Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En metode for å bevare våtmarksrøtter og rhizosfærer for elementær avbildning

Published: February 15, 2021 doi: 10.3791/62227
Automatic Translation
1, 1, 2
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

Summary

Vi beskriver en protokoll for å prøve, bevare og seksjon intakte røtter og den omkringliggende rhizosfæren jord fra våtmarksmiljøer ved hjelp av ris (Oryza sativa L.) som modellart. Når prøven er bevart, kan den analyseres ved hjelp av elementære avbildningsteknikker, for eksempel synkrotron røntgenfluorescens (XRF) kjemisk spesieringsavbildning.

Abstract

Røtter samhandler mye med jordmiljøet, men det er utfordrende å visualisere slike interaksjoner mellom røtter og den omkringliggende rhizosfæren. Rhizosfærens kjemi av våtmarksplanter er spesielt utfordrende å fange på grunn av bratte oksygengradienter fra røttene til bulkjorden. Her beskrives en protokoll som effektivt bevarer rotstruktur og rhizosfærekjemi av våtmarksplanter gjennom slamfrysing og frysetørking. Slam-frysing, hvor prøven er frosset mellom kobberblokker forhåndskjølt med flytende nitrogen, minimerer rotskader og prøveforvrengning som kan oppstå med flash-frysing mens du fortsatt minimerer kjemiske spesieringsendringer. Selv om prøveforvrengning fortsatt er mulig, øker muligheten til å få flere prøver raskt og med minimal kostnad potensialet for å oppnå tilfredsstillende prøver og optimalisere bildetiden. Dataene viser at denne metoden lykkes i å bevare reduserte arsenarter i risrøtter og rhizosfærer forbundet med jernplakk. Denne metoden kan vedtas for studier av plantejordforhold i et bredt spekter av våtmarksmiljøer som spenner over konsentrasjonsområder fra sporelementsykling til fytoremedieringsapplikasjoner.

Introduction

Røtter og deres rhizosfærer er dynamiske, heterogene og kritisk viktige for å forstå hvordan planter får mineralske næringsstoffer og forurensninger1,2,3. Røtter er den primære veien hvor næringsstoffer (f.eks. fosfor) og forurensninger (f.eks. arsen) beveger seg fra jord til planter og dermed forstår at denne prosessen har implikasjoner for matmengde og kvalitet, økosystemfunksjon og fytoremediering. Imidlertid er røtter dynamiske i rommet og tiden vokser som svar på næringsanskaffelsesbehov, og de varierer ofte i funksjon, diameter og struktur (f.eks. laterale røtter, eventyrlige røtter, rothår)2. Heterogenitet av rotsystemer kan studeres på romlige skalaer fra cellulært til økosystemnivå og på tidsskalaer fra time til decadal. Dermed gir den dynamiske og heterogene naturen til røtter og deres omkringliggende jord, eller rhizosfære, utfordringer for å fange rhizosfærekjemi over tid. Til tross for denne utfordringen er det viktig å studere røtter i jordmiljøet for å karakterisere dette kritiske plantejordforholdet.

Rhizosfærens kjemi av våtmarksplanter er spesielt utfordrende å undersøke på grunn av bratte oksygengradienter som eksisterer fra bulkjord til røttene, som endres i rom og tid. Fordi røtter trenger oksygen for å puste, har våtmarksplanter tilpasset seg de lave oksygenforholdene til våtmarksjord ved å skape aerenchyma4,5. Aerenchyma er uthulet kortikale vev som strekker seg fra skudd til røtter, slik at diffusjon av luft gjennom planten inn i røttene. Noen av disse luftlekkasjene lekker imidlertid inn i rhizosfæren i mindre suberiserte deler av røttene, spesielt i nærheten av laterale rotkryss, mindre modne rotspisser og forlengelsessoner6,7,8,9. Dette radiale oksygentapet skaper en oksidert sone i rhizosfæren av våtmarksplanter som påvirker rhizosfære (bio-geo)kjemi og skiller seg fra den redusertebulkjorden 10,11,12. For å forstå skjebnen og transporten av næringsstoffer og forurensninger i våtmarks rhizosfærer og røtter, er det viktig å bevare kjemisk redusert bulkjord, oksidert rhizosfære og røtter av våtmarksplanter for analyse. Men fordi bulkjorden inneholder reduserte jordbestanddeler som er oksygenfølsomme, må rot- og jordbevaringsmetoder bevare rotstrukturer og minimere oksygenfølsomme reaksjoner.

Metoder eksisterer for å fikse plantevev og bevare ultrastruktur for avbildning, men disse metodene kan ikke brukes til kjemisk bevare røtter som vokser i våtmarksjord. For undersøkelser der bare elementær fordeling i planteceller er ønsket, dyrkes planter vanligvis hydroponisk, og røtter kan enkelt fjernes fra løsningen, festes under høytrykksfrysing og fryseerstatning og seksjoneres for en rekke bildebehandlingsapplikasjoner, inkludert høyoppløselig sekundær ionmassespektrometri (nanoSIMS), elektronmikroskopi og synkrotron røntgenfluorescens (S-XRF) analyse13, 14,15. For å undersøke Fe plakk på utsiden av våtmarksrøtter, må disse hydroponiske studiene kunstig indusere Fe plakkdannelse i løsning16, som ikke nøyaktig representerer heterogeniteten til fordelingen og mineralsammensetningen av Fe plakkdannelse og tilhørende elementer in situ17,18,19,20. Metoder eksisterer for å bevare våtmarksjord og tilhørende mikroorganismer med fryse-coring21, men det er vanskelig å få røtter med denne teknikken. Nåværende metoder for å visualisere røtter som vokser i jord og deres rhizosfæriske kjemi består av to primære måletyper: elementære fluxer og total elementær konsentrasjon (og spesiering). Førstnevnte måles vanligvis ved hjelp av diffusive gradienter i tynne filmer (DGT)22,23,24, der jord plasseres i rhizobokser for å støtte plantevekst i et laboratorium og labile elementer i jorda diffuse gjennom en gel i et bindende lag. Dette bindingslaget kan deretter avbildes for å kvantifisere de labile elementene av interesse. Denne teknikken kan med hell illustrere sammenhenger mellom røtter og rhizosfæren24,25,26,27, men gjenstander fra rotbegrensende kan eksistere ved å dyrke planter i rhizobokser, og informasjon om rotinteriøret er ikke fanget med DGT. Sistnevnte innebærer prøvetaking av røttene og rhizosfæren, bevaring av prøven og direkte analyse av elementær fordeling på en prøveseksjon. For denne miljøprøvetakingen av våtmarksplanterøtter og deres omkringliggende rhizosfære er det nødvendig med forsiktig prøvehåndtering for å unngå gjenstander fra prøvepreparering.

Her beskrives en protokoll som effektivt bevarer rotstrukturer og rhizosfærekjemi av våtmarksplanter ved slamfrysing og frysetørking. Flash-frysing kan drastisk redusere transformasjoner av oksygenfølsomme løsemidler, men kan skade røtter og kan forårsake mobilisering når prøver tørker ut. Slamfrysing der prøven er frosset mellom kobberblokker forhåndskjølt med flytende nitrogen minimerer imidlertid rotskader og prøveforvrengning28. De bevarte prøvene bygges deretter inn i en epoksyharpiks som bevarer Som spesiering20,29 og kan kuttes og poleres for avbildning av røtter i rhizosfæren. Prøvene i denne rapporten ble analysert av S-XRF kjemisk spesieringsavbildning etter tynn seksjonering. Imidlertid kan andre avbildningsteknikker også brukes, inkludert laserablasjonsinduktivt koblet plasmamassespektrometri (LA-ICP-MS), partikkelindusert røntgenutslipp (PIXE), sekundær ionmassespektrometri (SIMS) og laserindusert sammenbruddsspektroskopi (LIBS) bildebehandling.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Tilberedning av slamfrysende utstyr

  1. Plasser to kobberblokker (~ 5 cm x 5 cm x 15 cm) horisontalt inne i en ren kjøler som er i stand til å holde flytende nitrogen og hell nok flytende nitrogen til å nedsenke blokkene. Når boblen avtar, plasser to avstandsstykker på toppen av en kobberblokk i hver ende.
    MERK: Avstandshøyden bestemmer høyden på prøven som skal fryses; I dette eksemplet brukes en avstandsstykke på 2 cm til å lage kuber ca. 3 cm x 3 cm x 2 cm. Volumet av flytende nitrogen vil avhenge av kjølerstørrelsen. I dette eksemplet brukes ca. 1 L for ca. 5 kuber i serier.
    FORSIKTIG: Bruk riktig personlig verneutstyr og ventilasjon da flytende nitrogen er et kryoogen og et kvelningsmiddel.
  2. Bruk tang og kryogene hansker, stå opp den andre kobberblokken på enden, for å gjøre gjenfinning enklere når prøven er på plass.

2. Prøvetaking og slamfrysing

  1. Trekk ut ønsket plante og rhizosfære fra den våte jorda ved hjelp av en spade og sørg for at gravhullet er mye større enn ønsket rotvolum. Plasser jorda og planten i en beholder og legg den på en benkeplate.
    MERK: Hele pottejord og plante fra en pottestudie kan også brukes.
  2. Bestem ønsket jordplassering der røttene skal tas (dvs. dybde og nærhet til skytingen). Klipp bort overflødig jord ved hjelp av et stålblad, pass på at du ikke forstyrrer jord i ønsket område. Når ønsket område er nådd, kutt en rot "kube" ca 3 cm x 3 cm x 2 cm og plasser umiddelbart kuben mellom de to avstandsstykkene på den horisontale kobberblokken. Bruk kryogene hansker, plukk opp den vertikale kobberblokken og legg den på toppen av avstandsstykkene for å slamfryse rhizosfæren.
  3. Etter boblende avtar (~ 5 min), hent den slamfryste rhizosphere kuben fra kobberblokkene og pakk innsiden av en forhåndsmerket aluminiumsfolie firkant. Merk om ønskelig retningen på blokken på folien. Plasser i en annen beholder med flytende nitrogen til det oppbevars i en -80 °C fryser.
  4. Gjenta etter behov for å få ønsket antall rotkuber fra feltområdet eller eksperimentet. Sørg for at begge kobberblokkene får tid til å avkjøles mellom prøvene.

3. Frysetørking og innbygging av rhizosphere kuber

  1. Klargjør frysetørkeren i henhold til produsentens anvisninger. Pass på at den har fått riktig vakuumtrykk og temperatur før du fjerner prøver fra -80 °C-fryseren.
  2. Når frysetørkeren er klar til å motta prøver, plasser en frossen rhizosfærekube inne i et rent og syrevasket 50 ml rør og dekk løst med en ren engangsserviett. Fest tørken med et gummibånd. Gjenta etter behov for å sikre en kube per rør.
    MERK: Hvis prøven er for stor for et rør, kan den plasseres direkte i frysetørkebeholderen ved hjelp av aluminiumsfolien som prøveholder.
  3. Plasser rør som inneholder prøver i frysetørkerbeholdere og frys tørt i flere dager. Den nøyaktige tørketiden vil avhenge av jordegenskaper.
    MERK: Oppbevar tørkede prøver i frysetørkeren eller en tørkeapparat for å unngå rehydrering.
  4. Bruk et stålblad til å kutte tørkede jordbiter i størrelse slik at de passer inn i ønsket form (f.eks. 25 mm diameterform er ideell for de fleste bruksområder). Merk hvert skjema, plasser jordbitene i formene og plasser skjemaene inne i en vakuumdesiccator.
  5. Forbered epoksy i henhold til produsentens instruksjoner. Forsikre deg om at den valgte epoksy ikke er forurenset med og ikke forårsaker spesieringsendringer av ønskede elementer 20,29,30.
  6. Bruk en dropper for å legge epoksy til skjemaet på den ene siden av jorda, til den helt dekker prøven. Jorden vil mørke i farge når epoksyen fukter jorda.
    MERK: Tilsett epoksyen langsomt slik at luften i jorda slipper ut.
  7. Når formene er fylt med epoksy, lukker du vakuumdesiccatoren og slår på vakuumet. Avhengig av mengden luft som er fanget i jorda, kan det hende at mer epoksy må legges til skjemaene med jevne mellomrom. Kontroller nivået av epoksy hver 30-90 min for de første 1-4 timer og tilsett epoksy etter behov.
  8. Fjern prøven fra skjemaet når epoksyet er herdet (~5 dager).

4. Kutting og seksjonering av rhizosfærens kuber

  1. Klipp prøven med en diamantbladpresisjon våt sag. Klipp prøvene på forskjellige steder hvis ingen røtter er oppnådd i forrige kutt.
  2. Slip kuttprøvene manuelt med gradvis finere sandpapir (f.eks. 220, 500, 1000 og 1500 grit) på kuttesiden i ca. 30 s.
  3. Utfør overflateavbildning av prøvene ved hjelp av teknikker som LA-ICP-MS.
    MERK: For å klargjøre tynne seksjoner for S-XRF, send enten prøvene ut til et selskap som er i stand til å forberede de tynne seksjonene (enkelt- eller dobbeltsidig polering) eller følg trinnene 4.4 - 4.6 som beskrevet nedenfor.
  4. Lim ønsket prøveside til en kvartssklie ved hjelp av superlim og la det kurere over natten.
  5. Bruk en tynn seksjoneringsmaskin, kutt jord på lysbilder til 2 mm tykk og slip deretter til ønsket tykkelse (vanligvis 30 μm). Prøveoverflaten kan poleres om ønskelig.
  6. Utfør S-XRF-avbildning av inndelingene. Følg de aktuelle trinnene ved ønsket synkrotronanlegg og strålelinje for å søke om og bruke bildetid.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Denne metoden gjør det mulig å bevare røtter og kjemiske arter i røttene og rhizosfæren av våtmarksplanter og inn i bulkjorden. I dette arbeidet ble metoden brukt til å evaluere Som spesiering og samlokalisering med Fe og Mn oksider og plante næringsstoffer i rhizosfæren av ris (Oryza sativa L.). Ris ble dyrket ved RICE Facility ved University of Delaware hvor 30 rismark mesocosmer (2 m x 2 m, 49 planter hver) brukes til å dyrke ris under ulike jord- og vannforvaltningsforhold med sikte på å senke As og Cd-opptak i riskorn. Dette eksperimentet ga 1470 individuelle planter hvorfra rhizosfærer kunne prøves gjennom hele vekstsesongen.

Gitt et tilstrekkelig antall prøver, var tynne seksjoner i stand til å fange en rekke rotmorfologier. Figur 1A viser flere rotdiametre som finnes i jordmatrisen som tverrgående seksjoner. Noen jordseksjoner kan imidlertid inneholde få, om noen, røtter. I dette arbeidet ble 63 jordblokker behandlet og kuttet en gang på den våte sagen for å bestemme hvilken undergruppe av prøver som var egnet for tynn seksjonering. Av de 63 prøvene inneholdt 14 ingen røtter, 31 inneholdt 1-3 røtter og 18 inneholdt mer enn 3 røtter. Vær oppmerksom på at røttene kan være til stede i forskjellige kvalitetsnivåer. Figur 1B viser en godt bevart rot, en rot forvrengt av frysetørkingsprosessen og en rot som ble trukket ut under tynnseksjonsprosessen.

Rottynne seksjoner ble analysert ved hjelp av S-XRF for å kartlegge plasseringen av elementer av interesse. Figur 2B viser en rot tverrgående seksjon med en lateral rot i langsgående seksjon. Figur 2C viser denne rotdelen analysert av XRF med en tricolor-tomt av Fe, Mn og As. Fe er til stede i jorda og omgir roten i Fe plakett, og Fe plakett er også synlig på lysmikrografbilder. Mangan er unikt til stede i cortex av lateralroten, men samlokaliserer også med Fe i noen områder i Fe-plaketten, som vises som en grønnblå nyanse. Arsenikk var for det meste til stede i vaskulaturen av lateralroten, fusjonerte inn i vaskulaturen til primærroten.

Kjemisk spesieringsavbildning skilte de ulike As-artene av interesse ved å ta gjentatte XRF-kart ved flere hendelsesstråleenergier og bruke lineær kombinasjonsmontering til standard As XANES-spektra. As-spesieringskartene er vist i figur 2D og viser variasjon i lokaliseringen av As-arter. Figur 2E viser de samme dataene som en tricolor-tegning. Tricolor tomten viser arsenitt og arsenitt glutathione nært forbundet i vaskulaturen, mens arsenat er primært plassert på utsiden av roten forbundet med Fe plakk.

Figure 1
Figur 1 - Risrottynne seksjoner som viser en rekke metodologiske utfall i en silty loam jord (skalastenger er 0,5 mm). A) Tallrike forskjellige tverrsnitt med rotdiameter er tydelige (i hvite bokser). B) Røttene kan bli skadet under prosessen. Roten i den hvite boksen har forblitt intakt og sirkulær, mens roten i den oransje boksen har blitt komprimert under frysetørkingsprosessen. Den røde boksen viser hvor en rot ble trukket ut under den tynne seksjoneringsprosessen. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Figure 2
Figur 2 - Tverrgående del av en risrot med en langsgående del av en lateral rot i en silty loam jord. A) Jorddel som viser flere rot tverrgående seksjoner i hvite bokser. Hvite piler angir langsgående inndelinger. Skalalinjen er 2 mm. B) Jorddel som viser rot fra øvre venstre hjørne av panel A. Hvitt rektangel angir område avbildet av synkrotron XRF. Skalalinjen er 0,5 mm. C) Tricolor XRF-bilde av arsen (rød), jern (grønn) og mangan (blå). Maksimal skala for As, Fe og Mn er i forholdet 1:50:2.5. Skalalinjen er 100 μm. D) Arsen XRF spesiering kart for arsenitt glutathione, arsenitt og arsenat, hvor varmere farger indikerer høyere konsentrasjoner av As. Skala bar er 100 μm. E) Tricolor tomt av As arter, hvor maksimal intensitet er skalert til arsenitt (rød) = arsenate (grønn) = 0,5 arsenitt glutathione (blå). Skalalinjen er 100 μm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Dette dokumentet beskriver en protokoll for å oppnå bevart bulkjord + rhizosfærer av våtmarksplanterøtter ved hjelp av en slamfrysende teknikk som kan brukes til elementær avbildning og / eller kjemisk spesieringskartlegging.

Det er flere fordeler med denne metoden i forhold til eksisterende metoder. For det første tillater denne metoden samtidig undersøkelse av røtter og de omkringliggende rhizosfærene. Metoder eksisterer for tiden for å bevare og kjemisk bilde røtter ut av jordmiljøet ved å vaske bort jorda og bevare røtter31,32 eller ved å dyrke planter i kunstige miljøer (f.eks. rhizoboxes) og bruke DGT-metoder for å undersøke rotjordinteraksjoner24,33,34, men uten evnen til å observere roten selv. Metoden beskrevet her tillater direkte undersøkelse av roten og omkringliggende rhizosphere jord in situ for observasjon av rotjordforhold. En lignende teknikk har blitt brukt til å undersøke in situ risrøtter og omkringliggende rhizosfære, men med å kaste prøven i flytende nitrogen11,35,36 i stedet for slam-frysing beskrevet her. Jo raskere vev er frosset, jo mindre sannsynlig er det at de danner iskrystaller37. Slamfrysing mellom forkjølte kobberblokker kjøler raskt ned prøven og minimerer derfor dannelsen av iskrystaller og påfølgende plantevevsskader som kan oppstå ved flash-frysing ved hjelp av flytende nitrogen ved omgivelsestemperaturer11,38. Ved hjelp av metoden som er beskrevet her, kan flere prøver tas fra samme anlegg, flere planter fra et felt og / eller miljøet på relativt kort tid. Når de er oppnådd, kan mange prøver frysetørkes, bygges inn i epoksy og kuttes med en diamantblad våt sag med minimal kostnad. Disse prøvene kan deretter undersøkes med et lett mikroskop for å identifisere lovende prøver som kan avbildes direkte (f.eks. LA-ICP-MS) eller behandles videre for tynn seksjonering og sXRF-avbildning. En tynn seksjon kan fange flere røtter av forskjellige størrelser på samme lysbilde, noe som bidrar til å fange den heterogene rhizosfæren og maksimere bildetiden på instrumentet. Denne metoden kan også brukes til å direkte observere plantejordforhold som som beslagleggelse i Fe-plakk uten å forstyrre rhizosfæren. Eksisterende metoder for å indusere Fe plakkdannelse på våtmarksrøtter som ris ved hjelp av hydroponiske eksperimenter39,40,41 klarer ikke å fange heterogeniteten til Fe-plakk når det gjelder rotdekning og mineralsammensetning som forekommer i jorddyrkede planter11,18,20,42,43,44.

For at metoden skal lykkes, er det viktig å følge noen viktige trinn. Først må du sørge for at den valgte prøveplasseringen og retningen adresserer det ønskede spørsmålet. For det andre, bruk en epoksy som er fri for sporelementforurensning og har vist seg å bevare kjemisk spesiering av Som elementer av interesse20,29,30. For det tredje, tilsett epoksy sakte og legg prøven i epoksy under vakuum for å lette epoksy fukting av prøven og fjerning av fanget gass. Å følge disse trinnene vil gi en høykvalitetsprøve av bulkjord, rhizosfære og røtter som kan brukes til bildeanalyse.

Flere begrensninger i metoden bør vurderes. For det første kan tørking av den frosne prøven på en frysetørker forårsake deformasjon av jorda, noe som kan påvirke røttene. Dette vil sannsynligvis være spesielt utfordrende i jord med høyt leireinnhold og dermed tilbøyelighet til å kollapse når leire tørker. Som et eksempel ble en ris rhizosfæreprøve hentet fra en silty leire tilberedt og sprekker i jorda er tydelig, mens Fe-plakkbelagt risrot er upåvirket (Figur 3).

Figure 3
Figur 3   - Risrot tynn del fra en silty leire paddy jord. Tallrike sprekker i jorda har skjedd under frysetørking, men disse sprekkene forvrengte ikke den laterale roten langsgående seksjon, som er avbildet av det hvite rektangelet. Skalalinjen er 0,5 mm. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Dataene viser at denne teknikken med hell kan få mikronskala informasjon i en silt loam (Figur 2, 3), og det er sannsynlig at teknikken kan lykkes i grovere teksturerte jordarter; Jord med høyere leireinnhold kan imidlertid by på utfordringer og bør undersøkes nærmere. For det andre kan røtter trekkes ut av jorda ved seksjonering. Denne utfordringen er ikke unik for protokollen som er beskrevet i denne artikkelen, men bør vurderes. For det tredje kan røtter ikke være til stede i hver jordkube, så mange prøver må oppnås og kuttes for å fange rhizosfæren til ønsket plante. For det fjerde krever bevaringsmetoden flytende nitrogen, noe som kan by på utfordringer for fjernfeltstudier. Her har protokollen blitt brukt i feltet, som var mindre enn 3 km fra et flytende nitrogen Dewar. Men hvis flytende nitrogen ikke er tilgjengelig innen en kort kjøretur fra et eksternt feltsted, finnes det flere alternativer for å få prøven. Dette inkluderer å bruke en annen kilde til å avkjøle kobberblokkene eller grave ut hele planten og omkringliggende jord med en stor PVC-ring, plassere dette i gass-ugjennomtrengelig materiale og transportere til nærmeste flytende nitrogenkilde for bevaring. For dette er det viktig å sikre at planteskuddet ikke kuttes fra røttene før du får rhizosfæren. Om nødvendig kan prøven også plasseres under kjøling og sendes over natten til laboratoriet for bevaring. Når de er mottatt i laboratoriet, kan seksjoner deretter bevares ved hjelp av flytende nitrogenkjølte kobberblokker. Til slutt er spesieringsendringer mulig med noen bevaringsmetode for våtmarksjord og rhizosfærer. For å unngå dette må prøver oppnås og slamfrossen raskt eller andre tiltak som er tatt som ovenfor for å unngå eksponering for oksygen. Kantene på frysetørkede prøver kan deretter barbernes for å unngå kanter som kan ha hatt høyere eksponering for oksygen. Bevaring av reduserte arsenarter i rot- og rhizosfærens prøver her (Figur 1D, E) og i tidligere arbeid28 antyder at denne slamfrysende teknikken er i stand til å bevare oksygenfølsomme kjemiske arter hvis den utføres nøye.

Denne metoden kan brukes til å ta opp flere viktige spørsmål i rhizosphere vitenskap. Disse inkluderer anvendelser relatert til å studere nærings- og forurensningsinteraksjoner i rhizosfæren som kan omfatte interaksjoner mellom forurensninger og næringsstoffer med Fe- eller Mn-plakk. Metoden gjør det mulig å studere tidsmessig og romlig heterogenitet av plantejordforhold og undersøkelse av hvordan rotmorfologier samhandler med elementer i rhizosfæren in situ. Den kan brukes i applikasjoner relatert til matsikkerhet som for eksempel for å forstå arsenopptak av ris, næringsdynamikk i rhizosfæren, eller applikasjoner relatert til fytoremedasjon som metall (loid) opptak i våtmarksplanter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingenting å avsløre.

Acknowledgments

Forfatterne anerkjenner et felles frøstipend til Seyfferth og Tappero for å støtte samarbeidet mellom University of Delaware og Brookhaven National Laboratory. Deler av denne forskningen brukte XFM (4-BM) Beamline fra National Synchrotron Light Source II, et amerikansk institutt for energi (DOE) Office of Science User Facility som drives for DOE Office of Science av Brookhaven National Laboratory under Contract No. DE-SC0012704.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Copper blocks McMaster Carr 89275K42
Diamond blade Buehler 15 LC, 102 mm x 0.3 mm operation speed: 225 rpm
Epoxy forms Struers 40300085 FixiForm
Epoxy Epotek 301-2FL
Superglue Loctite 404
Thin sectioning machine Buehler PetroThin
Wet saw Buehler IsoMet 1000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3 (2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Tags

Miljøvitenskap Utgave 168 Slam-frysing frysetørking spesieringskartlegging røntgenfluorescens LA-ICP-MS rotplakk
En metode for å bevare våtmarksrøtter og rhizosfærer for elementær avbildning
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A.,… More

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A., Tappero, R. A Method to Preserve Wetland Roots and Rhizospheres for Elemental Imaging. J. Vis. Exp. (168), e62227, doi:10.3791/62227 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter