andersson-Engels, S., Svanberg, S. Laser Doppler perfusion imaging: new technique for determination of perfusion and reperfusion of splanchnic organs and tumor tissue. Lasers in Surgery and Medicine. 20 (4), 473-479 (1997).
- Jing, Y., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Using Laser Doppler Imaging and Monitoring to Analyze Spinal Cord Microcirculation in Rat. Journal of Visualized Experiments. (135), e56243 (2018).
- Zhang, D., Li, S., Wang, S., Ma, H. An evaluation of the effect of a gastric ischemia-reperfusion model with laser Doppler blood perfusion imaging. Lasers in Medical Science. 21 (4), 224-228 (2006).
- Fitzal, F., et al. Circulatory changes after prolonged ischemia in the epigastric flap. Journal of Reconstructive Microsurgery. 17 (7), 535-543 (2001).
