Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Environment
Click here for the English version

Environment

En metod för att bevara våtmarkrötter och rhizosfärer för elementär avbildning

Published: February 15, 2021 doi: 10.3791/62227
Automatic Translation
1, 1, 2
1Department of Plant and Soil Sciences, University of Delaware, 2National Synchrotron Radiation Lightsource-II, Brookhaven National Laboratory

Summary

Vi beskriver ett protokoll för att prova, bevara och dela upp intakta rötter och den omgivande rhizosfärjorden från våtmarksmiljöer medris (Oryza sativa L.) som modellart. När provet har bevarats kan det analyseras med hjälp av elementära bildframställningstekniker, såsom synkrotronröntgenfluorescens (XRF) kemisk speciation imaging.

Abstract

Rötter interagerar i stor utsträckning med sin markmiljö, men att visualisera sådana interaktioner mellan rötter och den omgivande rhizosfären är utmanande. Rhizosfärkemin hos våtmarksväxter är särskilt utmanande att fånga på grund av branta syregradienter från rötterna till bulkjorden. Här beskrivs ett protokoll som effektivt bevarar rotstruktur och rhizosfärkemi hos våtmarksväxter genom slamfrysning och frystorkning. Slamfrysning, där provet fryses mellan kopparblock som förkyls med flytande kväve, minimerar rotskador och provförvrängning som kan uppstå med blixtfrysning samtidigt som kemiska speciationförändringar minimeras. Även om provförvrängning fortfarande är möjlig ökar förmågan att få flera prover snabbt och med minimal kostnad potentialen att få tillfredsställande prover och optimerar bildtiden. Uppgifterna visar att denna metod är framgångsrik när det gäller att bevara reducerade arsenikarter i risrötter och rhizosfärer i samband med järnplack. Denna metod kan användas för studier av växt-jordförhållanden i en mängd olika våtmarksmiljöer som spänner över koncentrationen sträcker sig från spårelementscykling till fytoremediationsapplikationer.

Introduction

Rötter och deras rhizosfärer är dynamiska, heterogena och kritiskt viktiga för att förstå hur växter får mineralnäringsämnen och föroreningar1,2,3. Rötter är den primära vägen genom vilken näringsämnen (t.ex. fosfor) och föroreningar (t.ex. arsenik) flyttas från jord till växter och därmed förståelse för denna process har konsekvenser för livsmedelskvantitet och kvalitet, ekosystemfunktion och fytoremediation. Rötter är dock dynamiska i tid och rum växer som svar på näringsförvärvsbehov och de varierar ofta i funktion, diameter och struktur (t.ex. sidorötter, oavsiktliga rötter, rothår)2. Rotsystemens heterogenitet kan studeras på rumsliga skalor från cellulär till ekosystemnivå och på temporala skalor från timme till dekadal. Således innebär rötternas dynamiska och heterogena natur och deras omgivande jord, eller rhizosfären, utmaningar för att fånga rhizosfärkemi över tid. Trots denna utmaning är det absolut nödvändigt att studera rötter i sin markmiljö för att karakterisera detta kritiska växt-jordförhållande.

Rhizosfärkemin hos våtmarksväxter är särskilt utmanande att undersöka på grund av branta syregradienter som finns från bulkjord till rötterna, som förändras i tid och rum. Eftersom rötter behöver syre för att andas, har våtmarkplantor anpassat sig till de låga syreförhållandena i våtmarksjordar genom att skapa aerenkyma4,5. Aerenkyma är ihåliga närvävnader som sträcker sig från skott till rötter, vilket möjliggör diffusion av luft genom växten i rötterna. En del av denna luft läcker dock in i rhizosfären i mindre suberiserade delar av rötterna, särskilt nära laterala rotkorsningar, mindre mogna rotspetsar och förlängningszoner6,7,8,9. Denna radiella syreförlust skapar en oxiderad zon i rhizosfären av våtmarksväxter som påverkar rhizosfärkemi (biogeo)kemi och skiljer sig från den reduceradebulkjorden 10,11,12. För att förstå ödet och transporten av näringsämnen och föroreningar i våtmarks rhizosfärer och rötter är det viktigt att bevara den kemiskt reducerade bulkjorden, den oxiderade rhizosfären och rötterna av våtmarksväxter för analys. Men eftersom bulkjorden innehåller reducerade jordbeståndsdelar som är syrekänsliga måste rot- och markskyddsmetoder bevara rotstrukturer och minimera syrekänsliga reaktioner.

Det finns metoder för att fixa växtvävnader och bevara ultrastrukturen för avbildning, men dessa metoder kan inte tillämpas för att kemiskt bevara rötter som växer i våtmarksjord. För undersökningar där endast den elementära fördelningen inom växtceller önskas odlas växter vanligtvis hydroponiskt och rötter kan enkelt avlägsnas från lösningen, fixeras under högtrycksfrysning och fryser substitution och sektioneras för en mängd olika bildapplikationer inklusive högupplöst sekundär jonmasspektrometri (nanoSIMS), elektronmikroskopi och synkrotronröntgenfluorescensanalys (S-XRF)analys 13, 14,15. För att undersöka Fe plack på utsidan av våtmark rötter, dessa hydroponiska studier måste artificiellt inducera Fe plack bildas ilösning 16, som inte exakt representerar heterogeniteten i fördelningen och mineralsammansättningen av Fe plack bildas och tillhörande element på plats17,18,19,20. Det finns metoder för att bevara våtmarksjord och tillhörande mikroorganismer med fryskors21, men det är svårt att få rötter med denna teknik. Nuvarande metoder för att visualisera rötter som växer i jord och deras rhizosfäriska kemi består av två primära mättyper: elementära flödet och den totala elementära koncentrationen (och speciation). Den förstnämnda mäts vanligtvis med diffusiva gradienter i tunna filmer (DGT)22,23,24, där jord placeras i rhizoboxar för att stödja växttillväxt i laboratoriemiljö och labila element i jorden sprider sig genom en gel till ett bindande skikt. Det här bindningslagret kan sedan avbildas för att kvantifiera de labila elementen av intresse. Denna teknik kan framgångsrikt illustrera relationer mellan rötter och rhizosfären24,25,26,27, men artefakter från rot-begränsning kan existera genom att odla växter i rhizoboxar, och information om rotinredningen fångas inte med DGT. Det senare innebär provtagning av rötterna och rhizosfären, bevarande av provet och direkt analys av elementär fördelning på ett provavsnitt. För denna miljöprovtagning av våtmarksväxtrötter och deras omgivande rhizosfär krävs noggrann provhantering för att undvika artefakter från provberedning.

Här beskrivs ett protokoll som effektivt bevarar rotstrukturer och rhizosfärkemi hos våtmarksväxter genom slamfrysning och frystorkning. Blixtfrysning kan drastiskt bromsa omvandlingar av syrekänsliga soluter men kan skada rötter och kan orsaka mobilisering när proverna torkar ut. Slamfrysning där provet fryses mellan kopparblock som förkylts med flytande kväve minimerar dock rotskador och provförvrängning28. De konserverade proverna bäddas sedan in i ett epoxiharts som bevarar Som speciation20,29 och kan skäras och poleras för avbildning av rötter i deras rhizosfärjord. Proverna i denna rapport analyserades av S-XRF kemiska speciation imaging efter tunn sektionering. Andra bildframställningstekniker kan dock också användas, inklusive laserablation-induktivt kopplade plasmamasspektrometri (LA-ICP-MS), partikelinducerad röntgenemission (PIXE), sekundär jonmasspektrometri (SIMS) och laserinducerad nedbrytningsspektroskopi (LIBS) avbildning.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Förberedelse av slam-frysutrustning

  1. Placera två kopparblock (~ 5 cm x 5 cm x 15 cm) horisontellt inuti en ren kylare som kan hålla flytande kväve och häll tillräckligt med flytande kväve för att dränka blocken. När bubblandet avtar placerar du två distanser ovanpå ett kopparblock i varje ände.
    OBS: Distanshöjden bestämmer höjden på det prov som ska frysas. I det här exemplet används en 2 cm distans för att skapa kuber som är cirka 3 cm x 3 cm x 2 cm. Volymen av det flytande kvävet beror på kylarens storlek. I det här exemplet används cirka 1 L för cirka 5 kuber i serie.
    VARNING: Använd lämplig personlig skyddsutrustning och ventilation eftersom flytande kväve är en kryogen och ett kvävningsmedel.
  2. Använd tång och kryogena handskar, stå upp det andra kopparblocket i slutet för att underlätta hämtningen när provet är på plats.

2. Provtagning och slamfrysning

  1. Extrahera önskad växt och rhizosfär från den våta jorden med en spade och se till att det grävda hålet är mycket större än önskad rotvolym. Placera jorden och plantera i en behållare och placera den på en bänkskiva.
    OBS: Hela krukjorden och växten från en krukstudie kan också användas.
  2. Bestäm önskad markplats där rötter ska tas (dvs. djup och närhet till fotograferingen). Skär bort överflödig jord med ett stålblad, var försiktig så att du inte stör jorden i önskat område. När önskat område nås, skär en rot "kub" ca 3 cm x 3 cm x 2 cm och placera omedelbart kuben mellan de två distanserna på det horisontella kopparblocket. Använd kryogena handskar, plocka upp det vertikala kopparblocket och placera det ovanpå distanserna för att slam-frysa rhizosfärkuben.
  3. Efter bubblande avtar (~ 5 min), hämta den slamfrysta rhizosfärkuben från kopparblocken och linda inuti en förmärkt aluminiumfolieruta. Markera blockets orientering på folien om så önskas. Placera i en andra behållare med flytande kväve tills den finns i en -80 °C frys.
  4. Upprepa efter behov för att få önskat antal rotkuber från fältplatsen eller experimentet. Se till att båda kopparblocken får tid att svalna mellan proverna.

3. Frystorkning och inbäddning av rhizosfärkuber

  1. Förbered frystorken enligt tillverkarens instruktioner. Se till att den har fått rätt vakuumtryck och temperatur innan prover tas bort från frysen -80 °C.
  2. När frystorken är klar att ta emot prover, placera en frusen rhizosfärkub inuti ett rent och surtvättat 50 ml-rör och täck löst med en ren engångsservett. Fäst våtservetten med ett gummiband. Upprepa vid behov för att säkerställa en kub per rör.
    OBS: Om provet är för stort för ett rör kan det placeras direkt i frystorkkärlet med aluminiumfolien som provhållare.
  3. Placera rör som innehåller prover i frystorkkärl och frys torrt i flera dagar. Den exakta torktiden beror på markegenskaper.
    OBS: Förvara torkade prover i frystorken eller en utsöndring för att undvika återfuktning.
  4. Använd ett stålblad för att skära torkade jordkuber till storlek så att de passar in i önskad form (t.ex. 25 mm diameterform är idealisk för de flesta applikationer). Märk varje form, placera jordkuberna i formerna och placera formerna inuti en vakuumdesiccator.
  5. Förbered epoxi enligt tillverkarens instruktioner. Se till att den valda epoxi inte är förorenad med och inte orsakar speciation förändringar av önskade element 20,29,30.
  6. Använd en dropper för att lägga epoxi till formen på ena sidan av jorden, tills den helt täcker provet. Jorden kommer att mörkna i färg när epoxiet våtar jorden.
    OBS: Tillsätt epoxiet långsamt så att luften i jorden kan komma ut.
  7. När formerna är fyllda med epoxi stänger du vakuumdickatorn och slår på vakuumet. Beroende på mängden luft som fångas i jorden kan mer epoxi behöva tillsättas till formerna regelbundet. Kontrollera epoxinivån var 30-90 min under de första 1-4 h och tillsätt epoxi efter behov.
  8. Ta bort provet från formuläret när epoxiet har härdat (~ 5 dagar).

4. Skärning och sektionering av rhizosfärkuber

  1. Skär provet med en diamantbladsprecisionssåg. Skär proverna på olika platser om inga rötter erhålls i föregående skärning.
  2. Slipa manuellt de skurna proverna med progressivt finare sandpapper (t.ex. 220, 500, 1000 och 1500 grus) på skärsidan i ~30 s.
  3. Utför ytavbildning av proverna med hjälp av tekniker som LA-ICP-MS.
    OBS: För att förbereda tunna sektioner för S-XRF, skicka antingen ut proverna till ett företag som kan förbereda de tunna sektionerna (enkel- eller dubbelsidig polering) eller följ stegen 4.4 - 4.6 enligt beskrivningen nedan.
  4. Limma önskad provsida på en kvartsbild med superlim och låt härda över natten.
  5. Använd en tunn sektionsmaskin, skär jord på diabilder till 2 mm tjocka och slipa sedan till önskad tjocklek (vanligtvis 30 μm). Provytan kan poleras om så önskas.
  6. Utför S-XRF-avbildning av sektionerna. Följ lämpliga steg vid önskad synkrotronanläggning och strållinje för att ansöka om och utnyttja bildtid.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Denna metod möjliggör bevarande av rötter och kemiska arter i rötterna och rhizosfären hos våtmarksväxter och i bulkjorden. I detta arbete användes metoden för att utvärdera som speciation och samlokalisering med Fe och Mn oxider och växtnäringsämnen i rizosfären av ris(Oryza sativa L.). Ris odlades vid RICE-anläggningen vid University of Delaware där 30 risfält mesokosmer (2 m x 2 m, 49 växter vardera) används för att odla ris under olika mark- och vattenhanteringsförhållanden med målet att sänka As och Cd-upptaget i riskorn. Detta experiment gav 1470 enskilda växter från vilka rhizosfärer kunde provtas under hela växtsäsongen.

Med tanke på ett tillräckligt antal prover kunde tunna sektioner fånga en mängd olika rotmorfologier. Figur 1A visar flera rotdiametrar i jordmatrisen som tvärgående sektioner. Vissa jordsektioner kan dock innehålla få, om några, rötter. I detta arbete bearbetades och skars 63 jordblock en gång på den våta sågen för att avgöra vilken delmängd av proverna som var lämpliga för tunn sektionering. Av de 63 proverna innehöll 14 inga rötter, 31 innehöll 1-3 rötter och 18 innehöll mer än 3 rötter. Observera att rötterna kan förekomma i olika kvalitetsnivåer. Figur 1B visar en välbevarad rot, en rot som förvrängts av frystorkningsprocessen och en rot som drogs ut under den tunna sektioneringsprocessen.

Rottunna sektioner analyserades med hjälp av S-XRF för att kartlägga platsen för element av intresse. Figur 2B visar en rot tvärgående sektion med en sidorot i längsgående avsnitt. Figur 2C visar den här rotsektionen analyserad av XRF med en tricolor-plot av Fe, Mn och As. Fe är närvarande i jorden och omger roten i Fe-plaketten, och Fe-plaketten är också synlig på de ljusa mikrografbilderna. Mangan är unikt närvarande i cortex av den laterala roten, men också co-locates med Fe i vissa områden i Fe plack, visas som en grönblå nyans. Arsenik var mestadels närvarande i vaskulaturen av den laterala roten, sammanslagning i vaskulaturen av den primära roten.

Kemisk speciation imaging separerade de olika som arter av intresse genom att ta upprepade XRF kartor vid flera incident beam energier och använda linjär kombinationskoppling till standard Som XANES spektra. As-specifikationskartorna visas i figur 2D och visar variation i lokaliseringen av som art. Figur 2E visar samma data som ett tricolordiagram. Tricolor tomten visar arsenit och arsenit glutation nära associerad i vaskulaturen, medan arsenat är främst beläget på utsidan av roten i samband med Fe plack.

Figure 1
Figur 1 - Risrot tunna sektioner som visar en mängd olika metodologiska resultat i en silty loam jord (skalstänger är 0,5 mm). A) Många olika tvärsnitt med rotdiameter är uppenbara (i vita lådor). B) Rötter kan skadas under processen. Roten i den vita lådan har förblivit intakt och cirkulär, medan roten i den orange lådan har komprimerats under frystorkningsprocessen. Den röda lådan visar var en rot drogs ut under den tunna sektioneringsprocessen. Klicka här om du vill visa en större version av den här figuren.

Figure 2
Figur 2 - Tvärgående del av en risrot med en längsgående del av en sidorot i en siltig loamjord. A) Jordavsnitt som visar flera rot tvärgående sektioner i vita lådor. Vita pilar betecknar längsgående sektioner. Skalstrecket är 2 mm. B) Jordsektion som visar rot från övre vänstra hörnet av panel A. Vit rektangel betecknar område avbildat av synkrotron XRF. Skalstången är 0,5 mm. C) Tricolor XRF-bild av arsenik (röd), järn (grön) och mangan (blå). Den maximala skalan för As, Fe och Mn är i ett förhållande av 1:50:2.5. Skalstången är 100 μm. D) Arsenik XRF-specifikationskartor för arsenitglutation, arsenit och arsenat, där varmare färger indikerar högre koncentrationer av As. Skalstång är 100 μm. E) Tricolor-område av som art, där den maximala intensiteten skalas till arsenit (röd) = arsenat (grön) = 0,5 arsenitglutation (blå). Skalbaren är 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Detta dokument beskriver ett protokoll för att erhålla bevarad bulkjord + rhizosfärer av våtmarksväxtrötter med hjälp av en slam-frysningsteknik som kan användas för elementär avbildning och/eller kemisk speciation mappning.

Det finns flera fördelar med denna metod jämfört med befintliga metoder. För det första möjliggör denna metod samtidig undersökning av rötter och de omgivande rhizosfärerna. Det finns för närvarande metoder för att bevara och kemiskt avbilda rötter ur sin markmiljö genom att tvätta bort jorden och bevararötterna 31,32 eller genom att odla växter i konstgjorda miljöer (t.ex. rhizoboxar) och använda DGT-metoder för att undersöka rotjordsinteraktioner24,33,34 men utan möjlighet att observera själva roten. Den metod som beskrivs här möjliggör en direkt undersökning av roten och den omgivande rhizosfärjorden på plats för observation av rotjordsförhållanden. En liknande teknik har använts för att undersöka risrötter på plats och omgivande rhizosfär men med att kasta proveti flytande kväve 11,35,36 snarare än slam-frysning beskrivs här. Ju snabbare vävnader fryses, desto mindre sannolikt är det att de bildar iskristaller37. Slamfrysning mellan förkylda kopparblock kyler snabbt provet och minimerar därför bildandet av iskristaller och efterföljande skador på växtvävnaden som kan uppstå med blixtfrysning med flytande kväve vidomgivningstemperaturer 11,38. Med hjälp av den metod som beskrivs här kan flera prover tas från samma anläggning, flera växter från ett fält och/eller miljön på relativt kort tid. När de har erhållits kan många prover frysas, bäddas in i epoxi och skäras med en diamantblad våtsåg till minimal kostnad. Dessa prover kan sedan undersökas med ett ljusmikroskop för att identifiera lovande prover som kan avbildas direkt (t.ex. LA-ICP-MS) eller vidare bearbetas för tunn sektionering och sXRF-avbildning. En tunn sektion kan fånga flera rötter av olika storlekar på samma bild, vilket hjälper till att fånga den heterogena rhizosfären och maximera bildtiden på instrumentet. Denna metod kan också användas för att direkt observera växt-jord relationer såsom Som bindning i Fe plack utan att störa rhizosfären. Befintliga metoder för att inducera Fe plackbildning på våtmarkrötter som ris med hjälp av hydroponiska experiment39,40,41 misslyckas med att fånga heterogeneiteten hos Fe-plack när det gäller rottäckning och mineralkomposition som förekommer i jordodlade växter11,18,20,42,43,44.

För att metoden ska lyckas är det viktigt att följa några viktiga steg. Kontrollera först att den valda exempelplatsen och orienteringen tar upp önskad fråga. För det andra, använd en epoxi som är fri från förorening av spårämnen och har visat sig bevara kemisk speciation av Som element av intresse20,29,30. För det tredje, tillsätt epoxi långsamt och placera provet i epoxi under vakuum för att underlätta epoxi vätning av provet och avlägsnande av fastspänd gas. Att följa dessa steg kommer att ge ett högkvalitativt prov av bulkjord, rhizosfär och rötter som kan användas för bildanalys.

Flera begränsningar av metoden bör övervägas. För det första kan torkning av det frysta provet på en frystork orsaka deformation av jorden, vilket kan påverka rötterna. Detta kommer sannolikt att vara särskilt utmanande i jordar med hög lerhalt och därmed benägenhet för kollaps när lerorna torkar. Som ett exempel förbereddes ett ris rhizosfärprov som erhållits från en siltig lera och sprickbildning av jorden är uppenbar medan fe plackbelagda risroten inte påverkas (figur 3).

Figure 3
Figur 3   - Risrot tunn sektion från en silty lera paddy jord. Många sprickor i jorden har uppstått under frystorkning, men dessa sprickor förvrängde inte den laterala roten längsgående sektionen, som avbildas av den vita rektangeln. Skalbaren är 0,5 mm. Klicka här för att se en större version av den här figuren.

Data visar att denna teknik framgångsrikt kan erhålla mikronskalainformation i en silt loam (figur 2, 3), och det är troligt att tekniken kan lyckas i grovare texturerade jordar; Jordar med högre lerhalt kan dock innebära utmaningar och bör undersökas vidare. För det andra kan rötter dras ut ur jorden vid sektionering. Denna utmaning är inte unik för det protokoll som beskrivs i detta dokument, men bör övervägas. För det tredje kanske rötter inte finns i varje jordkub, så många prover måste erhållas och skäras för att fånga rhizosfären hos den önskade växten. För det fjärde kräver konserveringsmetoden flytande kväve, vilket kan innebära utmaningar för fältstudier på distans. Här har protokollet framgångsrikt använts på fältet, som var mindre än 3,2 km från ett flytande kväve Dewar. Men om flytande kväve inte är tillgängligt inom en kort bilresa från en avlägsen fältplats finns det flera alternativ för att få provet. Detta inkluderar att använda en annan källa för att kyla kopparblocken eller gräva ut hela anläggningen och omgivande jord med en stor PVC-ring, placera detta i gasgenomträngligt material och transportera till närmaste flytande kvävekälla för konservering. För detta är det viktigt att se till att växtskottet inte skärs från sina rötter innan rhizosfärprovet erhålls. Vid behov kan provet också placeras under kylning och skickas över natten till laboratoriet för konservering. När de har mottagits i laboratoriet kan sektioner sedan bevaras med flytande kvävekylda kopparblock. Slutligen är speciation förändringar möjliga med någon konserveringsmetod för våtmarksjordar och rhizosfärer. För att undvika detta måste prover tas och slamfrysas snabbt eller andra åtgärder vidtas enligt ovan för att undvika exponering för syre. Kanterna på frystorkade prover kan sedan rakas för att undvika kanter som kan ha haft högre exponering för syre. Bevarandet av reducerade arsenikarter i rot- och rhizosfärproverna här (Figur 1D,E )ochi tidigarearbete 28 tyder på att denna slamfrysningsteknik kan bevara syrekänsliga kemiska arter om de utförs noggrant.

Denna metod kan användas för att ta itu med flera viktiga frågor inom rhizosfärvetenskap. Dessa inkluderar tillämpningar relaterade till studier av närings- och föroreningsinteraktioner i rhizosfären som kan inkludera interaktioner mellan föroreningar och näringsämnen med Fe- eller Mn-plack. Metoden möjliggör studier av temporal och rumslig heterogenitet i förhållandet mellan växter och jord och undersökning av hur rotmorfologier interagerar med element i rhizosfären på plats. Det kan användas i tillämpningar relaterade till livsmedelssäkerhet, såsom för att förstå arsenikupptag med ris, näringsdynamik i rhizosfären eller tillämpningar relaterade till fytoremedation såsom metall (loid) upptag i våtmarksväxter.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Författarna har inget att avslöja.

Acknowledgments

Författarna erkänner ett gemensamt fröbidrag till Seyfferth och Tappero för att stödja samarbete mellan University of Delaware och Brookhaven National Laboratory. Delar av denna forskning använde XFM (4-BM) Beamline av National Synchrotron Light Source II, ett amerikanskt energidepartement (DOE) Office of Science User Facility som drivs för DOE Office of Science av Brookhaven National Laboratory under kontrakt nr. DE-SC0012704.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Copper blocks McMaster Carr 89275K42
Diamond blade Buehler 15 LC, 102 mm x 0.3 mm operation speed: 225 rpm
Epoxy forms Struers 40300085 FixiForm
Epoxy Epotek 301-2FL
Superglue Loctite 404
Thin sectioning machine Buehler PetroThin
Wet saw Buehler IsoMet 1000

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Ahkami, A. H., White, R. A., Handakumbura, P. P., Jansson, C. Rhizosphere engineering: Enhancing sustainable plant ecosystem productivity. Rhizosphere. 3 (2), 233-243 (2017).
  2. McNear, D. H. The rhizosphere - roots, soil and everything in between. Nature Education Knowledge. 4 (3), 1 (2013).
  3. Berendsen, R. L., Pieterse, C. M. J., Bakker, P. A. H. M. The rhizosphere microbiome and plant health. Trends in Plant Science. 17 (8), 478-486 (2012).
  4. Armstrong, W., Justin, S., Beckett, P. M., Lythe, S. Root adaptation to soil waterlogging. Aquatic Botany. 39 (1-2), 57-73 (1991).
  5. Armstrong, W. Oxidising activity of roots in waterlogged soils. Physiologia Plantarum. 20 (4), 920-926 (1967).
  6. Armstrong, W. Oxygen diffusion from roots of some Brittish bog plants. Nature. 204 (496), 801-802 (1964).
  7. Li, H., Ye, Z. H., Wei, Z. J., Wong, M. H. Root porosity and radial oxygen loss related to arsenic tolerance and uptake in wetland plants. Environmental Pollution. 159 (1), 30-37 (2011).
  8. Kotula, L., Ranathunge, K., Steudle, E. Apoplastic barriers effectively block oxygen permeability across outer cell layers of rice roots under deoxygenated conditions: roles of apoplastic pores and of respiration. New Phytologist. 184 (4), 909-917 (2009).
  9. Mei, X. Q., Ye, Z. H., Wong, M. H. The relationship of root porosity and radial oxygen loss on arsenic tolerance and uptake in rice grains and straw. Environmental Pollution. 157 (8-9), 2550-2557 (2009).
  10. Khan, N., et al. Root Iron Plaque on Wetland Plants as a Dynamic Pool of Nutrients and Contaminants. Advances in Agronomy. 138, 1-96 (2016).
  11. Yamaguchi, N., Ohkura, T., Takahashi, Y., Maejima, Y., Arao, T. Arsenic Distribution and Speciation near Rice Roots Influenced by Iron Plaques and Redox Conditions of the Soil Matrix. Environmental Science and Technology. 48 (3), 1549-1556 (2014).
  12. Frommer, J., Voegelin, A., Dittmar, J., Marcus, M. A., Kretzschmar, R. Biogeochemical processes and arsenic enrichment around rice roots in paddy soil: results from micro-focused X-ray spectroscopy. European Journal of Soil Science. 62 (2), 305-317 (2011).
  13. Moore, K. L., et al. Combined NanoSIMS and synchrotron X-ray fluorescence reveal distinct cellular and subcellular distribution patterns of trace elements in rice tissues. New Phytologist. 201 (1), 104-115 (2014).
  14. vander Ent, A., et al. X-ray elemental mapping techniques for elucidating the ecophysiology of hyperaccumulator plants. New Phytologist. 218 (2), 432-452 (2018).
  15. Sarret, G., Smits, E. A. H. P., Michel, H. C., Isaure, M. P., Zhao, F. J., Tappero, R. Use of Synchrotron-Based Techniques to Elucidate Metal Uptake and Metabolism in Plants. Advances in Agronomy. 119, 1-82 (2013).
  16. Moore, K. L., et al. High-Resolution Secondary Ion Mass Spectrometry Reveals the Contrasting Subcellular Distribution of Arsenic and Silicon in Rice Roots. Plant Physiology. 156 (2), 913-924 (2011).
  17. Seyfferth, A. L. Abiotic effects of dissolved oxyanions on iron plaque quantity and mineral composition in a simulated rhizosphere. Plant and Soil. 397 (1-2), (2015).
  18. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Arsenic localization, speciation, and co-occurrence with iron on rice (Oryza sativa L) roots having variable Fe coatings. Environmental Science and Technology. 44 (21), (2010).
  19. Amaral, D. C., Lopes, G., Guilherme, L. R. G., Seyfferth, A. L. A new approach to sampling Iintact Fe plaque reveals Si-induced changes in Fe mineral composition and shoot As in rice. Environmental Science and Technology. 51 (1), 38-45 (2017).
  20. Seyfferth, A. L., Webb, S. M., Andrews, J. C., Fendorf, S. Defining the distribution of arsenic species and plant nutrients in rice (Oryza sativa L.) from the root to the grain. Geochimica et Cosmochimica Acta. 75 (21), (2011).
  21. Franchini, A. G., Zeyer, J. Freeze-Coring Method for Characterization of Microbial Community Structure and Function in Wetland Soils at High Spatial Resolution. Applied and Environmental Microbiology. 78 (12), 4501-4504 (2012).
  22. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  23. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  24. Williams, P. N., et al. Localized Flux Maxima of Arsenic, Lead, and Iron around Root Apices in Flooded Lowland Rice. Environmental Science and Technology. 48 (15), 8498-8506 (2014).
  25. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  26. Santner, J., et al. High-resolution chemical imaging of labile phosphorus in the rhizosphere of Brassica napus L. cultivars. Environmental and Experimental Botany. 77, 219-226 (2012).
  27. Smolders, E., Wagner, S., Prohaska, T., Irrgeher, J., Santner, J. Sub-millimeter distribution of labile trace element fluxes in the rhizosphere explains differential effects of soil liming on cadmium and zinc uptake in maize. Science of the Total Environment. 738, 140311 (2020).
  28. Seyfferth, A. L., Ross, J., Webb, S. M. Evidence for the root-uptake of arsenite at lateral root junctions and root apices in rice (Oryza sativa L.). Soil Processes. 1, 3 (2017).
  29. Masue-Slowey, Y., Kocar, B. D., Jofre, S. A. B., Mayer, K. U., Fendorf, S. Transport Implications Resulting from Internal Redistribution of Arsenic and Iron within Constructed Soil Aggregates. Environmental Science and Technology. 45 (2), 582-588 (2011).
  30. Root, R. A., Fathordoobadi, S., Alday, F., Ela, W., Chorover, J. Microscale Speciation of Arsenic and Iron in Ferric-Based Sorbents Subjected to Simulated Landfill Conditions. Environmental Science and Technology. 47 (22), 12992-13000 (2013).
  31. Blute, N. K., Brabander, D. J., Hemond, H. F., Sutton, S. R., Newville, M. G., Rivers, M. L. Arsenic sequestration by ferric iron plaque on cattail roots. Environmental Science and Technology. 38 (22), 6074-6077 (2004).
  32. Hansel, C. M., La Force, M. J., Fendorf, S., Sutton, S. Spatial and temporal association of As and Fe species on aquatic plant roots. Environmental Science and Technology. 36 (9), 1988-1994 (2002).
  33. Yin, D. X., et al. Localized Intensification of Arsenic Release within the Emergent Rice Rhizosphere. Environmental Science and Technology. 54 (6), 3138-3147 (2020).
  34. Maisch, M., Lueder, U., Kappler, A., Schmidt, C. Iron Lung: How Rice Roots Induce Iron Redox Changes in the Rhizosphere and Create Niches for Microaerophilic Fe(II)-Oxidizing Bacteria. Environmental Science and Technology Letters. 6 (10), 600-605 (2019).
  35. Voegelin, A., Weber, F. -A. A., Kretzschmar, R. Distribution and speciation of arsenic around roots in a contaminated riparian floodplain soil: Micro-XRF element mapping and EXAFS spectroscopy. Geochimica Et Cosmochimica Acta. 71 (23), 5804-5820 (2007).
  36. Smith, E., Kempson, I., Juhasz, A. L., Weber, J., Skinner, W. M., Grafe, M. Localization and speciation of arsenic and trace elements in rice tissues. Chemosphere. 76 (4), 529-535 (2009).
  37. Thompson, R. F., Walker, M., Siebert, C. A., Muench, S. P., Ranson, N. A. An introduction to sample preparation and imaging by cryo-electron microscopy for structural biology. Methods. 100, 3-15 (2016).
  38. Echlin, P., Lai, C., Hayes, T., Saubermann, A. Cryofixation of Lemna-minor roots for morphological and analytical studies. Cryoletters. 1 (9), 289-300 (1980).
  39. Ma, R., Shen, J. L., Wu, J. S., Tang, Z., Shen, Q. R., Zhao, F. J. Impact of agronomic practices on arsenic accumulation and speciation in rice grain. Environmental Pollution. 194, 217-223 (2014).
  40. Chen, Z., Zhu, Y. G., Liu, W. J., Meharg, A. A. Direct evidence showing the effect of root surface iron plaque on arsenite and arsenate uptake into rice (Oryza sativa) roots. New Phytologist. 165 (1), 91-97 (2005).
  41. Lee, C. H., Hsieh, Y. C., Lin, T. H., Lee, D. Y. Iron plaque formation and its effect on arsenic uptake by different genotypes of paddy rice. Plant and Soil. 363 (1-2), 231-241 (2013).
  42. Seyfferth, A. L., Amaral, D. C., Limmer, M. A., Guilherme, L. R. G. Combined impacts of Si-rich rice residues and flooding extent on grain As and Cd in rice. Environment International. 128, 301-309 (2019).
  43. Seyfferth, A., Limmer, M., Wu, W. Si and Water Management Drives Changes in Fe and Mn Pools that Affect As Cycling and Uptake in Rice. Soil Systems. 3 (3), (2019).
  44. Limmer, M. A., Mann, J., Amaral, D. C., Vargas, R., Seyfferth, A. L. Silicon-rich amendments in rice paddies: Effects on arsenic uptake and biogeochemistry. Science of the Total Environment. 624, 1360-1368 (2018).

Tags

Miljövetenskap Nummer 168 Slam-frysning frystorkning speciation mapping röntgenfluorescens LA-ICP-MS rotplack
En metod för att bevara våtmarkrötter och rhizosfärer för elementär avbildning
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A.,… More

Seyfferth, A. L., Limmer, M. A., Tappero, R. A Method to Preserve Wetland Roots and Rhizospheres for Elemental Imaging. J. Vis. Exp. (168), e62227, doi:10.3791/62227 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter