Summary
Cette étude présente un grand modèle animal fortement reproductible des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion dans les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée provisoire de ballon-cathéter des artères rénales pendant la minute 60 et la ré-perfusion pendant 24 h.
Abstract
Les lésions rénales aiguës (IRA) sont associées à un risque plus élevé de morbidité et de mortalité postopératoires. Les dommages d’ischémie-ré-perfusion (IRI) sont la cause la plus commune d’AKI. Pour imiter ce scénario clinique, cette étude présente un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal chez les porcs utilisant l’occlusion bilatérale percutanée temporaire de ballon-cathéter des artères rénales. Les artères rénales sont occlues pendant la minute 60 en introduisant les ballon-cathéters par l’artère fémorale et carotide et en les avançant dans la partie proximale des artères. Le contraste iodé est injecté dans l’aorte pour évaluer toute opacification des vaisseaux rénaux et confirmer le succès de l’occlusion artérielle. Ceci est encore confirmé par l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion à l’extrémité des cathéters de ballonnet. Les ballonnets sont dégonflés et enlevés après la minute 60 de l’occlusion bilatérale d’artère rénale, et on permet aux animaux pour récupérer pendant 24 h. À la fin de l’étude, la créatinine plasmatique et l’azote uréique dans le sang augmentent considérablement, tandis que le DFGe et la production d’urine diminuent considérablement. Le besoin de contraste iodé est minime et n’affecte pas la fonction rénale. L’occlusion bilatérale d’artère rénale imite mieux le scénario clinique du hypoperfusion rénal perioperative, et l’approche percutanée réduit au minimum l’impact de la réponse inflammatoire et du risque d’infection vus avec une approche ouverte, telle qu’une laparotomie. La capacité de créer et de reproduire ce modèle porcin cliniquement pertinent facilite l’application clinique aux humains.
Introduction
Les lésions rénales aiguës (IRA) sont une affection couramment diagnostiquée chez les patients chirurgicaux associés à une morbidité et une mortalité significatives1,2. Les données disponibles montrent que l’IRA peut affecter même la moitié de tous les patients hospitalisés dans le monde et conduit à un taux de mortalité de 50% chez les patients de l’unité de soins intensifs1,3. Malgré sa forte prévalence, la thérapie actuelle d’AKI reste limitée aux stratégies préventives, telles que la gestion fluide et la dialyse. Par conséquent, il y a un intérêt continu pour l’exploration des thérapies alternatives pour AKI4,5,6.
L’IRA est typiquement classée en pré-rénale, intrinsèque, et post-rénale basée sur son étiologie4,5,6. La majorité des patients chirurgicaux atteints d’IRA sont associés à des causes pré-rénales dues à une hypovolémie, entraînant une lésion d’ischémie-ré-perfusion (IRI) des reins2. Médicalement, la production d’urine diminue, et les niveaux de créatinine augmentent en raison de la fonction rénale diminuée. Le rein est un organe à taux métabolique élevé et sensible à l’ischémie. Un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénal est nécessaire pour obtenir une meilleure compréhension de la physiopathologie de l’IRA et de ses approches thérapeutiques potentielles5.
Pour imiter le scénario clinique du hypoperfusion de rein peri-operatively, un modèle d’occlusion bilatérale d’artère rénale est jugé approprié. Les modèles précédemment décrits impliquant une occlusion unilatérale de l’artère rénale avec ou sans résection du rein controlatéral ne fournissent pas une applicabilité clinique suffisante7,8. Bien que ces modèles soient suffisants pour causer l’IRA, ils ne ressemblent pas à des scénarios cliniques réels, ni en termes de type ni de durée de blessure.
Le but de ce document est de présenter un modèle porcin d’occlusion temporaire bilatérale percutanée des artères rénales par l’occlusion de ballon-cathéter sous l’angiographie. L’occlusion bilatérale de l’artère rénale imite le scénario clinique de l’hypoperfusion rénale, suivie du retrait ultérieur du ballonnet pour la ré-perfusion9,10. Les étapes techniques sont décrites, y compris le cathétérisme, le guidage du cathéter, l’angiographie et la surveillance hémodynamique. Cette méthode tient compte non seulement d’une occlusion fortement commandée et réplicable des artères rénales, mais l’approche percutanée minimise l’impact de la réponse inflammatoire en limitant la quantité d’insulte au corps comparée à une approche ouverte.
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Protocol
Toutes les études in vivo ont été menées conformément aux lignes directrices des National Institutes of Health sur les soins et l’utilisation des animaux et ont été approuvées par le Comité de soins et d’utilisation des animaux du Boston Children’s Hospital (Protocole 18-06-3715). Tous les animaux ont reçu des soins sans cruauté conformément au Guide de soins et d’utilisation des animaux de laboratoire. La figure 1 montre la chronologie, y compris l’anesthésie, la préparation chirurgicale et les points de temps pour les mesures des résultats primaires de cette étude.
1. Induction, anesthésie et intubation
- Pour éviter tout stress et inconfort inutiles, sédez les porcs par injection intramusculaire d’un mélange de tiletamine/zolazépam 4-6 mg/kg et de xylazine 1,1-2,2 mg/kg ainsi que d’isoflurane 3% à l’aide d’un masque facial.
- Canule de l’oreille pour obtenir un accès veineux avec une canule IV de 20 G après avoir désinfecté la zone avec de l’éthanol à 95%. Commencer une perfusion d’entretien (NaCl à 0,9 % à 5 mL/kg/h).
- Intuber le porc avec un tube endotrachéal (taille 7 pour les porcs pesant entre 40 et 50 kg) une fois que l’adéquation anesthésique est confirmée. Effectuez une ventilation par ballonnet avec une fréquence de 12 respirations / min et transportez le cochon au bloc opératoire.
- Placez l’animal sur la table d’opération en décubitus dorsal. Commencer immédiatement la ventilation mécanique à pression positive avec FiO2 0,50, 10 mL/kg de volume de marée, et une fréquence de 12 respirations/min sous capnographie continue.
- Placez un oxymètre de pouls sur l’oreille ou la lèvre inférieure pour une surveillance continue.
- Maintenir la normothermie (37 °C) à l’aide d’un tampon chauffé à l’air.
- Pour maintenir l’anesthésie générale, maintenez l’administration d’isoflurane à 0,5-4% par le tube endotrachéal. Tout au long de la procédure, surveillez en permanence l’ECG, la pression artérielle, la température et la capnographie pour mesurer la profondeur de l’anesthésie.
- Insérez un cathéter Foley pour vérifier l’état liquide de l’animal et surveiller la production d’urine en recueillant l’urine dans un sac de drainage.
NOTE: Les porcs femelles sont préférés aux mâles en raison des caractéristiques anatomiques de leur urètre, ce qui facilite le cathétérisme.
2. Préparation chirurgicale et accès vasculaire
- Draper l’animal de manière stérile.
- Désinfectez la zone latérale droite du cou en appliquant de la bétadine, puis de l’éthanol à 95% pendant 3 fois.
- Effectuer une réduction pour le cathétérisme de l’artère carotide droite et de la veine jugulaire droite. Rétractez le muscle sternocleidomastoid latéralement et disséquez-le vers le bas à l’artère carotide droite et à la veine jugulaire droite.
- Insérez une gaine d’angiographie 5F dans l’artère et la veine. Fixez-le avec une suture en soie 2-0.
- Insérez une gaine d’angiographie 5F utilisant la technique de Seldinger dans l’artère fémorale gauche.
- Pour effectuer la technique seldinger percer l’artère fémorale à l’aide d’une aiguille creuse. Insérez un fil de guidage à pointe souple à travers la lumière et avancez-le dans l’artère fémorale.
- Maintenez le fil de guidage sécurisé avec la main tout en retirant l’aiguille. Passez la gaine d’angiographie sur le fil de guidage dans l’artère fémorale et retirez le fil de guidage. Utilisez des conseils par ultrasons, si nécessaire.
3. Induction des dommages rénaux d’ischémie-reperfusion
- Administrer 200 UI/kg d’héparine de sodium par voie intraveineuse pour obtenir une anticoagulation systémique (temps de coagulation activé cible (ACT) > 300 s).
- Effectuer une angiographie en injectant un agent de contraste iodé sous fluoroscopie pour identifier les artères rénales.
REMARQUE: Pour réduire le risque de néphrotoxicité induite par le contraste, diluez l’agent de contraste iodé dans une solution 1:1 avec une solution saline normale. Tabulez la posologie pour tous les animaux afin d’assurer un dosage équivalent. - Identifier les artères rénales, avancer manuellement le fil de guidage dans le cathéter de guidage.
- Placer le cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale gauche à travers l’artère carotide droite (Figure 1A).
- Placer le deuxième cathéter de guidage 5F JL4 dans l’artère rénale droite à travers l’artère fémorale gauche(figure 1A).
- Utilisez les fils guides pour diriger un cathéter de dilatation de l’angioplastie transluminale percutanée (PTA) 5F dans chaque artère rénale.
NOTE: Il est préférable de positionner le ballon au niveau de l’artère rénale proximale de manière à ce qu’aucune branche ou collatéral de l’artère rénale ne soit laissé patent après l’inflation du ballonnet. - Placez chaque cathéter à ballonnet en place et connectez une conduite de pression à chaque cathéter.
- Vérifiez la présence de formes d’onde d’impulsion artérielle dans le moniteur de pression pour assurer le positionnement correct du cathéter.
- Gonflez chaque ballon et visez une pression d’environ 2,5 atm à l’intérieur du ballon(figure 1B).
- Pour confirmer l’arrêt du flux sanguin vers les reins, observez l’aplatissement de la forme d’onde de pouls à l’extrémité du cathéter à ballonnet.
- Injecter un produit de contraste iodé (dilution 1:1) et vérifier toute opacification des vaisseaux rénaux.
REMARQUE: Il est également possible de remplir le ballon avec un agent de contraste iodé pour la visualisation du ballon gonflé. Cependant, cette méthode n’est pas aussi sensible que l’aplatissement de la forme d’onde d’impulsion pour confirmer l’occlusion des artères rénales. - Après 60 min d’occlusion, dégonfler soigneusement et retirer les cathéters de ballonnet des artères rénales.
- Effectuer une angiographie (à l’aide d’un produit de contraste dilué 1:1) pour confirmer la perméabilité de l’artère rénale et l’établissement d’une ré-perfusion rénale(figure 1C).
- Retirez la gaine d’angiographie 5F de l’artère fémorale gauche.
- Appliquer une pression ferme sur le site du cathétérisme pendant 30 min.
- Inverser l’effet de l’héparine par l’administration de protamine (3 mg/kg) jusqu’à ce que l’ACT se normalise.
- Pour prélever de l’urine pendant la période postopératoire, fixez un tube au cathéter de Foley avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu sur la peau.
- Laissez les gaines d’angiographie dans l’artère carotide droite et la veine jugulaire droite en place et fixez-les avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point interrompu pour permettre le prélèvement sanguin tout au long de l’étude.
- Fermez l’incision du cou avec une suture de soie 2-0 à l’aide d’un point continu en 2 couches.
- Administrer de la bupivacaïne (3 mg/kg) au site d’incision afin de minimiser la douleur.
- Continuer d’hydrater l’animal avec 0,9 % de NaCl à 5 mL/kg/h pendant un total de 2 h suivant la fin de l’ischémie.
- Placez un timbre de fentanyl (25-50 μg/h) sur le dos de l’animal pour minimiser la douleur postopératoire.
- Administrer une injection intramusculaire de buprénorphine (0,005-0,1 mg/kg) pour minimiser la douleur postopératoire.
- Surveillez l’animal et maintenez-le sur ventilation mécanique jusqu’à ce qu’il se réveiller.
4. Rétablissement des animaux
- Après le réveil, logez l’animal dans une pièce à température contrôlée.
- Continuez à tourner l’animal d’un côté latéral à l’autre jusqu’à ce qu’il retrouve la pleine conscience et la capacité de se damoler.
- Fournir de l’eau et de la nourriture ad libitum.
5. Évaluation fonctionnelle
- Prélever le sang et les échantillons d’urine selon le protocole souhaité.
REMARQUE: Dans cette étude, les points de temps suivants ont été désignés : ligne de base (1 h suivant le déclenchement du protocole d’hydratation et avant occlusion des artères rénales), fin de l’ischémie, et ré-perfusion (2 h, 6 h, 24 h). - Prélever les échantillons de sang artériel et veineux. Conservez-les dans des vacutainers enduits d’héparine de lithium ou d’EDTA pour une analyse ultérieure.
REMARQUE: Prélever le sang directement des cathéters de l’artère carotide et de la veine jugulaire. - Prélever les échantillons d’urine du cathéter de Foley et les entreposer dans des tubes de 15 mL aux fins d’analyse.
REMARQUE: Recueillir l’urine du sac de drainage relié au cathéter de Foley. - Pour déterminer la production d’urine, videz le sac de drainage et collectez l’urine pendant 1 h.
REMARQUE: Pour le point de temps de 6 h auquel un sac de drainage n’est pas connecté au cathéter de Foley, fermez le tube connecté au cathéter de Foley pendant 30 min, puis collectez l’urine avec une seringue de 60 mL pour déterminer la sortie d’urine.
6. Euthanasie
- Après la fin de la période de reperfusion, effectuer une anesthésie et surveiller comme décrit ci-dessus.
- Poursuivre l’hydratation avec 0,9 % de NaCl à 5 mL/kg/h.
- Utilisez les cathéters artériels et veineux pour le prélèvement sanguin et le cathéter Foley pour déterminer la production d’urine. Prélever les échantillons finaux de sang et d’urine et calculer le rendement urinaire.
- Effectuer une incision de laparotomie de la ligne médiane de 15 cm à l’aide d’une lame de taille 10 du xiphoïde jusqu’au milieu du bassin.
- Utilisez un rétracteur latéral droit pour rétracter la peau abdominale.
- Disséquer les attachements péritonéaux latéraux du mur abdominal pour exposer le retroperitoneum droit et gauche.
- Identifier et disséquer brutalement les artères rénales et les veines.
- Ligate les artères rénales et les veines avec une suture de soie 2-0 et effectuer des néphrectomies bilatérales pour recueillir des spécimens entiers de tissu pour l’analyse histologique et métabolique.
- Euthanasier l’animal avec la méthode d’euthanasie préférée (p. ex. exsanguination, pentobarbital)
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Representative Results
Analyse fonctionnelle
Les résultats représentatifs de cette étude proviennent de 6 animaux et les données présentées sont moyennes ±'erreur type de la moyenne. La fonction rénale est évaluée en déterminant la production d’urine, le taux de filtration glomérulaire estimé (DFGe), la créatine de plasma, et l’azote d’urée de sang (BUN). Les biomarqueurs de la fonction rénale sont évalués à l’aide d’un analyseur chimique portable. Le DFGe est calculé selon la formule suivante : DFGe = 1,879 × p.c.1,092/PCr0,6 (p.c. : poids corporel en kg; PCr: créatinine plasmatique en mg/dl)10,11.
Après la minute 60 de l’occlusion bilatérale d’artère rénale, le rendement d’urine a été sensiblement diminué de 3.6 mL/kg/h ± 0.5 mL/kg/h à 0.2 mL/kg/h ± 0.1 mL/kg/h (p < 0.01). Cette diminution est demeurée significative à 6 h (1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h ; p = 0,02 contre la ligne de base) et à 24 h (1,3 mL/kg/h ± 0,4 mL/kg/h ; p = 0,02 contre la ligne de base) après ré-perfusion. De même, on a observé une diminution significative du DFGe, qui est passé de 2,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h au départ à 1,7 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) à la fin de l’ischémie et à 1,5 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001), 1,2 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) et 0,9 mL/kg/h ± 0,1 mL/kg/h (p < 0,001) à 2 h, 6 h et 24 h de réperfusion, respectivement(figure 2A-B).
La créatinine de plasma a été sensiblement augmentée à 2 h (2,7 mg/dl ± 0,2 mg/dl ; p < 0,01), 6 h (3,7 mg/dl ± 0,3 mg/dl ; p < 0,001) et 24 h (5,6 mg/dl ± 0,7 mg/dl ; p < 0,001) de ré-perfusion comparée à la ligne de base (1,1 mg/dl ± 0,1 mg/dl). BUN était 6,5 mg/dl ± 0,8 mg/dl à la ligne de base et a augmenté à 17,8 mg/dl ± 3,3 mg/dl (p < 0,001) et 36,2 mg/dl ± 2,9 mg/dl (p < 0,001) à 6 h et 24 h de ré-perfusion, respectivement(figure 2C-D).
Anatomie brute et histologie
Il y avait des secteurs nécrotiques et hémorragiques évidents qui ont été inégalement distribués dans les deux reins à la fin de la minute 60 de l’ischémie rénale bilatérale et des 24 h de la ré-perfusion(figure 3A). Masson' la souillure trichrome de s a indiqué la nécrose coagulative confluente qui a été située aux tubules proximaux du cortex rénal. (Figure 3B). Des sections en plastique incorporées (1 μm) ont également été évaluées, car elles fournissent des détails importants sur l’histologie(figure 3C). Tous masson' des glissières trichromes de s ont été évaluées pour la nécrose de cellules, la perte de frontière de brosse, la formation de fonte, et la dilatation de tubule. Ensuite, un système de notation semi-quantitatif pour la nécrose tubulaire aiguë (ATN) a été mis en œuvre comme suit: 0 si aucun; 1 si moins de 10 %; 2 si entre 11% et 25%; 3 si entre 26% et 45%; 4 si entre 46% et 75%; et 5 si plus de 76 %. La notation d’ATN a montré des dommages significatifs dans le cortex rénal (score de 4,5 ± 0,3) et des dommages considérables dans la médulle (score de 2,7 ± 0,4).
Figure 1. Description du modèle expérimental. (A) Les femelles du Yorkshire (40-60 kg) ont été sédées et intubées. L’artère fémorale gauche et l’artère carotide droite ont été cathétérisées avec une gaine d’angiographie 5F. De bonnes lignes veineuses jugulaires et un cathéter urinaire de Foley ont été également placés. La cathéterisation sélective des artères rénales a été exécutée utilisant un guide-cathéter polyvalent 5F. (B) L’occlusion des artères rénales a été exécutée utilisant un cathéter percutané de dilatation de l’angioplastie transluminale 5F (Pta) gonflé dans la partie proximale de l’artère rénale, occluant totalement le flux sanguin aux reins pendant la minute 60. La confirmation de l’occlusion a été acquise par l’injection de l’opacifiant iodé dans l’aorte et en vérifiant n’importe quel opacification des navires des reins. (C) Après la minute 60 de l’occlusion, les ballons ont été dégonflés et soigneusement enlevés. L’angiographie a été exécutée pour confirmer l’état ouvert d’artère rénale et l’établissement de la ré-perfusion rénale. Les animaux ont ensuite été autorisés à reperfuse les reins dans des conditions physiologiques pour les 24 h suivantes et ont ensuite été euthanasiés. Des prises de sang et d’urine ont été rassemblées juste avant et après l’ischémie rénale bilatérale, à 2, 6, et 24 h après occlusion (points de temps indiqués avec des triangles). Ce chiffre a été modifié à partir de Doulamis et al11. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 2. Fonction rénale avant et après des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion. (A) Production d’urine; B) Taux de filtration glomérulaire estimé (DFGe); (C) Créatinine plasmatique et (D) Azote uréique sanguin (BUN). Tous les résultats sont présentés sous forme de moyenne et d’écart type pour chaque point temporel. Une diminution significative peut être vue dans le rendement d’urine et l’eGFR après des dommages d’ischémie-ré-perfusion. En conséquence, une augmentation significative est notée dans la créatinine plasmatique et BUN. Les données ont été analysées par des mesures répétées bidirectionnelles ANOVA avec le taux de fausses découvertes de Benjamini et Hochberg (n = 6). *p < 0,05 par rapport à la ligne de base; **p < 0,01 vs base de référence; p < 0,001 vs ligne de base. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 3. Anatomie brute de rein et dommages rénaux de tissu à 24 heures de ré-perfusion suivant des dommages rénaux d’ischémie-ré-perfusion. (A) Anatomie brute du rein gauche montrant des secteurs pâles indicatifs de l’infarctus et des secteurs hémorragiques rouges suivant la minute 60 de l’occlusion bilatérale d’artère rénale et de 24 h de la ré-perfusion. (B) Le cortex rénal du véhicule montre la nécrose coagulative étendue des tubules principalement proximaux, après 60 minutes d’ischémie et 24 h de ré-perfusion (Masson' Trichrome de s, grossissement original 20x). (C) Ces sections en plastique de 1 μm (araldite-épon) encastrées démontrent plus en détail la nécrose tubulaire confluente constituée principalement de matrices avec gonflement et changements dégénératifs des organites (bleu de toluidine, grossissement d’origine 40x). Barre d’échelle = 200 μm. Ce chiffre a été modifié à partir de Doulamis et al11. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
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Discussion
L’IRA est un trouble clinique courant affectant jusqu’à 50% des patients adultes hospitalisés dans le monde6,12. Un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour étudier plus avant la pathophysiologie de la maladie et des cibles thérapeutiques potentielles. Bien qu’il existe plusieurs modèles murins reproduisant l’IRA, ceux-ci n’imitent pas complètement leurs scénarios cliniques respectifs et l’anatomie du rein humain. Cette étude propose un modèle porcin cliniquement pertinent pour permettre la traduction chez l’homme13.
Ici, le protocole décrit une approche percutanée qui est non seulement médicalement appropriée mais minimise également la réponse inflammatoire et le risque d’infection qui accompagne une approche ouverte. Il convient également de souligner qu’un protocole d’hydratation cohérent devrait être utilisé pour tous les animaux afin d’obtenir un contrôle hémodynamique optimal et d’éviter l’hypoperfusion rénale11. Cela peut être facilement fait lorsque l’animal est anesthésié, mais ne peut pas toujours être effectué avec précision pendant la période de récupération lorsque de l’eau est fournie ad libitum.
L’opacifiant iodé doit être utilisé avec prudence afin d’éviter la néphrotoxicité induite par le contraste. Cela peut être réalisé par dilution 1:1 ou 1:2 avec une solution saline normale. Dans cette étude, nous avons utilisé une dose 10 fois inférieure au seuil de sécurité estimé pour l’homme (3,33 mL/kg)9,14.
Entre autres, l’étude utilise le DFGe pour l’évaluation de la fonction rénale basée sur une formule tenant compte du poids corporel et des niveaux plasmatiques de créatinine10,11. Il convient de noter que bien que l’utilisation de l’inuline pour la détermination de GFR ait été précédemment documentée, son utilisation a été reportée dans le protocole courant dû à la réaction vasospastic hypotensive grave après infusion d’inuline. Cela peut être évité en utilisant des stéroïdes ou de l’épinéphrine avant l’administration d’inuline. Cependant, l’utilisation de ces médicaments peut ne pas être appropriée selon chaque plan d’étude. Pour cette raison, une formule validée pour estimer le DFGe en fonction de la créatinine plasmatique et du poids corporel a été utilisée11. Une autre façon de déterminer le DFG serait d’utiliser la formule: (créatinine urinaire x débit urinaire) / (créatinine plasmatique x poids des reins).
Pour l’évaluation du score ATN, l’utilisation de la coloration trichrome de Masson est préférable à la coloration conventionnelle à l’hématoxyline et à l’éosine, car elle peut mieux tracer les lésions tissulaires. Une autre alternative peut être l’utilisation de sections en plastique intégrées, qui fournissent plus de détails car elles permettent un tranchage plus mince de l’échantillon11. Ce modèle préclinique d’IRA peut être utilisé pour imiter plusieurs scénarios cliniques tels que la transplantation rénale, l’hypoperfusion rénale à la suite d’un choc cardiogénique (par exemple, infarctus du myocarde, rupture d’anévrisme, dissection aortique), les procédures transcathéter à haut risque d’ischémie rénale et les procédures cardiovasculaires avec des temps d’arrêt cardiocirculatoire prolongés.
Cette étude présente certaines limites. L’étude n’a utilisé que des animaux femelles. Cela a été fait pour réduire les effets possibles liés au cathétérisme urinaire, qui est moins traumatisant chez les femmes que chez les hommes. En plus de cette limitation, l’étude a utilisé des animaux jeunes et par ailleurs en bonne santé, éliminant ainsi les variables confusionnelles qui peuvent être liées à des maladies coexistantes. En conclusion, la présente étude décrit un grand modèle animal hautement reproductible d’IRI rénaux, qui peut être utilisé pour réduire le fardeau de l’IRA.
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Disclosures
Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.
Acknowledgments
Nous tenons à remercier le Dr Arthur Nedder pour son aide et ses conseils. Ce travail a été soutenu par le Prix de l’innovation du président Richard A. et Susan F. Smith, Michael B. Klein and Family, la Sidman Family Foundation, la Michael B. Rukin Charitable Foundation, le Kenneth C. Griffin Charitable Research Fund et le Boston Investment Council.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.9% sodium chloride injection, usp, 100 ml viaflex plastic container | Baxter | 2B1302 | For animal hydration |
| Agent contrast 100.0ml injection media btl ioversal 74% | CARDINAL HEALTH | 133311 | For visualizing the vasculature |
| Bard Bardia Closed System Urinary Drainage Bag | BARD Inc | 802001 | For urine collection |
| BD Vacutainer K2 EDTA | BD | 367841 | For blood sample storage |
| BD Vacutainer Lithium Heparin | BD | 366667 | For blood sample storage |
| Betadine | Henry Schein | 6906950 | For skin disinfection |
| Bookwalker retractor | Codman | For skin retraction | |
| Bupivacaine 0.25% | Hospira | Administer at incision site for analgesia | |
| Buprenorphine SR | Zoo Pharm | 10mg/ml bottle, Dose: 0.2mg/kg SC | |
| Cath angio 5.0 Fr x100.0 cm 0.038 in JR4 | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 7523-21 | For identification of the renal arteries |
| Cuffed endotracheal tube | Emdamed | To establish a secure airway for the duration of the operation | |
| EKG Medtronics- Physiocontrol LifePak 20 Oxygen saturation monitor | GE Healthcare Madison WI | For oxygen saturation monitoring | |
| Encore 26 inflator | BOSTON SCIENTIFIC | 710113 | For inflating the balloon catheters |
| Ethanol 95% (Ethyl alcohol) | Henry Schein | For skin disinfection | |
| Fentanyl patch | Mylan | Dose: 25-50mcg/hr, TD | |
| Gold silicone coated Foley | TELEFLEX MEDICAL INC | 180730160 | For urine collection |
| Heparin sodium | LEO Pharma A/S | Dose: 200 IU/kg IV | |
| i33 ultrasound machine | Phillips | Use ultrasonographic guidance for femoral catherization if necessary | |
| Inqwire diagnostic guide wire - 0.035" (0.89 mm) - 260 cm (102") - 1.5 mm j-tip | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | 6609-33 | For guiding the balloon catheters to the renal arteries |
| Intravenous catheter, size 20 gauge | Santa Cruz Biotechnology | Inc SC-360097 | For fluid administration |
| Isoflurane | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 21283620 | Dose: 3%, INH |
| Metzenbaum blunt curved 14.5 cm - 5(3/4)" | Rudolf Medical | RU-1311-14M | For tissue dissection and cutting |
| Neonatal disposable transducer kit with 30ml/hr flush device and double 4-way stopcocks for continuous monitoring | Argon Medical | 041588505A | For pressure measurement |
| Powerflex pro PTA dilatation catheter 6 x 20 mm - shaft length (135cm) | CARDINAL HEALTH | 4400602X | For occlusion of the renal arteries |
| Pressure monitoring lines mll/mll - 12" clear, mll/mll | Smiths Medical | B1571/MX571 | For pressure measurement |
| Procedure pack | Molnlycke Health Care | 97027809 | Surgical drape, gauze pads, syringes, beaker etc |
| Protamine | Henry Schein | 1044148 | For heparin reversal |
| Scalpel blade - size #10 | Cardinal Health (Allegiance) | 32295-010 | For the skin incisions |
| Stopcock iv 4 way lrg bore rotg male ll adptr strl | Peoplesoft | 1550 | For connecting tubings |
| Straight lateral retractor | Codman | For skin retraction | |
| Suture perma hnd 18in 2-0 braid silk blk | CARDINAL HEALTH 1 | A185H | For suturing incision site and securing catheters |
| Syringe contrast injection 10ml fixed male luer red | MERIT MEDICAL SYSTEM INC | MSS111-R | To administer the contrast agent |
| Syringe medical 60ml ll plst strl ltx free disp | CARDINAL HEALTH 1 | BF309653 | For urine collection and flushing of the angiocath |
| Tilzolan (tiletamine/zolazepam) | Patterson Veterinary Supply, Inc. | 07-893-1467 | Dose: 4-6 mg/kg, IM |
| Xylazine | Putney, INC | Dose: 1.1-2.2 mg/kg, IM |
References
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