Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En metode til at bevare vådområder Rødder og Rhizosphers for Elemental Imaging

Published: February 15, 2021 doi: 10.3791/62227
Automatic Translation
1, 1, 2
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

Summary

Vi beskriver en protokol til at prøve, bevare og afsnit intakte rødder og de omkringliggende rhizosfæren jord fra vådområder miljøer ved hjælp af ris(Oryza sativa L.) som en model art. Når prøven er bevaret, kan den analyseres ved hjælp af elementære billeddannelsesteknikker, f.eks.

Abstract

Rødder interagerer meget med deres jordmiljø, men det er udfordrende at visualisere sådanne interaktioner mellem rødder og den omgivende rhizosfære. Rhizosfærens kemi i vådområder er særligt udfordrende at fange på grund af stejle iltgradienter fra rødderne til bulkjorden. Her beskrives en protokol, der effektivt bevarer rodstruktur og rhizosfærekemi af vådområder gennem slam-frysning og frysetørring. Slam-frysning, hvor prøven fryses mellem kobberblokke forkølet med flydende nitrogen, minimerer rodskader og prøveforvrængning, der kan opstå ved lynfrysning, mens den stadig minimerer kemiske speciationsændringer. Selv om det stadig er muligt at forvrængning af prøverne, øger muligheden for at opnå en tilfredsstillende prøvebehandling hurtigt og med minimale omkostninger muligheden for at opnå tilfredsstillende prøver og optimere billedtiden. Dataene viser, at denne metode har held til at bevare reducerede arsenarter i risrødder og jordstængler forbundet med jernplader. Denne metode kan anvendes til undersøgelser af forholdet mellem plante og jord i en lang række vådområder, der spænder over koncentrationen, lige fra sporstofcykling til phytoremediationsapplikationer.

Introduction

Rødder og deres rhizosfærer er dynamiske, heterogene og kritisk vigtige for at forstå, hvordan planter opnår mineralske næringsstoffer og forurenende stoffer1,2,3. Rødder er den primære vej, hvormed næringsstoffer (f.eks. fosfor) og forurenende stoffer (f.eks. arsen) bevæger sig fra jord til planter, og forståelsen af denne proces har konsekvenser for fødevaremængden og -kvaliteten, økosystemets funktion og phytoremediation. Rødderne er dog dynamiske i rum- og tidsvækst som reaktion på behovet for erhvervelse af næringsstoffer, og de varierer ofte i funktion, diameter og struktur (f.eks. laterale rødder, utilsigtede rødder, rodhår)2. Heterogenitet af rodsystemer kan studeres på rumlige skalaer fra cellulært til økosystemniveau og på tidsmæssige skalaer fra time til decadal. Således udgør den dynamiske og heterogene karakter af rødder og deres omgivende jord, eller rhizosfære, udfordringer for at fange rhizosfære kemi over tid. På trods af denne udfordring er det vigtigt at studere rødder i deres jordmiljø for at karakterisere dette kritiske forhold mellem plante og jord.

Rhizosfærens kemi i vådområder er særligt udfordrende at undersøge på grund af stejle iltgradienter, der findes fra bulkjord til rødderne, som ændrer sig i rum og tid. Fordi rødder har brug for ilt til at respirere, har vådområder tilpasset sig de lave iltforhold i vådområder jord ved at skabe aerenchyma4,5. Aerenchyma er udhulede kortikale væv, der strækker sig fra skud til rødder, hvilket gør det muligt at sprede luft gennem planten ind i rødderne. Men nogle af denne luft lækker ind i rhizosfæren i mindre suberiserede dele af rødderne især nær laterale rodkryds, mindre modne rodspidser og forlængelseszoner6,7,8,9. Dette radiale ilttab skaber en oxideret zone i rhizosfæren af vådområder planter, der påvirker rhizosfæren (bio-geo) kemi og adskiller sig fra den reducerede bulk jord10,11,12. For at forstå skæbnen og transporten af næringsstoffer og forurenende stoffer i vådområder rhizosfærer og rødder er det afgørende at bevare den kemisk reducerede bulkjord, den oxiderede rhizosfære og rødder af vådområder til analyse. Men fordi bulkjorden indeholder reducerede jordbestanddele, der er iltfølsomme, skal rod- og jordbeskyttelsesmetoder bevare rodstrukturerne og minimere iltfølsomme reaktioner.

Der findes metoder til at fastsætte plantevæv og bevare ultrastrukturen til billeddannelse, men disse metoder kan ikke anvendes på kemisk bevarende rødder, der vokser i vådjord. Til undersøgelser, hvor der kun ønskes elementær distribution i planteceller, dyrkes planter typisk hydroponisk, og rødder kan let fjernes fra opløsningen, fastgøres under højtryksfrysning og frysesubstitution og opdeles til en række billedbehandlingsapplikationer, herunder sekundær ionmassespektrometri (nanoSIMS), elektronmikroskopi og synkrotron røntgenfluorescensanalyse (S-XRF)13, 14,15. For at undersøge Fe plaque på ydersiden af vådområder rødder, disse hydroponiske undersøgelser skal kunstigt fremkalde Fe plaque dannelse i opløsning16, som ikke præcist repræsenterer heterogeniteten af distribution og mineral sammensætning af Fe plaque dannelse og tilhørende elementer in situ17,18,19,20. Der findes metoder til at bevare vådjord og tilhørende mikroorganismer med fryse-coring21, men det er svært at opnå rødder med denne teknik. De nuværende metoder til at visualisere rødder, der vokser i jorden, og deres rhizosfæriske kemi består af to primære måletyper: elementære fluxer og total elementær koncentration (og speciation). Førstnævnte måles typisk ved hjælp af diffusive gradienter i tynde film (DGT)22,23,24, hvor jord placeres i rhizokasser for at understøtte plantevækst i laboratoriemiljøer og labile elementer i jorden diffunderer gennem en gel i et bindende lag. Dette bindingslag kan derefter afbildes for at kvantificere de labile elementer af interesse. Denne teknik kan med succes illustrere forholdet mellem rødder og rhizosfæren24,25,26,27, men artefakter fra rod-afgrænsning kan eksistere ved at dyrke planter i rhizobokse, og oplysninger om roden interiør er ikke fanget med DGT. Sidstnævnte omfatter prøveudtagning af rødder og jordstængler, konservering af prøven og direkte analyse af elementær fordeling på et prøveafsnit. Til denne miljøprøvetagning af vådområdeplanterødder og den omgivende rhizosfære kræves der omhyggelig prøvehåndtering for at undgå artefakter fra prøveforberedelse.

Her beskrives en protokol, der effektivt bevarer rodstrukturer og rhizosfærekemi i vådområder ved slam-frysning og frysetørring. Flash-frysning kan drastisk bremse transformationer af iltfølsomme opløste stoffer, men kan skade rødder og kan forårsage mobilisering, når prøver tørrer ud. Slam-frysning, hvor prøven fryses mellem kobberblokke, forkølet med flydende nitrogen minimerer dog rodskader og prøveforvrængning28. De bevarede prøver er derefter indlejret i en epoxy harpiks, der bevarer Som speciation20,29 og kan skæres og poleres til billeddannelse af rødder i deres rhizosfære jord. Prøverne i denne rapport blev analyseret af S-XRF kemisk speciation imaging efter tynd sektionsopderingning. Der kan dog også anvendes andre billeddannelsesteknikker, herunder laserabporationsfremkaldende koblet plasmamassespektrometri (LA-ICP-MS), partikelinduceret røntgenemission (PIXE), sekundær ionmassespektrometri (SIMS) og laserinduceret nedbrydningsspektroskopi (LIBS) billeddannelse.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Fremstilling af slam-fryseudstyr

  1. Placer to kobberblokke (~5 cm x 5 cm x 15 cm) vandret inde i en ren køler, der er i stand til at holde flydende nitrogen og hæld nok flydende nitrogen til at nedsænke blokkene. Når boblen aftager, skal du placere to afstandsstykke oven på en kobberblok i hver ende.
    BEMÆRK: Afstandshøjden bestemmer højden af den prøve, der skal fryses. I dette eksempel bruges en afstandsstykke på 2 cm til at oprette kuber ca. 3 cm x 3 cm x 2 cm. Mængden af flydende nitrogen afhænger af den køligere størrelse. I dette eksempel bruges ca. 1 L til ca. 5 kuber i serier.
    ADVARSEL: Brug korrekt personlige værnemidler og ventilation som flydende nitrogen er en kryogen og et kvælningsmiddel.
  2. Brug tang og kryogene handsker, stå op den anden kobber blok på enden, for at gøre hentning lettere, når prøven er på plads.

2. Prøve indsamling og slam-frysning

  1. Ekstrakt den ønskede plante og rhizosfære fra den våde jord ved hjælp af en skovl og sørg for, at det gravede hul er meget større end det ønskede rodvolumen. Placer jorden og plant i en beholder og læg den på en bordplade.
    BEMÆRK: Hele pottejord og plante fra en pot undersøgelse kan også bruges.
  2. Bestem den ønskede jordplacering, hvor rødder skal tages (dvs. dybde og nærhed til skuddet). Skær overskydende jord væk ved hjælp af et stålblad, og pas på ikke at forstyrre jorden i det ønskede område. Når det ønskede område er nået, skal du skære en rod "terning" ca. 3 cm x 3 cm x 2 cm og straks placere terningen mellem de to afstandsstykke på den vandrette kobberblok. Brug kryogene handsker, afhente den lodrette kobber blok og læg den på toppen af afstandsstykket til slam-fryse rhizosfæren terningen.
  3. Efter boblende aftager (~ 5 min), hente slam-frosne rhizosfære terning fra kobber blokke og wrap inde i en formærket aluminiumsfolie firkant. Marker blokkens retning på folien, hvis det ønskes. Der anbringes i en anden beholder med flydende nitrogen, indtil den opbevares i en fryser på -80 °C.
  4. Gentag efter behov for at hente det ønskede antal rodkuber fra feltwebstedet eller eksperimentet. Sørg for, at begge kobberblokke får tid til at køle af mellem prøverne.

3. Frysetørring og indlejring af rhizosphere terninger

  1. Forbered frysetørreren i overensstemmelse med producentens anvisninger. Sørg for, at det har fået det korrekte vakuumtryk og den korrekte temperatur, inden prøverne fjernes fra fryseren på -80 °C.
  2. Når frysetørreren er klar til at modtage prøver, skal du placere en frossen rhizosfærekube inde i et rent og syrevasket 50 mL rør og dække løst med en ren engangstørring. Fastgør aftørringen med en elastik. Gentag efter behov for at sikre en terning pr. rør.
    BEMÆRK: Hvis prøven er for stor til et rør, kan den placeres direkte i frysetørrerbeholderen ved hjælp af aluminiumsfolien som prøveholder.
  3. Placer rør, der indeholder prøver i frysetørrerbeholdere, og frys dem i flere dage. Den nøjagtige tørretid afhænger af jordegenskaber.
    BEMÆRK: Opbevar tørrede prøver i frysetørreren eller en desikkator for at undgå rehydrering.
  4. Brug en stålklinger til at skære tørrede jordterninger i størrelse, så de passer ind i den ønskede form (f.eks. er 25 mm diameterform ideel til de fleste applikationer). Label hver form, placere jorden terninger i former og placere former inde i et vakuum desiccator.
  5. Forbered epoxy i henhold til producentens anvisninger. Sørg for, at den valgte epoxy ikke er forurenet med og ikke forårsager speciation ændringer af de ønskede elementer 20,29,30.
  6. Brug en dropper til at tilføje epoxy til formularen på den ene side af jorden, indtil den helt dækker prøven. Jorden vil blive mørkere i farve, da epoxyen våder jorden.
    BEMÆRK: Tilsæt epoxyen langsomt, så luften i jorden kan slippe ud.
  7. Når formularerne er fyldt med epoxy, skal du lukke vakuumdesikkatoren og tænde for vakuumet. Afhængigt af mængden af luft fanget i jorden, mere epoxy kan være nødvendigt at tilføje til de former, med jævne mellemrum. Kontroller niveauet af epoxy hver 30-90 min for de første 1-4 timer og tilsæt epoxy efter behov.
  8. Prøven fjernes fra formularen, når epoxyen er hærdet (~5 dage).

4. Skæring og sektion af jordstængler terninger

  1. Skær prøven ved hjælp af en diamantbladspræcisionssav. Skær prøverne på forskellige steder, hvis der ikke opnås rødder i det foregående snit.
  2. Sand de udskårne prøver manuelt med gradvist finere sandpapir (f.eks. 220, 500, 1000 og 1500 grus) på den afskårne side i ~ 30 s.
  3. Udfør overfladebilleddannelse af prøverne ved hjælp af teknikker som LA-ICP-MS.
    BEMÆRK: For at forberede tynde sektioner til S-XRF skal du enten sende prøverne ud til en virksomhed, der er i stand til at forberede de tynde sektioner (enkelt- eller dobbeltsidepolering) eller følge trinene 4.4 - 4.6 som beskrevet nedenfor.
  4. Lim den ønskede prøve side til en kvarts dias ved hjælp af super lim og lad det helbrede natten over.
  5. Brug en tynd sektionsmaskine, skær jorden på rutsjebaner til 2 mm tyk og derefter male til den ønskede tykkelse (typisk 30 μm). Prøveoverfladen kan poleres, hvis det ønskes.
  6. Udfør S-XRF-billedbehandling af sektionerne. Følg de relevante trin på den ønskede synkrotron facilitet og beamline at ansøge om og udnytte billedbehandling tid.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Denne metode gør det muligt at bevare rødder og kemiske arter i rødderne og rhizosfæren af vådområder planter og i bulk jord. I dette arbejde blev metoden brugt til at evaluere as speciation og co-lokalisering med Fe og Mn oxider og plantenæringsstoffer i rhizosfæren af ris (Oryza sativa L.). Ris blev dyrket på RICE Facility ved University of Delaware, hvor 30 rismarker mesocosms (2 m x 2 m, 49 planter hver) bruges til at dyrke ris under forskellige jord- og vandforvaltningsforhold med det formål at sænke As og Cd optagelse i riskorn. Dette eksperiment gav 1470 individuelle planter, hvorfra rhizosfærer kunne udtages i hele vækstsæsonen.

Givet et tilstrækkeligt antal prøver, tynde sektioner var i stand til at fange en række rod morfologier. Figur 1A viser flere roddiametre, der findes i jordmatrixen som tværgående sektioner. Nogle jordbundsafsnit kan dog indeholde få, om nogen, rødder. I dette arbejde blev 63 jordblokke behandlet og skåret en gang på den våde sav for at bestemme, hvilken delmængde af prøver der var egnet til tyndskæring. Af de 63 prøver indeholdt 14 ingen rødder, 31 indeholdt 1-3 rødder og 18 indeholdt mere end 3 rødder. Bemærk, at rødderne kan være til stede i forskellige niveauer af kvalitet. Figur 1B viser en velbevaret rod, en rod forvrænget af frysetørringsprocessen og en rod, der blev trukket ud under den tynde sektionsproces.

Rodtynde sektioner blev analyseret ved hjælp af S-XRF for at kortlægge placeringen af elementer af interesse. Figur 2B viser en tværgående rodsektion med en siderod i langsgående sektion. Figur 2C viser dette rodafsnit analyseret af XRF med et trefarvet plot af Fe, Mn og As. Fe er til stede i jorden og omgiver roden i Fe plak, og Fe plak er også synlig på lyset mikrograf billeder. Mangan er unikt til stede i cortex af lateral roden, men også co-lokaliserer med Fe i nogle områder i Fe plak, optræder som en grøn-blå nuance. Arsen var for det meste til stede i vaskulaturen af lateralroden og fusionerede ind i den primære rods vaskulatur.

Kemisk speciation billeddannelse adskilt de forskellige Som arter af interesse ved at tage gentagne XRF kort ved flere hændelse stråle energier og ved hjælp af lineær kombination passer til standard Som XANES spektre. As speciation-kortene er vist i figur 2D og viser variabilitet i lokaliseringen af As-arter. Figur 2E viser de samme data som et trefarvet område. Den tricolor plot viser arsenit og arsenit glutathion tæt forbundet i vaskulaturen, mens arsen er primært placeret på ydersiden af roden forbundet med Fe plak.

Figure 1
Figur 1 - Tynde risrodssektioner, der viser en række metodologiske resultater i en silty loamjord (skalastænger er 0,5 mm). A)Talrige forskellige tværsnit med roddiameter er tydelige (i hvide bokse). B)Rødder kan blive beskadiget under processen. Roden i den hvide boks er forblevet intakt og cirkulær, mens roden i den orange boks er blevet komprimeret under frysetørringsprocessen. Den røde boks viser, hvor en rod blev trukket ud under den tynde sektionsproces. Klik her for at se en større version af dette tal.

Figure 2
Figur 2 - Tværgående del af en risrod med en langsgående del af en lateral rod i en silty loam jord. A)Jordsektion, der viser flere rodkrydssektioner i hvide bokse. Hvide pile angiver langsgående sektioner. Skalalinjen er 2 mm. B) Jordsektion, der viser roden fra øverste venstre hjørne af panel A. Hvidt rektangel angiver det område, der er afbildet af synkrotronen XRF. Skala bar er 0,5 mm. C) Tricolor XRF billede af arsen (rød), jern (grøn), og mangan (blå). Den maksimale skala af As, Fe og Mn er i forholdet 1:50:2.5. Skalabjælken er 100 μm. D) Arseniske XRF-speciationskort for arsenit glutathion, arsenit og arsen, hvor varmere farver indikerer højere koncentrationer af As. Skalastang er 100 μm. E) Tricolor-plot af As-arter, hvor den maksimale intensitet skaleres til arsenit (rød) = arsenat (grøn) = 0,5 arsenit glutathion (blå). Skalalinjen er 100 μm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dette papir beskriver en protokol til at opnå bevaret bulk jord + rhizosfærer af vådområder planterødder ved hjælp af en slam-frysning teknik, der kan bruges til elementær billeddannelse og / eller kemisk speciation kortlægning.

Der er flere fordele ved denne metode i forhold til eksisterende metoder. For det første giver denne metode mulighed for samtidig undersøgelse af rødder og de omkringliggende rhizosfærer. Der findes i øjeblikket metoder til at bevare og kemisk billedrødder ud af deres jordmiljø ved at vaske jorden væk og bevarerødderne 31,32 eller ved at dyrke planter i kunstige miljøer (f.eks. rhizobokse) og ved hjælp af DGT-metoder til at undersøge rod-jord-interaktioner24,33,34, men uden evnen til at observere selve roden. Den her beskrevne metode giver mulighed for direkte undersøgelse af roden og den omgivende rhizosfærejord på stedet til observation af rod-jord-relationer. En lignende teknik er blevet brugt til at undersøge in situ ris rødder og omkringliggende rhizosfæren, men med kaste prøven i flydende nitrogen11,35,36 snarere end slam-frysning beskrevet her. Jo hurtigere væv er frosset, jo mindre sandsynligt er det, at de danner iskrystaller37. Slam-frysning mellem forkølede kobberblokke køler hurtigt prøven og minimerer derfor dannelsen af iskrystaller og efterfølgende skader på plantevæv, der kan opstå ved lynfrysning ved hjælp af flydende nitrogen ved omgivelsestemperaturer11,38. Ved hjælp af den her beskrevne metode kan der udtages flere prøver fra samme anlæg, flere planter fra et felt og/eller miljøet på relativt kort tid. Når de er opnået, kan mange prøver frysetørres, indlejres i epoxy og skæres med en diamantblad vådsav med minimale omkostninger. Disse prøver kan derefter undersøges med et let mikroskop for at identificere lovende prøver, der kan afbildes direkte (f.eks. En tynd sektion kan fange flere rødder i forskellige størrelser på samme dias, hvilket hjælper med at fange den heterogene rhizosfære og maksimere billedtiden på instrumentet. Denne metode kan også bruges til direkte at observere plante-jord relationer såsom som beslaglæggelse i Fe plaques uden at forstyrre rhizosfæren. Eksisterende metoder til at fremkalde Fe plaque dannelse på vådområder rødder som ris ved hjælp af hydroponiske eksperimenter39,40,41 undlader at fange heterogenitet Fe plak i form af rod dækning og mineral sammensætning, der forekommer i jord-dyrkede planter11,18,20,42,43,44.

For at metoden skal lykkes, er det vigtigt at følge et par vigtige trin. Først skal du sikre dig, at den valgte eksempelplacering og -retning adresserer det ønskede spørgsmål. For det andet skal du bruge en epoxy, der er fri for sporstofforurening og har vist sig at bevare kemisk speciation af As-elementer af interesse20,29,30. For det tredje tilsættes epoxy langsomt, og prøven anbringes i epoxy under vakuum for at lette epoxybegægning af prøven og fjernelse af indesluttet gas. Efter disse trin vil give en høj kvalitet prøve af bulk jord, rhizosfæren, og rødder, der kan bruges til billedanalyse.

Der bør overvejes flere begrænsninger af metoden. For det første kan tørring af den frosne prøve på en frysetørrer forårsage deformation af jorden, hvilket kan påvirke rødderne. Dette vil sandsynligvis være særligt udfordrende i jord med højt lerindhold og dermed tilbøjelighed til sammenbrud som ler tørre. Som eksempel kan nævnes, at der er fremstillet en prøve af risstængler fremstillet af silty ler, og der er synlige revner i jorden, mens den fe-plakbebelagte risrod ikke påvirkes (figur 3).

Figure 3
Figur 3   - Ris rod tynd sektion fra en silty ler uafskallet jord. Talrige revner i jorden er opstået under frysetørring, men disse revner forvrængede ikke den laterale rod langsgående sektion, som er afbildet af det hvide rektangel. Skalalinjen er 0,5 mm. Klik her for at se en større version af dette tal.

Dataene viser, at denne teknik med succes kan opnå mikron-skala information i en silt loam (Figur 2, 3), og det er sandsynligt, at teknikken kan blive en succes i grovere tekstureret jord; Jord med et højere lerindhold kan dog udgøre en udfordring og bør undersøges nærmere. For det andet kan rødder trækkes ud af jorden ved sektionsopderinger. Denne udfordring er ikke enestående for den protokol, der er beskrevet i dette dokument, men bør overvejes. For det tredje kan rødder ikke være til stede i hver jord terning, så mange prøver skal opnås og skæres for at fange rhizosfæren af den ønskede plante. For det fjerde kræver konserveringsmetoden flydende nitrogen, hvilket kan udgøre udfordringer for fjerntliggende feltundersøgelser. Her er protokollen med succes blevet brugt i marken, som var mindre end 2 miles fra en flydende nitrogen Dewar. Hvis der imidlertid ikke er flydende nitrogen til rådighed inden for en kort køretur fra et fjerntliggende feltsted, er der flere muligheder for at få prøven. Dette omfatter brug af en anden kilde til at afkøle kobberblokkene eller udgravning af hele anlægget og den omgivende jord med en stor PVC-ring, placering af dette i gas uigennemtrængeligt materiale og transport til nærmeste flydende nitrogenkilde til konservering. Til dette er det vigtigt at sikre, at planteskuddet ikke skæres fra sine rødder, før rhizosfæren udtages. Hvis det er nødvendigt, kan prøven også sættes under køling og sendes natten over til laboratoriet for at bevare den. Når sektionerne er modtaget i laboratoriet, kan de derefter bevares ved hjælp af flydende nitrogenkølede kobberblokke. Endelig er speciationsændringer mulige med enhver konserveringsmetode for vådjord og jordstængler. For at undgå dette skal prøverne udtages og slamfryses hurtigt, eller der skal træffes andre foranstaltninger som ovenfor for at undgå udsættelse for ilt. Kanterne af frysetørrede prøver kan derefter barberes for at undgå kanter, der kan have haft højere eksponering for ilt. Bevarelsen af reducerede arsenarter i rod- og rhizosfæren prøverne her (Figur 1D, E) og i tidligere arbejde28 tyder på, at denne slam-fryseteknik er i stand til at bevare iltfølsomme kemiske arter, hvis den udføres omhyggeligt.

Denne metode kan bruges til at løse flere centrale spørgsmål i rhizosfæren videnskab. Disse omfatter applikationer relateret til at studere næringsstoffer og forurenende interaktioner i rhizosfæren, der kan omfatte interaktioner af forurenende stoffer og næringsstoffer med Fe eller Mn plaques. Metoden giver mulighed for undersøgelse af tidsmæssige og rumlige heterogenitet af plante-jord relationer og undersøgelse af, hvordan rod morfologier interagerer med elementer i rhizosfæren in situ. Det kan bruges i applikationer relateret til fødevaresikkerhed, såsom i forståelsen arsen optagelse af ris, næringsstof dynamik i rhizosfæren, eller applikationer i forbindelse med fytoremedering såsom metal (loid) optagelse i vådområder planter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har intet at afsløre.

Acknowledgments

Forfatterne anerkender et fælles frøtilskud til Seyfferth og Tappero for at støtte samarbejdet mellem University of Delaware og Brookhaven National Laboratory. Dele af denne forskning brugte XFM (4-BM) Beamline af National Synchrotron Light Source II, en U.S. Department of Energy (DOE) Office of Science User Facility drives for DOE Office of Science af Brookhaven National Laboratory under kontrakt nr. DE-SC0012704.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Copper blocks McMaster Carr 89275K42
Diamond blade Buehler 15 LC, 102 mm x 0.3 mm operation speed: 225 rpm
Epoxy forms Struers 40300085 FixiForm
Epoxy Epotek 301-2FL
Superglue Loctite 404
Thin sectioning machine Buehler PetroThin
Wet saw Buehler IsoMet 1000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3 (2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Tags

Miljøvidenskab Problem 168 Slam-frysning frysetørring speciation kortlægning X-ray fluorescens LA-ICP-MS rod plak
En metode til at bevare vådområder Rødder og Rhizosphers for Elemental Imaging
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A.,… More

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A., Tappero, R. A Method to Preserve Wetland Roots and Rhizospheres for Elemental Imaging. J. Vis. Exp. (168), e62227, doi:10.3791/62227 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter