Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

Метод сохранения корней водно-болотных угодий и ризосфер для элементной визуализации

Published: February 15, 2021 doi: 10.3791/62227
Automatic Translation
1, 1, 2
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

Summary

Мы описываем протокол отбора проб, сохранения и секционного истечения неповрежденных корней и окружающей ризосферной почвы из водно-болотных угодий с использованиемриса (Oryza sativa L.) в качестве модельного вида. После сохранения образец может быть проанализирован с использованием методов элементной визуализации, таких как синхротронная рентгеновская флуоресцентная (XRF) химическая визуализация видообразования.

Abstract

Корни широко взаимодействуют со своей почвенной средой, но визуализация таких взаимодействий между корнями и окружающей ризосферой является сложной задачей. Химию ризосферы водно-болотных растений особенно сложно уловить из-за крутых градиентов кислорода от корней до объемной почвы. Здесь описан протокол, который эффективно сохраняет корневую структуру и химию ризосферы водно-болотных растений путем замораживания и сублимационной сушки. Слэм-замораживание, когда образец замораживается между медными блоками, предварительно охлажденными жидким азотом, сводит к минимуму повреждение корней и искажение образца, которые могут произойти при мгновенном замораживании, в то же время сводя к минимуму изменения химического видообразования. Хотя искажение образца все еще возможно, возможность получения нескольких образцов быстро и с минимальными затратами увеличивает потенциал для получения удовлетворительных образцов и оптимизирует время визуализации. Данные показывают, что этот метод является успешным в сохранении восстановленных видов мышьяка в корнях риса и ризосферах, связанных с железными бляшками. Этот метод может быть использован для исследований отношений между растениями и почвой в широком спектре водно-болотных сред, которые охватывают диапазон концентраций от круговорота микроэлементов до фиторемедиации.

Introduction

Корни и их ризосферы динамичны, неоднородны и критически важны для понимания того, как растения получают минеральные питательные вещества и загрязняющие вещества1,2,3. Корни являются основным путем, по которому питательные вещества (например, фосфор) и загрязняющие вещества (например, мышьяк) перемещаются из почвы в растения, и, таким образом, понимание этого процесса имеет последствия для количества и качества пищи, функционирования экосистем и фиторемедиации. Тем не менее, корни динамичны в пространстве и времени, растущие в ответ на потребности в приобретении питательных веществ, и они часто различаются по функции, диаметру и структуре (например, боковые корни, адвентивные корни, корневые волоски)2. Гетерогенность корневых систем может быть изучена в пространственных масштабах от клеточного до экосистемного уровня и во временных масштабах от ежечасного до десятилетнего. Таким образом, динамическая и гетерогенная природа корней и окружающей их почвы, или ризосферы, создает проблемы для захвата химии ризосферы с течением времени. Несмотря на эту проблему, крайне важно изучить корни в их почвенной среде, чтобы охарактеризовать эту критическую связь между растениями и почвой.

Химию ризосферы водно-болотных растений особенно сложно исследовать из-за крутых градиентов кислорода, которые существуют от объемной почвы до корней, которые изменяются в пространстве и времени. Поскольку корни нуждаются в кислороде для вдыхания, водно-болотные растения адаптировались к условиям низкого содержания кислорода в водно-болотных почвах, создав аэренхиму4,5. Аэренхимы представляют собой полые корковые ткани, которые простираются от побегов до корней, позволяя диффузии воздуха через растение в корни. Однако часть этого воздуха просачивается в ризосферу в менее суберизированных частях корней, особенно вблизи боковых корневых соединений, менее зрелых кончиков корней и зон удлинения6,7,8,9. Эта радиальная потеря кислорода создает окисленную зону в ризосфере водно-болотных растений, которая влияет на химию ризосферы (био-гео) и отличается от восстановленной объемной почвы10,11,12. Чтобы понять судьбу и перенос питательных веществ и загрязняющих веществ в водно-болотных ризосферах и корнях, крайне важно сохранить химически восстановленную объемную почву, окисленную ризосферу и корни водно-болотных растений для анализа. Однако, поскольку объемная почва содержит восстановленные компоненты почвы, чувствительные к кислороду, методы сохранения корней и почвы должны сохранять корневые структуры и сводить к минимуму чувствительные к кислороду реакции.

Существуют методы фиксации растительных тканей и сохранения ультраструктуры для визуализации, но эти методы не могут быть применены для химического сохранения корней, растущих в водно-болотной почве. Для исследований, где желательно только элементарное распределение внутри растительных клеток, растения обычно выращиваются гидропонно, а корни могут быть легко извлечены из раствора, зафиксированы под высоким давлением замораживания и замораживания и разделены для различных приложений визуализации, включая масс-спектрометрию вторичных ионов высокого разрешения (nanoSIMS), электронную микроскопию и синхротронную рентгеновскую флуоресценцию (S-XRF) анализ13, 14,15. Чтобы исследовать Fe-бляшки на внешней стороне водно-болотных корней, эти гидропонные исследования должны искусственно индуцировать образование Fe-бляшек в растворе16,который не точно представляет неоднородность распределения и минерального состава образования Fe-бляшек и связанных с ними элементов in situ17,18,19,20. Существуют методы сохранения водно-болотных угодий и связанных с ними микроорганизмов с замораживанием21,но трудно получить корни с помощью этой техники. Современные методы визуализации корней, растущих в почве, и их химии ризосферы состоят из двух основных типов измерения: элементарных потоков и общей концентрации элементов (и видообразования). Первый обычно измеряют с использованием диффузных градиентов в тонких пленках (DGT)22,23,24,в которых почва помещается в ризобоксы для поддержки роста растений в лабораторных условиях, а лабильные элементы в почве диффундирует через гель в связующий слой. Затем этот связующий слой может быть визуанирован для количественной оценки лабильных элементов, представляющих интерес. Этот метод может успешно проиллюстрировать отношения между корнями и ризосферой24,25,26,27,но артефакты из корневой границы могут существовать при выращивании растений в ризобоксах, а информация о внутренней части корня не захватывается с помощью DGT. Последнее включает в себя отбор проб корней и ризосферы, сохранение образца и непосредственный анализ элементного распределения на участке образца. Для этого экологического отбора проб корней водно-болотных растений и окружающей их ризосферы требуется тщательная обработка образцов, чтобы избежать артефактов от подготовки образцов.

Здесь описан протокол, который эффективно сохраняет корневые структуры и химию ризосферы водно-болотных растений путем замораживания и сублимационной сушки. Мгновенное замораживание может резко замедлить превращение чувствительных к кислороду растворений, но может повредить корни и может вызвать мобилизацию, когда образцы высыхают. Однако захлопывание, когда образец заморожен между медными блоками, предварительно охлажденными жидким азотом, сводит к минимуму повреждение корней и искажение образца28. Сохраненные образцы затем встраиваются в эпоксидную смолу, которая сохраняет as speciation20,29 и может быть разрезана и отполирована для визуализации корней в их ризосферной почве. Образцы в этом отчете были проанализированы с помощью химического видообразования S-XRF после тонкого сечения. Тем не менее, также могут быть использованы другие методы визуализации, включая масс-спектрометрию плазмы с лазерной абляцией индуктивно связанной (LA-ICP-MS), рентгеновское излучение, индуцированное частицами (PIXE), масс-спектрометрию вторичных ионов (SIMS) и лазерную спектроскопию пробоя (LIBS).

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Подготовка оборудования для заморозки

  1. Поместите два медных блока (~ 5 см х 5 см х 15 см) горизонтально внутри чистого охладителя, способного удерживать жидкий азот, и налейте достаточно жидкого азота, чтобы погрузить блоки. Как только пузырьки утихают, поместите две прокладки поверх одного медного блока на каждом конце.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Высота проставки определяет высоту заморажившегося образца; В этом примере используется интервал 2 см для создания кубов приблизительно 3 см x 3 см x 2 см. Объем жидкого азота будет зависеть от размера охладителя. В этом примере используется приблизительно 1 л для приблизительно 5 кубов последовательно.
    ВНИМАНИЕ: Используйте надлежащие средства индивидуальной защиты и вентиляции, так как жидкий азот является криогеном и удушающим средством.
  2. Используя щипцы и криогенные перчатки, встаньте на другой медный блок на его конце, чтобы облегчить извлечение, когда образец находится на месте.

2. Сбор проб и заморозка

  1. Извлеките нужное растение и ризосферу из влажной почвы лопатой и убедитесь, что вырытая яма намного больше желаемого объема корня. Поместите почву и растение в контейнер и поместите его на столешницу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Также можно использовать всю горшечную почву и растение из горшечного исследования.
  2. Определите желаемое место почвы, где должны быть взяты корни (т.е. глубина и близость к побегу). Срежьте лишнюю почву с помощью стального лезвия, позаботясь о том, чтобы не потревожить почву в нужном месте. Когда нужный участок будет достигнут, вырежьте корневой «куб» примерно 3 см х 3 см х 2 см и сразу же поместите куб между двумя распорками на горизонтальный медный блок. Используя криогенные перчатки, возьмите вертикальный медный блок и поместите его поверх распорок, чтобы захлопнуть-заморозить куб ризосферы.
  3. После того, как пузырьки утихнут (~ 5 мин), извлеките замороженный куб ризосферы из медных блоков и заверните внутрь предварительно маркированного квадрата алюминиевой фольги. При желании отметьте ориентацию блока на фольге. Поместите во вторую емкость с жидким азотом до хранения в морозильной камере при -80 °C.
  4. Повторите это по мере необходимости, чтобы получить нужное количество корневых кубов из полевого сайта или эксперимента. Убедитесь, что обоим медным блокам дается время для охлаждения между образцами.

3. Сублимационная сушка и встраивание кубиков ризосферы

  1. Подготовьте сублимационную сушилку в соответствии с инструкциями производителя. Позаботьтесь о том, чтобы он получил надлежащее вакуумное давление и температуру перед удалением образцов из морозильной камеры -80 °C.
  2. Когда сублимационная сушилка будет готова к приему образцов, поместите один замороженный куб ризосферы внутрь чистой и промытой кислотой трубки объемом 50 мл и неплотно накройте чистой одноразовой салфеткой. Закрепите салфетку резинкой. Повторите по мере необходимости, чтобы обеспечить один куб на трубку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если образец слишком велик для трубки, его можно поместить непосредственно в сосуд сублимационной сушилки, используя алюминиевую фольгу в качестве держателя для образцов.
  3. Поместите трубки, содержащие образцы, в сосуды сублимационной сушилки и высушите в течение нескольких дней. Точное время высыхания будет зависеть от свойств почвы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Храните высушенные образцы в сублимационной сушилке или осушителях, чтобы избежать регидратации.
  4. Используйте стальное лезвие для резки высушенных кубиков почвы по размеру, чтобы они вписывались в желаемую форму (например, форма диаметром 25 мм идеально подходит для большинства применений). Маркируйте каждую форму, поместите кубики почвы в формы и поместите формы в вакуумный адсорбатор.
  5. Приготовьте эпоксидную смолу в соответствии с инструкциями производителя. Следите за тем, чтобы выбранная эпоксидная смола не загрязнена и не вызывала изменения видообразования желаемых элементов 20,29,30.
  6. Используйте капельницу, чтобы добавить эпоксидную смолу в форму на одной стороне почвы, пока она полностью не покроет образец. Почва будет темнеть по цвету, так как эпоксидная смола смачивает почву.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Добавляйте эпоксидную смолу медленно, чтобы воздух в почве вышел.
  7. Как только формы будут заполнены эпоксидной смолой, закройте вакуумный адсорбатор и включите вакуум. В зависимости от количества воздуха, захваченного в почве, может потребоваться периодически добавлять больше эпоксидной смолы. Проверяйте уровень эпоксидной смолы каждые 30-90 мин в течение первых 1-4 ч и добавляйте эпоксидную смолу по мере необходимости.
  8. Извлеките образец из формы, как только эпоксидная смола затвердеет (~5 дней).

4. Вырезание и секционирование кубов ризосферы

  1. Отрежьте образец с помощью прецизионной мокрой пилы с алмазным лезвием. Нарежьте образцы в разных местах, если в предыдущем срезе не получены корни.
  2. Вручную отшлифуйте образцы разреза все более мелкой наждачной наждачной наждачной стороне в течение ~30 с.
  3. Выполняйте визуализацию поверхности образцов с использованием таких методов, как LA-ICP-MS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы подготовить тонкие срезы для S-XRF, либо отправьте образцы компании, способной подготовить тонкие срезы (односторонняя или двойная полировка), либо выполните шаги 4.4 - 4.6, как описано ниже.
  4. Приклейте нужную сторону образца к кварцевой горке с помощью суперклея и дайте отверждиться за ночь.
  5. Используя тонкий секционный станок, нарежьте почву на слайдах толщиной до 2 мм, а затем измельчите до желаемой толщины (обычно 30 мкм). При желании поверхность образца может быть отполирована.
  6. Выполните S-XRF визуализацию секций. Выполните соответствующие шаги на требуемом синхротронном объекте и лучевой линии, чтобы подать заявку и использовать время визуализации.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Этот метод позволяет сохранять корни и химические виды в корнях и ризосфере водно-болотных растений и в объемной почве. В данной работе метод был использован для оценки видообразования и совместной локализации с оксидами Fe и Mn и питательными веществами растений в ризосферериса (Oryza sativa L.). Рис был выращен на объекте RICE в Университете штата Делавэр, где 30 рисовых мезокосмов риса (2 м х 2 м, 49 растений каждый) используются для выращивания риса в различных почвенных и водных условиях с целью снижения поглощения As и Cd рисовым зерном. Этот эксперимент предоставил 1470 отдельных растений, из которых ризосферы могли быть отобраны в течение всего вегетационного периода.

Учитывая достаточное количество образцов, тонкие срезы смогли уловить различные корневые морфологии. На рисунке 1А показано несколько диаметров корней, присутствующих в почвенной матрице в виде поперечных сечений. Тем не менее, некоторые участки почвы могут содержать мало корней, если таковые вообще есть. В этой работе 63 почвенных блока были обработаны и разрезаны один раз на влажной пиле, чтобы определить, какое подмножество образцов подходит для тонкого сечения. Из 63 образцов 14 не содержали корней, 31 содержал 1-3 корня и 18 содержали более 3 корней. Обратите внимание, что корни могут присутствовать на разных уровнях качества. На рисунке 1B показан хорошо сохранившийся корень, корень, искаженный процессом сублимационной сушки, и корень, который был вырван в процессе тонкого сечения.

Корневые тонкие срезы были проанализированы с использованием S-XRF для отображения местоположения интересующих элементов. На рисунке 2B показано поперечное сечение корня с боковым корнем в продольном сечении. На рисунке 2C показан этот корневой раздел, проанализированный XRF с трехцветным графиком Fe, Mn и As. Fe присутствует в почве и окружает корень в Fe plaque, и Fe plaque также виден на изображениях световой микроснимки. Марганец уникально присутствует в коре бокового корня, но также находится вместе с Fe в некоторых областях в бляшке Fe, появляясь в виде зелено-синего оттенка. Мышьяк в основном присутствовал в сосудистой вазулятуре латерального корня, сливаясь в сосудистую часть первичного корня.

Химическая визуализация видообразования разделила различные виды As, представляющие интерес, путем получения повторяющихся XRF-карт при нескольких энергиях падающего пучка и использования линейной комбинации, подгонки к стандартным спектрам As XANES. Карты видообразования As показаны на рисунке 2D и показывают изменчивость в локализации видов As. На рисунке 2E показаны те же данные, что и на трехцветном графике. На трехцветном графике показаны арсенит и арсенит глутатион, тесно связанные в сосудистой области, в то время как арсенат в основном расположен на внешней стороне корня, связанного с Fe plaque.

Figure 1
Рисунок 1 - Тонкие срезы корня риса, показывающие различные методологические результаты в илистой суглинистой почве (чешуйчатые стержни составляют 0,5 мм). A) Многочисленные различные поперечные сечения корней (в белых коробках). B)Корни могут быть повреждены во время процесса. Корень в белой коробочке остался нетронутым и круглым, в то время как корень в оранжевой коробке был сжат в процессе сублимационной сушки. Красная рамка показывает, где корень был вырван во время процесса тонкого сечения. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Figure 2
Рисунок 2 - Поперечное сечение рисового корня с продольным сечением бокового корня в илистой суглинистой почве. A) Участок почвы, показывающий несколько поперечных участков корней в белых полях. Белыми стрелками обозначены продольные разрезы. Шкала шкалы составляет 2 мм. B) Участок почвы, показывающий корень из верхнего левого угла панели A. Белый прямоугольник обозначает область, изображенную синхротроном XRF. Шкала шкалы составляет 0,5 мм. C) Трехцветное XRF изображение мышьяка (красный), железа (зеленый) и марганца (синий). Максимальная шкала As, Fe и Mn находится в соотношении 1:50:2,5. Шкала бара составляет 100 мкм. D) Карты видообразования мышьяка XRF для арсенита глутатиона, арсенита и арсената, где более теплые цвета указывают на более высокие концентрации As. Шкала бара составляет 100 мкм. E) Трехцветный график вида As, где максимальная интенсивность масштабируется до арсенита (красный) = арсенат (зеленый) = 0,5 арсенита глутатиона (синий). Шкала составляет 100 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

В этой статье описывается протокол получения сохраненной объемной почвы + ризосферы корней водно-болотных растений с использованием метода замораживания шлема, который может быть использован для элементной визуализации и/или картирования химического видообразования.

Существует несколько преимуществ этого метода по сравнению с существующими методами. Во-первых, этот метод позволяет одновременно исследование корней и окружающих ризосфер. В настоящее время существуют методы сохранения и химического изображения корней из их почвенной среды путем смывания почвы и сохранения корней31,32 или путем выращивания растений в искусственных средах (например, ризобоксов) и использования методов DGT для изучения взаимодействий корней и почвы24,33,34, но без возможности наблюдать сам корень. Метод, описанный здесь, позволяет непосредственно исплетнить корневую и окружающую ризосферу почвы in situ для наблюдения за отношениями корней и почв. Аналогичная методика была использована для изучения корней риса in situ и окружающей ризосферы, но с погружением образца в жидкий азот11,35,36, а не с заморозкой, описанной здесь. Чем быстрее замораживаются ткани, тем меньше вероятность того, что они образуют кристаллыльда 37. Захлопывание между предварительно охлажденными медными блоками быстро охлаждает образец и, следовательно, сводит к минимуму образование кристаллов льда и последующее повреждение тканей растений, которые могут произойти при мгновенном замораживании с использованием жидкого азота при температурах окружающей среды11,38. Используя способ, описанный здесь, несколько образцов могут быть взяты из одного и того же растения, нескольких растений с поля и/или окружающей среды за относительно короткий период времени. После получения многие образцы могут быть сублимированы, встроены в эпоксидную смолу и вырезаны с помощью мокрой пилы с алмазным лезвием с минимальными затратами. Затем эти образцы могут быть исследованы с помощью светового микроскопа для идентификации перспективных образцов, которые могут быть непосредственно изображены (например, LA-ICP-MS) или дополнительно обработаны для тонкого сечения и визуализации sXRF. Один тонкий срез может захватывать несколько корней различных размеров на одном слайде, что помогает захватить гетерогенную ризосферу и максимизировать время визуализации на инструменте. Этот метод также может быть использован для непосредственного наблюдения за отношениями между растением и почвой, такими как секвестрация As в Fe-бляшках, не нарушая ризосферу. Существующие методы индуцирования образования Fe-бляшек на водно-болотных корнях, таких какрис,с использованием гидропонных экспериментов39,40,41 не смогли уловить неоднородность Fe-бляшки с точки зрения корневого покрова и минерального состава, которая встречается в выращенных в почве растениях11, 18,20,42,43,44.

Чтобы метод был успешным, важно выполнить несколько ключевых шагов. Во-первых, убедитесь, что выбранное местоположение и ориентация образца отвечают на нужный вопрос. Во-вторых, используйте эпоксидную смолу, которая не содержит загрязнения микроэлементами и, как было показано, сохраняет химическое видообразование элементов, представляющих интерес20,29,30. В-третьих, медленно добавляйте эпоксидную смолу и помещайте образец в эпоксидную смолу под вакуумом, чтобы облегчить эпоксидное смачивание образца и удаление застрявного газа. Следуя этим шагам, вы получите высококачественный образец объемной почвы, ризосферы и корней, который можно использовать для анализа изображений.

Следует рассмотреть несколько ограничений метода. Во-первых, сушка замороженного образца на сублимационной сушилке может вызвать деформацию почвы, которая может повлиять на корни. Это, вероятно, будет особенно сложно в почвах с высоким содержанием глины и, следовательно, склонностью к коллапсу по мере высыхания глин. В качестве примера, был подготовлен образец рисовой ризосферы, полученный из илистой глины, и растрескивание почвы очевидно, тогда как рисовый корень, покрытый мемориальной налетой Fe, не затронут(рисунок 3).

Figure 3
Рисунок 3   - Тонкий срез корня риса из илистой глинистой рисовой почвы. Многочисленные трещины в почве возникли во время сублимационной сушки, но эти трещины не исказили боковой корневой продольный срез, который изображен белым прямоугольником. Шкала составляет 0,5 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Данные показывают, что этот метод может успешно получать информацию микронном масштабе в иловом суглинке(рис. 2, 3),и вполне вероятно, что этот метод может быть успешным в более грубых текстурированных почвах; однако почвы с более высоким содержанием глины могут создавать проблемы и должны быть изучены дополнительно. Во-вторых, корни могут быть вырваны из почвы при секционирование. Эта проблема не является уникальной для протокола, описанного в настоящем документе, но ее следует рассмотреть. В-третьих, корни могут присутствовать не в каждом кубе почвы, поэтому необходимо получить и срезать много образцов, чтобы захватить ризосферу нужного растения. В-четвертых, метод сохранения требует жидкого азота, что может создать проблемы для дистанционных полевых исследований. Здесь протокол был успешно использован в поле, которое находилось менее чем в 2 милях от жидкого азота Дьюара. Однако, если жидкий азот недоступен в пределах короткого езды от удаленного полевого участка, существует несколько вариантов получения образца. Это включает в себя использование другого источника для охлаждения медных блоков или выемку всего растения и окружающей почвы с большим кольцом ПВХ, помещение его в газонепроницаемый материал и транспортировку к ближайшему источнику жидкого азота для сохранения. Для этого важно следить за тем, чтобы побег растения не был срезан с корней до получения образца ризосферы. При необходимости образец также может быть помещен в холодильник и отправлен на ночь в лабораторию для сохранения. После получения в лаборатории срезы могут быть сохранены с использованием медных блоков с жидким азотным охлаждением. Наконец, изменения видообразования возможны при любом методе сохранения водно-болотных почв и ризосфер. Чтобы избежать этого, образцы должны быть получены и быстро заморожены или приняты другие меры, как указано выше, чтобы избежать воздействия кислорода. Края лиофилизированных образцов затем могут быть выбриты, чтобы избежать краев, которые, возможно, имели более высокое воздействие кислорода. Сохранение восстановленных видов мышьяка в образцах корней и ризосферы здесь(Рисунок 1D,E)и в предыдущей работе28 предполагает, что этот метод замораживания шлема способен сохранить чувствительные к кислороду химические виды при тщательном выполнении.

Этот метод может быть использован для решения нескольких ключевых вопросов в науке о ризосфере. К ним относятся приложения, связанные с изучением взаимодействий питательных веществ и загрязняющих веществ в ризосфере, которые могут включать взаимодействия загрязняющих веществ и питательных веществ с бляшками Fe или Mn. Метод позволяет изучать временную и пространственную неоднородность растительно-почвенных отношений и изучать, как корневые морфологии взаимодействуют с элементами в ризосфере in situ. Он может быть использован в приложениях, связанных с продовольственной безопасностью, таких как понимание поглощения мышьяка рисом, динамики питательных веществ в ризосфере или приложений, связанных с фиторемедированием, таких как поглощение металлов (лоидов) водно-болотными растениями.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Авторам нечего раскрывать.

Acknowledgments

Авторы признают совместный грант на семена Сейфферта и Тапперо для поддержки сотрудничества между Университетом штата Делавэр и Брукхейвенской национальной лабораторией. В рамках этого исследования использовалась лучевая линия XFM (4-BM) Национального синхротронного источника света II, пользовательского объекта Управления науки Министерства энергетики США (DOE), управляемого для Управления науки Министерства энергетики США Брукхейвенской национальной лабораторией по контракту No. DE-SC0012704.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Copper blocks McMaster Carr 89275K42
Diamond blade Buehler 15 LC, 102 mm x 0.3 mm operation speed: 225 rpm
Epoxy forms Struers 40300085 FixiForm
Epoxy Epotek 301-2FL
Superglue Loctite 404
Thin sectioning machine Buehler PetroThin
Wet saw Buehler IsoMet 1000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3 (2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Tags

Науки об окружающей среде Выпуск 168 Замораживание шлема сублимационная сушка картирование видообразования рентгеновская флуоресценция LA-ICP-MS корневая бляшка
Метод сохранения корней водно-болотных угодий и ризосфер для элементной визуализации
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A.,… More

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A., Tappero, R. A Method to Preserve Wetland Roots and Rhizospheres for Elemental Imaging. J. Vis. Exp. (168), e62227, doi:10.3791/62227 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter