Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Biology
Click here for the English version

Biology

Évaluation du risque agrochimique pour les reines d’abeilles mellifères accouplées

Published: March 3, 2021 doi: 10.3791/62316
Automatic Translation
1, 2, 2, 2,3,4
1Invasive Species and Pollinator Health Research Unit, USDA-ARS, 2Carl R. Woese Institute for Genomic Biology, University of Illinois at Urbana-Champaign, 3Neuroscience Program, University of Illinois at Urbana-Champaign, 4Department of Entomology, University of Illinois at Urbana-Champaign

Summary

Ce protocole a été développé pour améliorer la compréhension de la façon dont les produits agrochimiques affectent la reproduction desabeilles mellifères (Apis mellifera)en établissant des méthodes pour exposer les reines des abeilles mellifères et leurs soignants travailleurs aux produits agrochimiques dans un laboratoire contrôlé et en surveillant attentivement leurs réponses pertinentes.

Abstract

Les stratégies actuelles d’évaluation des risques pour les abeilles mellifères reposent fortement sur des tests de laboratoire effectués sur des abeilles ouvrières adultes ou immatures, mais ces méthodes peuvent ne pas saisir avec précision les effets de l’exposition agrochimique sur les reines d’abeilles mellifères. En tant que seule productrice d’œufs fécondés à l’intérieur d’une colonie d’abeilles mellifères, la reine est sans doute le membre le plus important d’une unité de colonie fonctionnelle. Par conséquent, comprendre comment les produits agrochimiques affectent la santé et la productivité des reines devrait être considéré comme un aspect essentiel de l’évaluation des risques liés aux pesticides. Ici, une méthode adaptée est présentée pour exposer les reines d’abeilles mellifères et les préposées ouvrières à des facteurs de stress agrochimiques administrés par le biais d’un régime alimentaire de travailleurs, suivie d’un suivi de la production d’œufs en laboratoire et d’une évaluation de l’éclosion du premier stade à l’aide d’une cage spécialisée, appelée cage de surveillance des reines. Pour illustrer l’utilisation prévue de la méthode, les résultats d’une expérience dans laquelle les préposées ouvrières ont été nourries avec un régime contenant des doses sublétales d’imidaclopride et les effets sur les reines ont été surveillés sont décrits.

Introduction

En raison de la demande mondiale accrue de produits agricoles, les pratiques agricoles modernes nécessitent souvent l’utilisation de produits agrochimiques pour lutter contre de nombreux ravageurs connus pour réduire ou nuire aux rendements des cultures1. Simultanément, les producteurs de nombreuses cultures de fruits, de légumes et de noix comptent sur les services de pollinisation fournis par les colonies commerciales d’abeilles mellifères pour assurer des rendements abondants2. Ces pratiques peuvent entraîner l’exposition des pollinisateurs, y compris les abeilles mellifères (Apis mellifera), à des niveaux nocifs de résidus de pesticides3. Dans le même temps, la présence généralisée d’infestations parasites d’acariens Varroa destructor dans les colonies d’abeilles mellifères oblige souvent les apiculteurs à traiter leurs ruches avec des acaricides, ce qui peut également avoir des effets négatifs sur la santé et la longévité de la colonie4,5,6. Pour réduire et atténuer les effets nocifs des produits agrochimiques, il est nécessaire d’évaluer pleinement leur sécurité pour les abeilles mellifères avant leur mise en œuvre afin que des recommandations pour leur utilisation puissent être faites pour protéger les insectes utiles.

À l’heure actuelle, l’Agence de protection de l’environnement (EPA) s’appuie sur une stratégie d’évaluation des risques à plusieurs niveaux pour l’exposition des abeilles mellifères aux pesticides, qui comprend des tests de laboratoire sur des abeilles adultes et parfois des larves d’abeillesmellifères 7. Si les essais en laboratoire de niveau inférieur ne parviennent pas à atténuer les préoccupations de toxicité, des essais sur le terrain et sur semi-terrain de niveau supérieur peuvent être recommandés. Bien que ces tests de laboratoire fournissent des informations précieuses sur les effets potentiels des produits agrochimiques sur la longévité des travailleurs, ils ne sont pas nécessairement prédictifs de leurs effets sur les reines, qui diffèrent considérablement des ouvrières biologiquement8 et comportementalement9. En outre, il existe de nombreux effets potentiels des produits agrochimiques sur les insectes au-delà de la mortalité, ce qui peut avoir des conséquences considérables pour les insectes sociaux qui dépendent de comportements coordonnés pour fonctionner comme une unité de colonie10,11.

Bien que la mortalité soit l’effet le plus couramment considéré des pesticides agrochimiques12,ces produits peuvent avoir un large éventail d’effets sur les arthropodes cibles et noncibles,y compris un comportement altéré13,14, 15,16, une répulsion ou une attractivité17,18,19, des changements dans les habitudes alimentaires20,21,22 , et a augmenté ou diminué la fécondité20,21,22,23,24,25. Pour les insectes sociaux, ces effets peuvent perturber systématiquement les interactions et les fonctions des colonies11. Parmi ces fonctions, la reproduction, qui dépend fortement d’une seule reine pondeuse soutenue par le reste de l’unité9de la colonie, peut être particulièrement vulnérable aux perturbations dues à l’exposition aux pesticides.

Des études réalisées sur des reines immatures ont démontré que l’exposition développementale aux acaricides peut affecter le comportement, la physiologie et la survie des reines adultes26,27. De même, des études utilisant des colonies de taille complète ou réduite ont démontré que les produits agrochimiques peuvent affecter les reines d’abeilles mellifères adultes en diminuant le succès d’accouplement28, diminuant la ponte29, et diminuant la viabilité des œufs produits25,30,31. Ces phénomènes étaient auparavant difficiles à observer sans l’utilisation de colonies entières, en grande partie en raison d’un manque de méthodes de laboratoire disponibles. Cependant, une méthode d’étude de la ponte des reines dans des conditions de laboratoire étroitement contrôlées à l’aide de cages de surveillance des reines (QMC)32 a récemment été adaptée pour examiner les effets des produits agrochimiques sur la fécondité des reines33. Ici, ces techniques sont décrites en détail ainsi que des méthodes supplémentaires pour mesurer et suivre la consommation alimentaire des travailleurs dans les QGC.

Ces méthodes sont plus avantageuses que les expériences nécessitant des colonies de taille normale car elles permettent l’administration de doses précises de produits agrochimiques à un nombre considérablement réduit de travailleurs par rapport aux dizaines de milliers généralement présents à l’intérieur d’une colonie34, qui approvisionnent ensuite la reine. Cette technique d’exposition reflète l’exposition de seconde main que les reines subiraient dans des scénarios réels car, au sein d’une colonie, les reines ne se nourrissent pas elles-mêmes et comptent sur les ouvrières pour leur fournir un régime alimentaire9. De même, les reines ne quittent généralement pas la ruche sauf pendant la reproduction de la colonie (essaimage) pour les vols d’accouplement35. Les reines d’abeilles accouplées peuvent être achetées auprès d’éleveurs de reines commerciaux et expédiées du jour au lendemain. En règle générale, les éleveurs de reines vendent des reines directement après avoir confirmé qu’elles ont commencé à pondre des œufs, ce qui est considéré comme une indication d’un accouplement réussi. Si des informations plus précises sur l’âge ou la parenté de la reine sont nécessaires, les chercheurs peuvent consulter l’éleveur de la reine avant de passer une commande.

Les QMC permettent une observation et une quantification précises des taux de ponte des reines d’abeilles mellifères et d’éclosion des œufs32,33, ce qui donne des données précieuses sur les effets de l’exposition agrochimique sur la fécondité des reines. Les résultats représentatifs présentés ici décrivent une expérience quantifiant la ponte, la consommation alimentaire et la viabilité embryonnaire dans les MCM sous exposition chronique à des concentrations pertinentes sur le terrain du neurotoxicant systémique néonicotinoïde imidaclopride36. Une fois appliqué, l’imidaclopride se transloque dans les tissus végétaux37, et des résidus ont été détectés le pollen et le nectar de nombreuses plantes pollinisées par les abeilles38,39,40. L’exposition à l’imidaclopride peut avoir un large éventail d’effets néfastes sur les abeilles mellifères, notamment une altération des performances de recherche de nourriture16, une altération de la fonction immunitaire41et une diminution des taux d’expansion et de survie descolonies 42,43. Ici, l’imidaclopride a été sélectionné pour être utilisé comme substance d’essai parce que des expériences sur le terrain ont montré qu’il peut affecter la ponte de la reine des abeilles mellifères29

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Assemblage QMC

  1. Assemblez les QGC à partir de pièces(Figure 1A)avec une seule plaque de ponte (PEL) insérée comme illustré à la Figure 1B. N’ajoutez pas de tubes d’alimentation avant que les travailleurs n’aient été ajoutés à la cage. Recouvrez temporairement les 4 trous d’alimentation avec du ruban adhésif de qualité laboratoire.
  2. Insérez l’excluseur de la reine et la porte de la chambre d’alimentation au-dessus de la chambre d’alimentation pour empêcher la reine d’entrer dans la chambre d’alimentation et de contacter le régime alimentaire traité. Voir Fine et al.32 pour plus de détails sur l’assemblage.
  3. Recueillir les cadres en rayon de cire contenant la couvée ouvrière coiffée des colonies d’abeilles mellifères 24 h avant l’éclosion adulte et les placer dans un incubateur (34,5 °C) à l’intérieur d’une boîte à couvain. 24 heures plus tard, brossez les abeilles écloses des cadres et dans un récipient ouvert qui a été tapissé d’une peinture barrière contre les insectes (p. ex., Fluon) pour empêcher les abeilles de ramper.
  4. Ajouter au moins 50 abeilles en poids (5 g ≈ 50 abeilles44,45) à la chambre de ponte de chaque QMC. Pour s’assurer qu’un pool génétique diversifié de travailleurs est représenté dans l’expérience, obtenez un nombre approximativement égal d’abeilles ouvrières d’au moins trois colonies et mélangez-les avant de les ajouter aux MCMC.
    REMARQUE: Les abeilles ouvrières nouvellement écloses de moins de 1 jour ne peuvent pas voler ou piquer en raison de leurs muscles de vol sous-développés et de leur cuticule non durcie. S’ils sont ajoutés à cet âge, il n’est pas nécessaire de les anesthésier avant la manipulation. Ils peuvent être pesés en ramassant doucement les abeilles du récipient à l’aide d’une petite tasse à mesurer de 1/4 tasse de volume et en les plaçant dans un deuxième récipient (tapissé de peinture barrière contre les insectes, par exemple Fluon) qui a été goudronné sur une balance. La superficie des cadres couverts par la couvée coiffée devrait être à peu près égale pour s’assurer que les colonies sources sont également représentées dans les populations de travailleurs du CQM. L’homogénéisation des abeilles ouvrières peut être réalisée en brossant les abeilles nouvellement écloses à partir de cadres prélevés dans toutes les colonies dans le même récipient et en leur permettant de se mélanger pendant 5 minutes avant de les ajouter aux QGC.
  5. Ajouter les mangeoires contenant une solution de saccharose, de l’eau et un supplément de pollen (voir rubrique 2).
  6. Exposez les reines accouplées individuelles au gaz CO2 pour stimuler la ponte46 et faciliter le transfert dans QMC.
    1. Utilisez des reines achetées auprès d’un éleveur commercial dans les 48 heures suivant leur réception. Pendant que la reine est encore à l’intérieur de la cage d’expédition, placez-la dans un sac en plastique transparent. Placez une extrémité d’un tube en plastique relié à un cannister de gaz CO2 à l’intérieur du sac et ouvrez doucement la vanne de cannister pour permettre au gaz CO2 de s’écouler.
    2. Lorsque le sac a été gonflé avec du gaz, fermez simultanément la vanne du cannister et maintenez le sac fermé pour piéger le gaz à l’intérieur. Gardez le sac fermé pendant 30 s ou jusqu’à ce que la reine ait cessé de bouger. Retirez la reine et ouvrez la cage d’expédition une fois qu’elle est observée comme inconsciente.
  7. Ouvrez partiellement la porte de la chambre de ponte, placez doucement la reine inconsciente à l’intérieur et fermez le couvercle, en prenant soin de ne pas écraser la reine ou les ouvrières à l’intérieur. Ajouter la deuxième plaque de ponte à chaque QMC comme illustré à la figure 1C. Placez un morceau de ruban adhésif de laboratoire sur le dessus des deux PEL pour les empêcher de se séparer du cadre QMC et empêcher les travailleurs de sortir de la cage.
  8. Placez les cages dans un incubateur sombre avec des conditions environnementales stables de 34 ± 0,5 ° C et 60% ± 10% d’humidité relative, comme les conditions à l’intérieur d’une colonie normale.

Figure 1
Graphique 1. R : QMC démonté. B: QMC partiellement assemblé avec 1 ELP inséré. C: QMC entièrement assemblé avec 2 PEL. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Préparer et administrer des régimes alimentaires contenant des produits agrochimiques

  1. Pour préparer 1000 g de solution de saccharose à 50% (g/g), placez une barre d’agitation dans le fond d’un flacon de réactif en verre propre de 1 L. Ajouter 500 g de saccharose et 500 mL d’eau désionisée. Dévissez le couvercle de la bouteille et utilisez une plaque d’agitation chauffée réglée à feu doux pour mélanger la solution jusqu’à ce que tout le saccharose soit dissous. Laisser refroidir la solution à température ambiante avant d’ajouter les solutions mères agrochimiques.
  2. Préparer les solutions mères de produits agrochimiques dans un solvant approprié, tel que l’acétone, à une concentration qui peut être ajoutée à l’alimentation pour atteindre la concentration finale souhaitée de l’agrochimie d’intérêt.
    NOTE: Lors de l’utilisation de l’acétone comme solvant pour véhicule, les lignes directrices de l’Organisation de coopération et de développement économiques (OCDE) stipulent que la concentration finale d’acétone dans l’alimentation doit être de ≤ 5% pour les essais de toxicité orale chronique sur les abeilles mellifères adultes47. Cependant, certains solvants tels que la n-méthyl-2-pyrrolidone5, 31 et le diméthylsulfoxyde25 peuvent exercer des effets toxiques en dessous de cette concentration, il est donc recommandé de maintenir les concentrations de solvants aussi faibles que possible dans le régime de traitement. Selon le volume et le type de solvant utilisé, il peut être nécessaire d’inclure à la fois un groupe témoin des solvants et un groupe témoin négatif pour s’assurer que les effets potentiels dus à la toxicité des solvants sont détectés. Lors de l’utilisation de produits formulés, la quantité de produit utilisée doit être ajustée en fonction de la concentration présente dans la formulation. Selon la stabilité de l’agrochimique d’intérêt dans le solvant, les solutions mères peuvent être conservées jusqu’à 2 semaines à -20 °C.
  3. Sélectionner les doses sublétales en fonction des résultats de l’essai n° 245 de l’OCDE : Abeille mellifère (Apis mellifera L.),Essai de toxicité orale chronique (alimentation de 10 jours)47, et identifier la littérature pertinente en interrogeant la base de connaissances Ecotox48.
  4. Administrer les traitements agrochimiques dans une solution de saccharose, un supplément de pollen commercial (s’il est disponible sous forme de poudre), ou les deux. Préparez le régime expérimental pour une utilisation le jour même en ajoutant une quantité appropriée de solution mère à une solution de saccharose réfrigérée / à température ambiante à 50% (p / p). Bien mélanger en vortexant ou avec une barre d’agitation réglée à vitesse moyenne. Pour les suppléments de pollen, ajoutez la solution de saccharose lacée agrochimique au supplément en poudre au lieu du sirop selon les protocoles du fabricant, en veillant à ajuster le volume de la solution mère utilisée en fonction du poids final du régime pollinique. Voir le tableau 1 pour des exemples de calculs.
  5. Préparer les tubes d’alimentation à partir de tubes de microcentrifugation de 2 mL.
    1. Pour les mangeoires liquides, chauffez la pointe d’une aiguille de calibre 20 sur une plaque chauffante / cuisinière et perforez le fond du tube deux fois. Fermez le couvercle du tube et pipettez environ 1,5 mL de solution de saccharose ou d’eau à travers l’un des trous de perforation. Posez le tube avec le côté perforé vers le haut jusqu’à ce qu’il soit ajouté au QMC.
    2. Pour les mangeoires de suppléments de pollen, utilisez une lame de rasoir pour trancher le fond du tube. Fermez le couvercle et poussez une boule de 1 à 2 g de supplément de pollen dans le tube jusqu’à ce qu’il touche le couvercle.
  6. Enregistrez les poids d’alimentation avant de les placer dans les QGC. Ne conservez pas le régime alimentaire inutilisé à 4 °C pendant plus de 48 heures.
Concentration souhaitée Concentration souhaitée dans le véhicule de solvant Volume/masse final souhaité de solution de saccharose Voume de solution de stock Imidaclopride en solution mère Recette de solution de stock suggérée
Solution de saccharose 10 ppb (p/p) 0,05 % (v/v) 81,45 mL/100 g* 40,7 μL 0,001 mg/40,7 μL 0,02 mg/814 μL
Supplément de pollen 10 ppb (p/p) 10 g** 4,07 μL 0,0001 mg/4,07 μL 0,02 mg/814 μL
Solution de saccharose 50 ppb (p/f) 0,05 % (v/v) 78,5 mL/100 g* 40,7 μL 0,005 mg/40,7 μL 0,1 mg/814 μL
Supplément de pollen 50 ppb (p/f) 10 g** 4,07 μL 0,0005 mg/4,07 μL 0,1 mg/814 μL

Tableau 1 : Exemples de recettes pour une solution de saccharose traitée, un supplément de pollen et une solution mère. *Volume basé sur la densité d’une solution de saccharose à 50 % (p/p) (1,228 g/mL). **La densité du supplément de pollen variera en fonction du produit utilisé, mais si ce volume de solvant est utilisé, la concentration finale de solvant dans le supplément de pollen sera dans la plage souhaitée de ≤ 5% en volume.

3. Surveillance - Taux de production d’œufs

  1. Quantifiez la ponte 1 à 2 fois par jour le matin et/ou le soir. Commencez par retirer les MGC de l’incubateur pour vérifier la présence d’œufs.
    REMARQUE: Dans une expérience réussie, la production d’œufs commencera dans la plupart des GRGC de contrôle dans les 3 jours suivant l’assemblage initial de la cage. Ne sortez de l’incubateur qu’autant de GRQ de l’incubateur à la fois qui peuvent être vérifiés et alimentés dans les 10 minutes. Des périodes plus longues à l’extérieur de l’incubateur peuvent perturber la production d’œufs.
  2. Examinez le dos des PEL clairs pour les œufs. Si des œufs sont présents, retirez le panneau de porte devant la plaque d’intérêt. Retirez le ruban adhésif de l’autre côté des PEL et faites glisser soigneusement le panneau de porte entre le PEL et les abeilles à l’intérieur du QMC, en prenant soin de ne pas écraser les abeilles qui pourraient nettoyer les cellules des PEL.
  3. Une fois le panneau de porte en place, retirez le PEL, comptez et enregistrez le nombre d’œufs à l’intérieur des cellules du PEL. Retirez les œufs en tapotant le bord du PEL, côté cellule ouverte vers le bas, sur une surface dure (comme la lèvre d’un récipient à déchets). Une fois que les œufs tombent, remplacez le PEL vide dans le QMC. Retirez et remplacez délicatement le panneau de porte derrière le PEL à l’extérieur du QMC. Répétez l’opération si nécessaire avec le deuxième PEL et remplacez la bande sur le QMC lorsque vous avez terminé.
    NOTE: La production d’œufs diminue généralement et la mortalité augmente dans les MCMC après 2 semaines32,33, il est donc recommandé de conclure les expériences après 14 jours.

4. Surveillance - Consommation alimentaire

  1. Remplacez tous les aliments restants dans les mangeoires QMC par un régime fraîchement préparé tous les deux jours. Préparez de nouveaux tubes d’alimentation (y compris de l’eau) et pesez-les avant de retirer les QGC de l’incubateur pour surveillance. Remplacez tous les vieux tubes par de nouveaux et pesez les vieux tubes avant de vous débarrasser du régime non consommé. Comparez le poids final du tube d’alimentation et du régime non consommé au poids du même tube d’alimentation avant de le placer dans le QMC pour estimer la consommation alimentaire.
  2. Entre les jours où il est prévu de remplacer les mangeoires, vérifiez la consommation alimentaire une fois par jour (en même temps que lesQMC sont surveillés pour la production d’œufs) pour vous assurer que les mangeoires ne sont jamais vides. Si un tube d’alimentation est vide ou presque vide, retirez-le, remplissez-le, enregistrez le poids du tube avant et après et ajoutez la différence au total de consommation de régime sur 2 jours pour le QMC.

5. Surveillance - Viabilité des embryons

  1. À un moment choisi au cours d’une expérience QMC, retirez les PEL contenant des œufs fraîchement pondus du QMC conformément à l’étape 3,mais ne délogez pas les œufs du PEL.
  2. Couvrir le PEL avec un couvercle universel en microplaque et le placer à l’intérieur d’un dessiccateur avec une solution saturéedeK2 SO4 (150 g K2SO4 dans 1 L d’eau, conservé dans un plat peu profond).
    REMARQUE: Un peu de sel doit être visible au fond du plat après que le mélange soit arrivé à température dans l’incubateur.
  3. Gardez le dessiccateur dans un incubateur réglé à 34,5 °C, ce qui entraîne une humidité relative de 95% à l’intérieur du dessiccateur, similaire aux conditions utilisées par Collins49.
    REMARQUE: Presque tous les œufs éclosent dans les 72 ± 6 heures suivant leur ponte49, de sorte que les taux d’éclosion peuvent être évalués dès 78 heures après le retrait des PEL du CQ. Une larve en forme de « C » au fond de la cellule est révélatrice d’un éclosion réussi. Une certaine variation dans ce calendrier est possible si, par exemple, les œufs sont des drones et non des travailleurs50.

6. Échantillonnage des travailleurs

  1. Si les QGC ont été remplis de travailleurs en excès, échantillonnez les abeilles ouvrières à un moment choisi au cours de l’expérience pour évaluer les changements induits par le traitement dans leur physiologie. Effectuer les collectes en conjonction avec les activités quotidiennes d’alimentation et de comptage des œufs afin de minimiser le temps pendant lequel les MCGC sont à l’extérieur de l’incubateur.
  2. Avant l’échantillonnage, placez un panneau de porte entre un PEL et l’intérieur du QMC, puis retirez le PEL. Soulevez délicatement le panneau de porte à environ 0,5 cm de la base de la cage et retirez une abeille ouvrière de l’intérieur du QMC à l’aide d’une pince à épiler au poids plume. Pour empêcher les abeilles de s’échapper, couvrez des portions de l’ouverture de 0,5 cm avec un doigt ganté ou un morceau de coton si nécessaire.
  3. Conservez l’abeille prélevée pour une analyse de suivi et répétez ce processus jusqu’à ce que le nombre souhaité d’échantillons ait été prélevé. Pour l’analyse de l’expression génique, il est fortement recommandé de congeler les abeilles dans de l’azote liquide et de les stocker immédiatement à -80 °C51.

7. Mortalité des travailleurs

  1. Évaluer la mortalité des travailleurs au cours de l’expérience en comptant le nombre d’abeilles mortes au fond de la chambre d’alimentation et de la chambre de ponte. Effectuez cette évaluation en conjonction avec la quantification quotidienne de la ponte.
  2. À l’aide d’une pince, retirez soigneusement les abeilles mortes à travers les trous d’alimentation, en recouvrant le trou d’un doigt ganté ou d’un morceau de coton pendant que les pinces ne sont pas insérées.
  3. Retirez les abeilles mortes de la chambre de ponte en soulevant soigneusement le panneau de porte à environ 0,5 cm de la base de la cage et en insérant des pinces. Pour empêcher les abeilles de s’échapper, couvrez des portions de l’ouverture de 0,5 cm avec un doigt ganté ou un morceau de coton si nécessaire.
  4. Évaluer la mortalité des travailleurs à la fin de l’expérience en retirant et en comptant toutes les abeilles mortes des GRQ à l’aide des méthodes décrites précédemment avant d’euthanasier les abeilles restantes.
    REMARQUE: En l’absence d’abeilles ouvrières, les reines ne produiront pas d’œufs et mourront de faim dans les 24 heures. Par conséquent, si tous les travailleurs d’un QMC sont morts, le QMC doit être retiré de l’expérience. De même, si une reine meurt pendant l’expérience, le QMC doit être supprimé et les données doivent être censurées de manière appropriée.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

La production d’œufs a été surveillée dans des GRQ assemblés et entretenus comme décrit ci-dessus avec des observations une fois par jour de la production d’œufs et 15 cages par groupe de traitement. Des reines nouvellement accouplées de souche principalement carniolienne ont été achetées et expédiées pendant la nuit auprès d’un éleveur de reines, et les ouvrières d’abeilles mellifères ont été obtenues à partir de 3 colonies maintenues selon les méthodes commerciales standard au Bee Research Facility de l’Université de l’Illinois Urbana-Champaign. Ici, 4 groupes de traitement diététique ont été utilisés: 1) 50 ppb (g / g) imidaclopride dans une solution de saccharose et supplément de pollen (50 ppb - p + s), 2) 10 ppb d’imidaclopride dans une solution de saccharose et supplément de pollen (10 ppb - p + s), 3) 10 ppb d’imidaclopride dans le supplément de pollen seul (10 ppb - p), et 4) un groupe témoin ayant reçu un régime contenant un volume équivalent d’acétone que les groupes de traitement (CTRL).

Les changements liés au traitement dans le nombre quotidien d’œufs ont été évalués comme décrit dans Fine et al.32 avec des modifications mineures. En bref, un GEE log-linéaire de Poisson avec une structure matricielle de corrélation auto-régressive (AR-1) a été mis en œuvre pour évaluer les changements liés au traitement dans la production d’œufs au fil du temps. Ici, le temps (jour) était traité comme une variable continue et le traitement était catégorique. Des tests post-hoc du chi carré de Wald ont été utilisés pour déterminer la signification. Comme aucune ponte n’a été observée le jour 1 de l’expérience, ce jour a été exclu de l’analyse pour se conformer aux hypothèses du GEE. Les résultats de cette analyse sont présentés dans le tableau S1. La production quotidienne d’œufs était significativement plus faible dans les MCM dans le groupe de traitement 50 ppb p+s(χ 2= 43,99, p<0,001; Figure 2A).

Les différences dans le nombre total d’œufs produits dans les MCQ par traitement ont été analysées à l’aide d’un test post-hoc ANOVA et Tukey HSD unidirectionnel (Figure 3). Pour cette analyse, tout CQ retiré de l’expérience avant la fin de la période de surveillance de 14 jours en raison de la mort de la reine ou du travailleur a été exclu, ce qui a donné N = 13 chacun pour les groupes CTRL et 50 ppb - p + s, N = 14 pour 10 ppb - p et N = 15 pour 10 ppb - p + s. Un effet dose-dépendant a été observé pour les traitements administrés à la fois dans le saccharose et le pollen, la plus grande réduction de la production d’œufs par rapport au contrôle ayant été observée dans 50 ppb - p + s suivi de 10 ppb - p + s. Aucune différence dans le total des œufs produits n’a été observée entre CTRL et 10 ppb - p (F3,52= 17,95, p<0,001, Tukey HSD).

La consommation de supplément de pollen et d’eau a été enregistrée toutes les 48 heures pendant 10 jours, et la consommation de solution de saccharose a été enregistrée toutes les 48 heures pendant 12 jours. Les changements dans les taux de consommation alimentaire ont été évalués à l’aide d’EME distribués gaussiens avec les mêmes paramètres que ceux décrits ci-dessus(Figure 2B-D). Les résultats sont résumés dans le tableau S1. En bref, les taux quotidiens de consommation de saccharose ont considérablement augmenté au fur et à mesure que l’expérience progressait(χ 2= 6,03, p = 0,014), mais les taux de consommation de suppléments de pollen ont diminué(χ 2= 174,98, p<0,001). Des taux significativement plus élevés de consommation de pollen ont été observés lorsque l’imidaclopride était administré à 10 ppb dans le supplément de pollen seul(χ 2= 21,44, p<0,001) et significativement diminués lorsqu’il était administré à 10 ou 50 ppb dans le supplément de pollen et la solution de saccharose ensemble (10 ppb - p + s:χ 2= 6,59, p = 0,010; 50 ppb - p + s: χ2= 14,47, p = 0,0001).

Les œufs ont été prélevés dans des GRQ au jour 7 de l’expérience, et les changements dans le nombre d’œufs qui ont éclos avec succès après l’exposition maternelle à des traitements agrochimiques ont été évalués à l’aide d’un modèle mixte linéaire généralisé (GMLR) avec une distribution binomiale et une identité QMC traitées comme un effet aléatoire. L’exposition maternelle à l’imidaclopride administré à 10 ppb dans le pollen seul ou dans la solution de pollen et de saccharose n’a pas affecté les taux d’éclosion des œufs (10 ppb - p + s: Z = -0,139, p = 0,290; 10 ppb - p: Z = 0,182, p = 0,856). Les taux d’éclosion n’ont pas pu être évalués pour les œufs pondus par les reines dans les MCM dotés d’un régime alimentaire contenant 50 ppb d’imidaclopride en raison des faibles taux de production d’œufs dans ce groupe de traitement.

Pour ce travail, toutes les analyses statistiques ont été effectuées dans R Studio 1.2.5003 (Boston, MA, USA). Les figurines ont été préparées à l’aide de JMP Pro 15 et Photoshop CC 2019 (Adobe Inc., San Jose, CA). Les données sont disponibles dans le fichier supplémentaire S1.

Figure 2
Graphique 2. A: Moyenne ± d’œufs se par jour dans les QMC. B: Supplément de pollen moyen ± SE, C: solution de saccharose, D: et eau (g) consommée pendant des périodes de 48 heures dans les MCM. Importance des traitements (indiqués par « * ») déterminés par le GEE et le test post-hoc du chi carré de Wald. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3
Figure 3: Moyenne ± se somme des œufs pondus par traitement au cours de l’expérience. Signification (indiquée par lettres) déterminée par ANOVA et Tukey HSD test post hoc. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau S1 : Résultats des GEE analysant les changements dans les taux de ponte et la consommation alimentaire dans les MCQ au fil du temps. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Fichier supplémentaire S1 : Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier supplémentaire.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

La fécondité des insectes solitaires femelles ainsi que des reines dans les colonies d’insectes eusociaux peut être influencée par des facteurs de stress abiotiques tels que les produits agrochimiques25,28,29,30,33. Chez les abeilles mellifères, les effets des produits agrochimiques sur les reines peuvent être indirects, car ils peuvent se produire via des changements dans leurs soins et leur alimentation par les abeilles ouvrières. Nos résultats représentatifs, qui sont similaires à ceux rapportés dans une étude sur le terrain29, démontrent que les effets des produits agrochimiques sur la performance des reines peuvent être mesurés efficacement dans un environnement de laboratoire à l’aide de GRGC, générant des résultats comparables aux approches sur le terrain. En outre, ces résultats mettent en lumière l’influence de l’imidaclopride sur la consommation alimentaire des travailleurs et sur la viabilité des œufs.

L’imidaclopride a eu des effets négatifs évidents sur la production d’œufs lorsqu’il a été administré en solution de saccharose et en supplément de pollen ensemble. Ceci est similaire aux résultats rapportés à l’aide de ruches d’observation approvisionnées en sirop lacé d’imidaclopride et autorisées à se nourrir librement29. Cependant, ici, une réponse dose-dépendante a été observée, l’effet le plus prononcé ayant été observé dans les MCM approvisionnés en imidaclopride de 50 ppb par rapport à la concentration inférieure. Contrairement à ce qui a été rapporté pour les colonies de plein champ, ce groupe a connu un quasi-arrêt de la production d’œufs. Il convient de noter que toutes les concentrations, y compris 50 ppb, utilisées dans ce travail sont plus élevées que les résidus de pollen et de nectar généralement observés lorsque l’imidaclopride est appliqué comme traitement des semences et sont plus représentatives des résidus trouvés après les applications au sol40. Des exemples de plantes pertinentes comprennent les cucurbitacées et les plantes ornementales trouvées dans les paysages urbains29, et par conséquent, ces résultats doivent être interprétés dans ce contexte. De plus, les différences observées entre ces résultats et ceux générés à l’aide de colonies sur le terrain, où les résultats n’étaient pas aussi prononcés, même dans les groupes de traitement les plus élevés, suggèrent que, comme d’autres essais en laboratoire, les MCMC peuvent être plus sensibles que l’utilisation de colonies de taille normale52, ce qui devrait être pris en compte lors de l’interprétation des données.

Les travaux précédemment rapportés examinant la ponte avec exposition aux régulateurs de croissance des insectes (GRI) dans les GRQ n’ont pas révélé que les IGR entraînent une réduction des taux de ponte reine33,démontrant que la perturbation de la production d’œufs n’est pas une réponse uniforme au stress. Bien que les évaluations sur le terrain utilisant des colonies de taille normale puissent fournir une vision plus holistique des effets des produits agrochimiques sur la santé des colonies, ces résultats suggèrent que les MCMC ont le potentiel d’être utilisés comme outil pour identifier des produits chimiques comme l’imidaclopride qui peuvent affecter la ponte des reines d’abeilles mellifères. Lorsqu’elles sont utilisées dans le contexte d’une vaste stratégie d’évaluation des risques tenant compte des habitudes d’utilisation, des habitudes d’exposition et des effets sur d’autres paramètres de la santé des abeilles mellifères, les données sur la production d’œufs générées par les MCMC peuvent permettre de mieux comprendre les effets potentiels d’un produit agrochimique sur les colonies d’abeilles mellifères.

En plus de générer des données quantitatives sur la ponte, les GRQ peuvent être utilisés pour évaluer les tendances de la consommation alimentaire des travailleurs et les changements physiologiques. Ici, il a été démontré que 10 ppb d’imidaclopride dans le régime de pollen seul stimule la consommation de suppléments de pollen chez les travailleurs en présence d’une reine accouplée. Cet effet n’a pas été observé dans d’autres traitements diététiques lorsque les MCM ont été approvisionnés en imidaclopride dans le supplément de pollen et la solution de saccharose, même à la même concentration. Il convient de noter que des estimations plus précises du taux de consommation peuvent être obtenues en suivant la mortalité et en ajustant les mesures de la consommation alimentaire en fonction du nombre exact d’abeilles restant dans les QGC, mais si la mortalité est constamment faible d’un traitement à l’autre, certaines comparaisons peuvent être faites. L’écart entre les traitements dans la consommation de régime de pollen contenant la même concentration d’imidaclopride peut être lié à la différence de la dose totale plus élevée administrée aux abeilles lorsque l’imidaclopride est présent dans le saccharose et le supplément de pollen par rapport à lorsqu’il est présent dans le supplément de pollen seul.

À de faibles niveaux, il existe des preuves que les abeilles mellifères préfèrent les sources de nourriture contenant des pesticides néonicotinoïdes18, et il a été rapporté qu’elles présentaient une préférence similaire pour les ressources florales contenant de la nicotine53. Il a été suggéré que ces préférences pourraient être dues aux propriétés neuro-stimulantes de la nicotine et des néonicotinoïdes, qui activent les récepteurs nicotiniques de l’acétylcholinestérase54 exprimés dans des parties du cerveau des abeilles mellifères impliquées dans l’apprentissage et la mémoire55. Chez les tétranyques, l’imidaclopride stimule la consommation alimentaire, ce qui entraîne une augmentation de la ponte et de la fécondité22. Ici, les augmentations liées à l’imidaclopride de la consommation de suppléments de pollen n’étaient pas liées à l’augmentation de la ponte, et les effets de l’imidaclopride sur la physiologie des travailleurs dans ce travail restent à explorer. Cependant, comprendre la quantité d’un régime agrochimique que les abeilles à l’intérieur d’une colonie sont susceptibles de consommer, en particulier les travailleurs qui ont besoin de plus de pollen dans leur alimentation pour fournir activement une reine pondeuse56,peut aider à informer le risque d’un produit agrochimique à divers aspects de la performance de la colonie.

L’imidaclopride n’a pas entraîné de changements mesurables dans la viabilité de l’embryon, tel que mesuré par les taux d’éclosion dans les œufs prélevés dans les QGC approvisionnés en imidaclopride de 10 ppb dans le supplément de pollen seul ou dans le supplément de pollen et la solution de saccharose. Cela diffère des diminutions des taux d’éclosion des œufs signalées à la suite d’une exposition à l’IGG dans les MCQ33,ce qui démontre encore une fois que les MCM peuvent être utilisés pour examiner des aspects spécifiques et divers de la fécondité des reines. L’imidaclopride est très soluble dans l’eau et est probablement métabolisé et excrété par les abeilles différemment des produits agrochimiques plus liposolubles comme les IGR57, qui peuvent être éliminés de manière transovariée58,59,60,61dans une certaine mesure, entraînant des effets sur le développement embryonnaire. Alternativement, l’imidaclopride, qui est une neurotoxine36, peut ne pas affecter les embryons en développement de la même manière que les IGR, qui ciblent les voies associées au développement des insectes62.

Une question fréquemment posée par les chercheurs qui cherchent à comprendre les effets des produits agrochimiques sur la reproduction des abeilles mellifères est de savoir si les reines adultes, qui comptent sur les travailleurs pour lui fournir des sécrétions glandulaires comme nourriture9,63,sont directement exposées à des résidus agrochimiques. Cela n’a pas été exploré et n’est pas représenté dans les résultats rapportés ici. Cependant, les résidus agrochimiques dans les sécrétions glandulaires des travailleurs sont généralement considérablement réduits par rapport à ce dont les travailleurs sont approvisionnés dans les scénarios d’alimentation contrôlée des colonies64. De même, lorsque des colonies de taille normale ont été exposées à des concentrations d’imidaclopride qui ont entraîné une diminution de la ponte, aucun résidu n’a été détecté chez les reines29,ce qui suggère que les changements dans les taux de ponte observés dans les travaux référencés étaient dus à une exposition directe à des quantités infimes facilement excrétées, ou que les effets observés sur les reines étaient dus aux effets de l’imidaclopride sur les travailleurs chargés de prendre soin et de ravitailler la reine. La méthode présentée ici permet d’échantillonner des abeilles ouvrières connues pour avoir ingéré le régime alimentaire traité depuis l’éclosion adulte jusqu’au moment de l’échantillonnage. Les travaux de suivi examinant les effets de l’imidaclopride sur la physiologie des abeilles ouvrières échantillonnées à partir de l’expérience décrite aideront à élucider cette question.

En résumé, les méthodes présentées ici permettront aux chercheurs de mieux évaluer le risque des produits agrochimiques pour les abeilles mellifères en évaluant les paramètres liés à la fécondité, à la survie et au développement des abeilles mellifères. La technique décrite a le potentiel d’améliorer considérablement l’évaluation des risques agrochimiques en générant des données quantitatives relatives à la fécondité de la reine qui peuvent être difficiles et gourmandes en ressources à acquérir à l’aide d’expériences sur le terrain et sur le terrain. De plus, la présence d’une reine pondeuse ajoute du réalisme aux expériences effectuées sur de jeunes ouvrières, qui sont généralement les membres de la colonie responsables des soins et de l’alimentation de la reine9. En utilisant cette technique, les risques des produits agrochimiques sur la santé, la longévité et la performance des colonies d’abeilles mellifères peuvent être mieux prédits et atténués.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Acknowledgments

Merci à la Dre Amy Cash-Ahmed, à Nathanael J. Beach et à Alison L. Sankey pour leur aide dans la réalisation de ce travail. La mention de noms commerciaux ou de produits commerciaux dans cette publication a uniquement pour but de fournir des informations spécifiques et n’implique pas de recommandation ou d’approbation par le département de l’Agriculture des États-Unis. L’USDA est un fournisseur et un employeur d’égalité des chances. Cette recherche a été soutenue par une subvention de la Defense Advanced Research Projects Agency # HR0011-16-2-0019 à Gene E. Robinson et Huimin Zhao, le projet USDA 2030-21000-001-00-D, et l’expérience de recherche sur la plasticité phénotypique pour les étudiants des collèges communautaires de l’Université de l’Illinois à Urbana Champaign.

Materials

Name Company Catalog Number Comments
Fluon BioQuip, Rancho Dominguez, CA 2871A
Honey bee queens Olivarez Honey Bees, Orland, CA
Imidacloprid Sigma-Aldritch, St. Louis, MO 37894
MegaBee Powder MegaBee, San Dieago, CA
Microcentrifuge tubes 2 mL ThermoFisher Scientific, Waltham, MA 02-682-004
Needles 20 gauge W. W. Grainger, Lake Forest, IL 5FVK4
Potassium Sulfate Sigma-Aldritch, St. Louis, MO P0772
Queen Monitoring Cages University of Illinois Urbana-Champaign Patent application number: 20190350175
Sucrose Sigma-Aldritch, St. Louis, MO S8501
Universal Microplate Lids ThermoFisher Scientific, Waltham, MA 5500

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Hedlund, J., Longo, S. B., York, R. Agriculture, pesticide use, and economic development: A global examination (1990-2014). Rural Sociology. 85 (2), 519-544 (2020).
  2. Calderone, N. W. Insect pollinated crops, insect pollinators and US agriculture: Trend analysis of aggregate data for the period 1992-2009. PLOS ONE. 7 (5), 37235 (2012).
  3. Johnson, R. M., Ellis, M. D., Mullin, C. A., Frazier, M. Pesticides and honey bee toxicity - USA. Apidologie. 41 (3), 312-331 (2010).
  4. Walsh, E. M., Sweet, S., Knap, A., Ing, N., Rangel, J. Queen honey bee (Apis mellifera) pheromone and reproductive behavior are affected by pesticide exposure during development. Behavioral Ecology and Sociobiology. 74 (3), 33 (2020).
  5. Zhu, W., Schmehl, D. R., Mullin, C. A., Frazier, J. L. Four Common Pesticides, Their Mixtures and a Formulation Solvent in the Hive Environment Have High Oral Toxicity to Honey Bee Larvae. PLoS ONE. 9 (1), 77547 (2014).
  6. Fisher, A., Rangel, J. Exposure to pesticides during development negatively affects honey bee (Apis mellifera) drone sperm viability. PLoS ONE. 13 (12), 0208630 (2018).
  7. EPA. How we assess risks to pollinators. US EPA. , Available from: https://www.epa.gov/pollinator-protection/how-we-assess-risk-polliators (2013).
  8. Snodgrass, R. E. Anatomy of the honey bee. , Cornell University Press. (1956).
  9. Allen, M. D. The honeybee queen and her attendants. Animal Behaviour. 8 (3), 201-208 (1960).
  10. Hölldobler, B., Wilson, E. O. The superorganism: The beauty, elegance, and strangeness of insect societies. , W. W. Norton & Company. (2009).
  11. Berenbaum, M. R., Liao, L. -H. Honey bees and environmental stress: Toxicologic pathology of a superorganism. Toxicologic Pathology. 47 (8), 1076-1081 (2019).
  12. Yu, S. J. The toxicology and biochemistry of insecticides. , CRC Press. (2014).
  13. Ciarlo, T. J., Mullin, C. A., Frazier, J. L., Schmehl, D. R. Learning impairment in honey bees caused by agricultural spray adjuvants. PloS One. 7 (7), 40848 (2012).
  14. Fourrier, J., et al. Larval exposure to the juvenile hormone analog pyriproxyfen disrupts acceptance of and social behavior performance in adult honeybees. PLoS ONE. 10 (7), (2015).
  15. Morfin, N., Goodwin, P. H., Correa-Benitez, A., Guzman-Novoa, E. Sublethal exposure to clothianidin during the larval stage causes long-term impairment of hygienic and foraging behaviours of honey bees. Apidologie. 50 (5), 595-605 (2019).
  16. Colin, T., Meikle, W. G., Wu, X., Barron, A. B. Traces of a neonicotinoid induce precocious foraging and reduce foraging performance in honey bees. Environmental Science & Technology. 53 (14), 8252-8261 (2019).
  17. Liao, L. H., Wu, W. Y., Berenbaum, M. R. Behavioral responses of honey bees (Apis mellifera) to natural and synthetic xenobiotics in food. Scientific Reports. 7 (1), 1-8 (2017).
  18. Kessler, S. C., et al. Bees prefer foods containing neonicotinoid pesticides. Nature. 521 (7550), 74-76 (2015).
  19. Metcalf, R. L., Luckmann, W. H. Introduction to Insect Pest Management. , John Wiley & Sons. (1994).
  20. Duncan, J. Post-treatment effects of sublethal doses of dieldrin on the mosquito Aedes aegypti L. Annals of Applied Biology. 52 (1), 1-6 (1963).
  21. Haynes, K. F. Sublethal effects of neurotoxic insecticides on insect behavior. Annual Review of Entomology. 33 (1), 149-168 (1988).
  22. James, D. G., Price, T. S. Fecundity in twospotted spider mite (Acari: Tetranychidae) is increased by direct and systemic exposure to imidacloprid. Journal of Economic Entomology. 95 (4), 729-732 (2002).
  23. Hodjat, S. H. Effects of sublethal doses of insecticides and of diet and crowding on Dysdercus fasciatus Sign. (Hem., Pyrrhocoridae). Bulletin of Entomological Research. 60 (3), 367-378 (1971).
  24. Feng, W. B., Bong, L. J., Dai, S. M., Neoh, K. B. Effect of imidacloprid exposure on life history traits in the agricultural generalist predator Paederus beetle: Lack of fitness cost but strong hormetic effect and skewed sex ratio. Ecotoxicology and Environmental Safety. 174, 390-400 (2019).
  25. Milchreit, K., Ruhnke, H., Wegener, J., Bienefeld, K. Effects of an insect growth regulator and a solvent on honeybee (Apis mellifera L.) brood development and queen viability. Ecotoxicology. 25 (3), 530-537 (2016).
  26. Haarmann, T., Spivak, M., Weaver, D., Weaver, B., Glenn, T. Effects of fluvalinate and coumaphos on queen honey bees (Hymenoptera: Apidae) in two commercial queen rearing operations. Journal of Economic Entomology. 95 (1), 28-35 (2002).
  27. Pettis, J. S., Collins, A. M., Wilbanks, R., Feldlaufer, M. F. Effects of coumaphos on queen rearing in the honey bee, Apis mellifera. Apidologie. 35 (6), 605-610 (2004).
  28. Thompson, H. M., Wilkins, S., Battersby, A. H., Waite, R. J., Wilkinson, D. The effects of four insect growth-regulating (IGR) insecticides on honeybee (Apis mellifera L.) colony development, queen rearing and drone sperm production. Ecotoxicology. 14 (7), 757-769 (2005).
  29. Wu-Smart, J., Spivak, M. Sub-lethal effects of dietary neonicotinoid insecticide exposure on honey bee queen fecundity and colony development. Scientific Reports. 6 (1), 1-11 (2016).
  30. Chen, Y. W., Wu, P. S., Yang, E. C., Nai, Y. S., Huang, Z. Y. The impact of pyriproxyfen on the development of honey bee (Apis mellifera L.) colony in field. Journal of Asia-Pacific Entomology. 19 (3), 589-594 (2016).
  31. Fine, J. D., Mullin, C. A., Frazier, M. T., Reynolds, R. D. Field residues and effects of the insect growth regulator novaluron and its major co-formulant n-methyl-2-pyrrolidone on honey bee reproduction and development. Journal of Economic Entomology. 110 (5), 1993-2001 (2017).
  32. Fine, J. D., et al. Quantifying the effects of pollen nutrition on honey bee queen egg laying with a new laboratory system. PLoS ONE. 13 (9), 0203444 (2018).
  33. Fine, J. D. Evaluation and comparison of the effects of three insect growth regulators on honey bee queen oviposition and egg eclosion. Ecotoxicology and Environmental Safety. 205, 111142 (2020).
  34. The Colony and Its Organization. MAAREC - Mid Atlantic Apiculture Research & Extension Consortium. , Available from: https://agdev.anr.udel.edu/maarec/honey-bee-biology/the-colony-and-its-organization/ (2020).
  35. Winston, M. L. The biology of the honey bee. , Harvard University Press. (1991).
  36. Mullins, J. W. Pest control with enhanced environmental safety. Imidacloprid. 524, 183-198 (1993).
  37. Sur, R., Stork, A. Uptake, translocation and metabolism of imidacloprid in plants. Bulletin of Insectology. 56 (1), 35-40 (2003).
  38. Dively, G. P., Kamel, A. Insecticide residues in pollen and nectar of a cucurbit crop and their potential exposure to pollinators. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 60 (18), 4449-4456 (2012).
  39. Goulson, D. Review: An overview of the environmental risks posed by neonicotinoid insecticides. Journal of Applied Ecology. , 977-987 (2014).
  40. Krischik, V., Rogers, M., Gupta, G., Varshney, A. Soil-applied imidacloprid translocates to ornamental flowers and reduces survival of adult Coleomegilla maculata, Harmonia axyridis, and Hippodamia convergens lady beetles, and larval Danaus plexippus and Vanessa cardui butterflies. PLoS ONE. 10 (3), (2015).
  41. Prisco, G. D., et al. Neonicotinoid clothianidin adversely affects insect immunity and promotes replication of a viral pathogen in honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (46), 18466-18471 (2013).
  42. Dively, G. P., Embrey, M. S., Kamel, A., Hawthorne, D. J., Pettis, J. S. Assessment of chronic sublethal effects of imidacloprid on honey bee colony health. PLoS ONE. 10 (3), 01118748 (2015).
  43. Sandrock, C., Tanadini, M., Tanadini, L. G., Fauser-Misslin, A., Potts, S. G., Neumann, P. Impact of chronic neonicotinoid exposure on honeybee colony performance and queen supersedure. PLoS ONE. 9 (8), 103592 (2014).
  44. Brodschneider, R., Riessberger-Gallé, U., Crailsheim, K. Flight performance of artificially reared honeybees (Apis mellifera). Apidologie. 40 (4), 441-449 (2009).
  45. Harrison, J. M. Caste-specific changes in honeybee flight capacity. Physiological Zoology. 59 (2), 175-187 (1986).
  46. Mackensen, O. Effect of carbon dioxide on initial oviposition of artificially inseminated and virgin queen bees. Journal of Economic Entomology. 40 (3), 344-349 (1947).
  47. OECD. OECD Test No. 245: Honey bee (Apis Mellifera L.), chronic oral toxicity test (10-Day Feeding), OECD guidelines for the testing of chemicals, section 2. , OECD Publishing. Paris. (2017).
  48. ECOTOX Home. , Available from: https://cfpub.epa.gov/ecotox/ (2020).
  49. Collins, A. M. Variation in time of egg hatch by the honey bee, Apis mellifera (Hymenoptera: Apidae). Annals of the Entomological Society of America. 97 (1), 140-146 (2004).
  50. Santomauro, G., Engels, W. Sexing of newly hatched live larvae of the honey bee, Apis mellifera, allows the recognition of diploid drones. Apidologie. 33 (3), 283-288 (2002).
  51. Tang, W., Hu, Z., Muallem, H., Gulley, M. L. Quality assurance of RNA expression profiling in clinical laboratories. The Journal of Molecular Diagnostics JMD. 14 (1), 1-11 (2012).
  52. Henry, M., et al. Reconciling laboratory and field assessments of neonicotinoid toxicity to honeybees. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 282 (1819), (2015).
  53. Singaravelan, N., Nee'man, G., Inbar, M., Izhaki, I. Feeding responses of free-flying honeybees to secondary compounds mimicking floral nectars. Journal of Chemical Ecology. 31 (12), 2791-2804 (2005).
  54. Brown, L. A., Ihara, M., Buckingham, S. D., Matsuda, K., Sattelle, D. B. Neonicotinoid insecticides display partial and super agonist actions on native insect nicotinic acetylcholine receptors. Journal of Neurochemistry. 99 (2), 608-615 (2006).
  55. Dupuis, J. P., Gauthier, M., Raymond-Delpech, V. Expression patterns of nicotinic subunits α2, α7, α8, and β1 affect the kinetics and pharmacology of ACh-induced currents in adult bee olfactory neuropiles. Journal of Neurophysiology. 106 (4), 1604-1613 (2011).
  56. Crailsheim, K., et al. Pollen consumption and utilization in worker honeybees (Apis mellifera carnica): Dependence on individual age and function. Journal of Insect Physiology. 38 (6), 409-419 (1992).
  57. The Merck Index Online - chemicals, drugs and biologicals. , Available from: https://www.rsc.org/merck-index (2020).
  58. Trostanetsky, A., Kostyukovsky, M. Note: Transovarial activity of the chitin synthesis inhibitor novaluron on egg hatch and subsequent development of larvae of Tribolium castaneum. Phytoparasitica. 36 (1), 38-41 (2008).
  59. Medina, P., Smagghe, G., Budia, F., del Estal, P., Tirry, L., Viñuela, E. Significance of penetration, excretion, and transovarial uptake to toxicity of three insect growth regulators in predatory lacewing adults. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 51 (2), 91-101 (2002).
  60. Kim, S. H. S., Wise, J. C., Gökçe, A., Whalon, M. E. Novaluron causes reduced egg hatch after treating adult codling moths, Cydia pomenella: Support for transovarial transfer. Journal of Insect Science. 11, (2011).
  61. Joseph, S. V. Transovarial effects of insect growth regulators on Stephanitis pyrioides (Hemiptera: Tingidae). Pest Management Science. 75 (8), 2182-2187 (2019).
  62. Tasei, J. N. Effects of insect growth regulators on honey bees and non-Apis bees. A review. Apidologie. 32 (6), 527-545 (2001).
  63. Haydak, M. H. Honey Bee Nutrition. Annual Review of Entomology. 15 (1), 143-156 (1970).
  64. Böhme, F., Bischoff, G., Zebitz, C. P. W., Rosenkranz, P., Wallner, K. From field to food-will pesticide-contaminated pollen diet lead to a contamination of royal jelly. Apidologie. 49 (1), 112-119 (2018).

Tags

Biologie numéro 169
Évaluation du risque agrochimique pour les reines d’abeilles mellifères accouplées
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Fine, J. D., Torres, K. M., Martin,… More

Fine, J. D., Torres, K. M., Martin, J., Robinson, G. E. Assessing Agrochemical Risk to Mated Honey Bee Queens. J. Vis. Exp. (169), e62316, doi:10.3791/62316 (2021).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter